Artykuł metodologiczny

Projektowanie i standaryzacja modelu urazu żuchwy w celu badania regeneracji tkanek czaszkowo-twarzowych w modelu Ambystoma mexicanum

DOI:

10.3791/69895

⸱

24 kwietnia 2026

 , 
1Departamento de Estudios Básicos Integrados, Facultad de Odontología, Universidad de Antioquia, 2Grupo Genética, Regeneración y Cáncer, Facultad de Ciencias Exactas y Naturales, Universidad de Antioquia, 3Instituto de Biología, Universidad de Antioquia

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Celem niniejszej pracy było ujednolicenie bezpiecznego i powtarzalnego podejścia chirurgicznego do przeprowadzenia całkowitej poprzecznej amputacji żuchwy u Ambystoma mexicanum w celu badania regeneracji tkanki czaszkowo-twarzowej.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Układ czaszkowo-twarzowy jest obszarem anatomicznym, który u ludzi może być dotknięty wadami rozwojowymi, urazami i patologiami takimi jak rak, prowadzącymi do utraty dotkniętych tkanek. Stwarza to potrzebę poszukiwania strategii regeneracji tych utraconych tkanek. Promowane jest to poprzez badania mechanizmów komórkowych i molekularnych, które organizują reakcję regeneracyjną uszkodzonych struktur czaszkowo-twarzowych w gatunkach odzyskujących zdolności regeneracyjne, przy czym Ambystoma mexicanum (A. mexicanum) jest gatunkiem o dużym zainteresowaniu.

Zgodnie z powyższym, zaprojektowano i ujednolicono model reprodukowalnej chirurgicznej złamaniu w szczęce aksolotli w celu zbadania reakcji regeneracyjnej uszkodzonych tkanek i symulacji krytycznego defektu, jakie są wykonywane u ludzi. Dlatego też zwierzęta w wieku młodzieńczym/dorosłym o długości 12-15 cm były znieczulone 0,1% trikainem na 20-30 minut. Następnie wykonano całkowitą przecinkę poprzeczną techniką czterodłoniową na dystalnej trzeciej części żuchwy, obejmującą region symfozy i parasymfozy, usuwając struktury szkieletu odpowiadające kości zębowym i chrząstce Mecklego, jak również tkanki miękkie takie jak mięśnie, tkanki łączne, nerwy i skóra. Następnie uregulowano pozostałości kostne i zastosowano 0,5% sulfamerazinę. Reakcja tkanki była oceniana zarówno makroskopowo jak i przez diafanizowanie. Wszystkie wykonane procedury zostały zatwierdzone przez komitet ds. eksperymentów na zwierzętach Uniwersytetu Antioquia w Kolumbii. Wyniki pokazują, że amputowane zwierzęta były w stanie odtworzyć usunięte struktury czaszkowo-twarzowe morfologicznie, strukturalnie i funkcjonalnie.

O dużej wartości, ta praca dostarcza reprodukowalnej techniki chirurgicznej z 100% przeżywalnością amputowanych i ponownie amputowanych zwierząt, gdy konieczne było pobieranie regenerujących się tkanek. Dlatego też ten projekt chirurgiczny reprezentuje podstawowe wejście do przeprowadzania analiz porównawczych z innymi kręgowcami zdolnymi do regeneracji struktur czaszkowo-twarzowych oraz do badania mechanizmów komórkowych i molekularnych leżących u podstaw tej reakcji regeneracyjnej w przyszłości.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zdolność regenaracji tkanek, narządów i złożonych struktur była szeroko opisywana w królestwie zwierząt1,2,3. Dlatego zainteresowanie zrozumieniem, w jaki sposób te gatunki mogą aktywować i regulować reakcję regeneracyjną po urazie lub amputacji różnych struktur w obrębie kończyn, takich jak kończyny i ogona, stało się przedmiotem uwagi w badaniach nad biologią regeneracji4,5,6,7,8.

Mając szczególne znaczenie dla tej pracy, badania nad regeneracją tkanek czaszkowo-twarzowych stały się również obszarem znaczącego zainteresowania na całym świecie, ponieważ ta część anatomiczna jest szczególnie dotknięta urazami twarzy, zaburzeniami rozwoju czaszkowo-twarzowego, chorobami zakaźnymi i patologiami nowotworowymi, w tym rakiem jamy ustnej9. W przypadku występowania nowotworów wymagane jest wycięcie struktur lub dużych obszarów tkanki, albo w szczękach, albo w innych obszarach twarzy, co następnie generuje potrzebę rekonstrukcji i promowania naprawy dotkniętego obszaru10,11,12. W związku z tym, w ostatnich dekadach, badania nad regeneracją tkanek czaszkowo-twarzowych wzrosły, ze względu na potrzebę zbadania i zidentyfikowania mechanizmów komórkowych i molekularnych, które mogą wzmocnić reakcję regeneracyjną tych tkanek w gatunkach o niskiej zdolności regeneracyjnej, takich jak ludzie13,14. Doprowadziło to do wykorzystania modeli zwierzęcych o zdolności regeneracji struktur czaszkowo-twarzowych, takich jak szczęka, do badania i wyjaśniania mechanizmów zaangażowanych w reakcję regeneracyjną po stworzeniu małych złączy lub krytycznych defektów na szczęce15.

Poprzednie badania nad amputacją żuchwy wykazały zaprojektowanie różnych rodzajów podejść chirurgicznych, które rzucają wyzwanie zdolności różnych gatunków do regeneracji tej struktury16. W przypadku rybki zebra, poprzeczne amputacje w dystalnej trzeciej części żuchwy i boczne podejścia do żuchwy ujawniły reakcję regeneracyjną, w której ścięta odcinek jest przywracany morfologicznie i histologicznie17,18. Z drugiej strony, pionierskie badania na płazach, takich jak Notophthalmus viridescens, wykazały, że po poprzecznej amputacji żuchwy, która obejmuje struktury takie jak język i aparat gardłowy na płaszczyźnie amputacji, utraconych tkanek, w tym kości zębowo-żuchwowej, tkanki mięśniowej i zębów, można dokonać regeneracji. Jednakże struktura języka i aparatu gardłowego nie mogą być zregenerowane19,20. Niemniej jednak, gdy język i aparat gardłowy nie są zawarte w płaszczyźnie amputacji w tym samym gatunku, wszystkie zregenerowany tkanki naśladują kształt i strukturę zamputowane tkanek21,22. Ponadto poprzeczne amputacje w gatunku Cynops pyrrhogaster, które nie zawierają języka w płaszczyźnie amputacji, wykazują reakcję regeneracyjną zamputowane struktur żuchwy23. Inne badania pokazują, że całkowite poprzeczne amputacje w proksymalnej trzeciej części żuchwy i boczne resekcje żuchwy u gatunków takich jak Ambystoma maculatum, Desmognathus fuscus, Plethodon cinereus, Eurycea bislineata i Ambystoma opacum promują reakcję regeneracyjną w zranionym tkance24,25. Pokazuje to, że u płazów, sukces reakcji regeneracyjnej może się różnić w zależności od projektu i zakresu tkanek zaangażowanych w płaszczyznę amputacji.

Z drugiej strony, jednym z gatunków modelowych wśród płazów, używanym jako referencja do badania mechanizmów leżących u podstaw reakcji regeneracyjnej, jest urodela płaz A. mexicanum26,27. Poprzednie raporty wykazały, że jest to wyjątkowy model zdolny do regeneracji struktur czaszkowo-twarzowych, w tym miękkich tkanek dna jamy ustnej, kości zębowej, chrząstki Meckela oraz struktur mięśniowych i zębowych28,29,30,31. Te wyniki wynikają z różnych podejść chirurgicznych, w tym uderzenie w dno jamy ustnej, wycięcie zębów wraz z częścią kości zębowej oraz szersze podejście charakteryzujące się boczną amputacją części żuchwy28,29,30,31. Jednak do tej pory nie opisano pełnego poprzecznego podejścia chirurgicznego, które tworzy krytyczny defekt, jedn

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Organizmem modelowym wykorzystanym w tym projekcie był salamandrowaty A. mexicanum, który jest endemitem Xochimilco w Meksyku. Ta kolonia zwierząt została legalnie założona w 2014 roku poprzez import rodziców salamandrowatej z Ambystoma Genetic Stock Center na Uniwersytecie w Kentucky, i obecnie składa się z 32 rodziców i ponad 200 młodych zwierząt. Wszystkie procedury zostały zatwierdzone przez Komitet Etyki Eksperymentacji na Zwierzętach Uniwersytetu Antioquia (UdeA) na mocy Ustawy nr 151 z 27 marca 2023 roku, z uwzględnieniem krajowych i międzynarodowych standardów etycznych w eksperymentacji na zwierzętach, takich jak Rozdział VI Ustawy 84 z 1989 roku i Tytuł V Rozporządzenia 8430 z 1993 roku Ministerstwa Zdrowia, Kolumbia32,33.

1. Obsługa zwierząt

UWAGA: Do standaryzacji tego protokołu wykorzystano salamandrowate o długości około 12 do 15 cm o fenotypie dzikim. Jednakże mniejsze zwierzęta i zwierzęta o innych fenotypach nie są wykluczone.

  1. Wybierz salamandrowate o długości około 12-15 cm (od pyska do ogona).
  2. Umieść salamandrowate pojedynczo w pojemniku wystarczająco dużym, aby mogły się swobodnie poruszać, idealnie przezroczystym i prostokątnym.
  3. Utrzymuj zwierzęta w temperaturze od 19 °C do 21 °C w 20% roztworze Holtfretera przed zabiegiem i cyklach światło-ciemność (12:12).
    UWAGA: Zawsze, gdy to możliwe, unikaj przekarmienia zwierząt 24 godziny przed wykonaniem zabiegu. Ma to na celu zapobieganie epizodom wymiotów.

2. Całkowita amputacja poprzeczna w odcinku dalszym żuchwy

  1. Przygotowanie znieczulenia i przedoperacyjne przygotowanie zwierząt
    1. Przygotuj 0,1% roztwór znieczulający metansulfolanu trykainy: wymieszaj 1 g metansulfolanu trykainy, 100 µL 1 M kwasu etylenodwusiarczanowego (EDTA), pH 7,5, 50 µL 0,5% czerwieni fenolowej i uzupełnij do 1 L 40% roztworem Holtfretera. Dostosuj pH do 7,5 za pomocą NaOH.
    2. Przygotuj wszystkie wysterylizowane mikrochirurgiczne narzędzia (nożyczki, kleszcze, pęsety, szpatułka 7A, 1,5 mL rurek, centymetr, pipeta Pasteura, łyżeczka Petriego i plastikowa tacka do zabiegu chirurgicznego). Zanim zaczniesz obsługiwać narzędzia i zwierzę, zakładaj nowe jednorazowe rękawiczki z nitrylowego lateksu.
    3. Wyczyść obszar roboczy 70% alkoholem antyseptycznym, odpowiednio dostosuj i ustawiaj bezpośrednie światło nad polem chirurgicznym.
  2. Znieczulenie
    1. Umieść salamandrowate w pojemniku z około 500 mL 0,1% roztworu znieczulającego metansulfolanu trykainy na 20-30 minut, aby zapewnić głębokie znieczulenie.
      UWAGA: Upewnij się, że zwierzę jest całkowicie zanurzone w roztworze znieczulającym.
    2. Sprawdź oznaki ogólnego znieczulenia, sprawdzając całkowity brak ruchów skrzeli i reakcji na bodźce dotykowe.
      UWAGA: Aby monitorować regenerację szczęk, po znieczuleniu zwierzęcia, zrób zdjęcia przedoperacyjne za pomocą stereomikroskopu, postępując zgodnie z krokami w sekcji 4.
  3. Całkowita poprzeczna amputacja szczęk
    UWAGA: Amputacja powinna być wykonywana tak ostrożnie i szybko, jak to możliwe, z wykorzystaniem czterodłoniowej techniki, czyli przez dwóch chirurgów.
    1. Ostrożnie ułóż zwierzę w pozycji leżącej na plecach (twarzą do góry) na plastikowej tacy.
    2. Zmierzyć obszar do amputacji za pomocą kalibratora (dentalnego miernika endodontycznego) od zewnętrznej krawędzi szczęki w kierunku dalszej krawędzi tej struktury, około 2,5 mm w okolicy podbródka/sympazy (Rysunek 1A).
      UWAGA: Pomiar za pomocą kalibratora jest wykonywany na skórze zwierzęcia (zewnątrzpochwowo).
    3. Zrób znacznik za pomocą czerwonego ołówka woskowego, aby zidentyfikować tor amputacji i zakres uszkodzenia chirurgicznego.
    4. Ostrożnie podnieś salamandrowate i przytrzymaj je mocno jedną ręką, aby zwierzę nie wyślizgnęło się z uchwytu operatora.
      UWAGA: Ta akcja powinna być wykonywana przez jednego z operatorów (operator 1), podczas gdy drugi operator (operator 2) będzie odpowiedzialny za obsługę narzędzi chirurgicznych i wykonanie nacięcia.
    5. Ustaw bezpośrednie światło nad głową salamandrowatego, szczególnie nad regionem anatomicznym, który ma być operowany.
    6. Drugą ręką użyj zaokrąglonej, szerszej strony szpatułki 7A, aby oddzielić język od dna jamy ustnej i regionu szczęk, który ma być operowany (Rysunek 1B).
      UWAGA: Upewnij się, że język jest lekko nałożony na górną szczękę.
    7. Najpierw (operator 2) wykonaj początkowe cięcie za pomocą chirurgicznych kleszczy, od zewnętrznej kraw

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Biorąc pod uwagę znaczenie i istotność badania potencjalnej odpowiedzi regeneracyjnej struktur kraniofacjalnych po amputacji u gatunków takich jak A. mexicanum29, konieczne jest opracowanie bezpiecznej i powtarzalnej techniki chirurgicznej, która pozwala nie tylko na ocenę odpowiedzi regeneracyjnej tkanek, ale także zapewnia niską lub zerową śmiertelność zwierząt poddawanych zabiegowi. W związku z tym niniejsze badanie przedstawia standaryzację skutecznego podejścia chirurgicznego obejmuj...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Niniejszy artykuł przedstawia pomyślne podejście chirurgiczne do całkowitego poprzecznego amputowana żuchwy w modelu zwierzęcym A. mexicanum , wraz z kilkoma zaleceniami niezbędnymi do odtworzenia tego modelu chirurgicznego w celu monitorowania reakcji regeneracyjnej tych struktur oraz potencjalnego zidentyfikowania czynników regulujących ten proces regeneracyjny.

W niniejszym badaniu całkowita poprzeczna amputacja została wykonana na dystalnej trzeciej części żuchwy A. mexicanum<...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy deklarują, że nie ma żadnych konfliktów interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Chcemy podziękować Prorektorowi ds. Badań na Uniwersytecie w Antioquia za środki udostępnione z funduszu na pierwszy projekt dla nauczycieli afiliowanych. Chcemy podziękować Sistema General de Regalias de Colombia i 15. Okresowi Stypendialnemu Uniwersytetu Antioquia za finansowanie tytułu magistra dla Samanta Tarquino. Na koniec chcielibyśmy również podziękować każdemu ze studentów, którzy biorą udział w opiece nad kolonią aksolotli w naszym laboratorium.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Axolotl (Ambystoma mexicanum)Ambystoma Genetic Stock CenterN/A15-18 cm and 16 g - 22 g wildetype
Calcium Chloride dihydrateDuksan1098CaCl2 2H2O
Digital camera MotiCAM 5MotiCAM https://www.motic.com/upload/File/201407/2014071115335993.pdf
EDTA - Sodium salt, dihydrateBiobasicEB0185C10H14N2O8Na2 . H2O
Glass petri dishany makerN/ABorosilicate glass
Magnesium Sulfate 7-hydrateITW Reagents131404.1211MgSO4 7H2O
Microsurgical instrumentsN/AN/AForceps, clamp, 7A spatula, dentimeter and scissors
Pasteur pipetteany makerN/ALow-density polyethylene
Potassium ChlorideDuksan372KCl
Red wax pencilany makerN/A
Sodium ChlorideMerkK48297604 717NaCl
Software Motic Images Plus-Versión 2.0Motic https://www.motic.com/As_Support_Download/d42.html
Stereo microscopeOlympus SZX16 N/A
Sulfamerazine sodium saltSigma- AldrichS08004-Amino-N-(4-methyl-2-pyrimidinyl) benzenesulfonamide
Tricaine methanesulfonateSigma- AldrichE10521Ethyl 3-aminobenzoate methanesulfonate
Tubes 1.5 mLAxygenMCT150CPure polypropylene

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Agata, K., Inoue, T. Survey of the differences between regenerative and non-regenerative animals. Dev Growth Differ. 54 (2), 143-152 (2012).
  2. Alvarado, A. S., Tsonis, P. A. Bridging the regeneration gap:Genetic insights from diverse animal models. Nat Rev Genet. 7 (11), 873-884 (2006).
  3. Elchaninov, A., Sukhikh, G., Fatkhudinov, T. Evolution of regeneration in animals:A tangled story. Front Ecol Evol. 9 (1), 121(2021).
  4. Zhao, A., Qin, H., Fu, X. What determines the regenerative capacity in animals. Bioscience. 66 (9), 735-746 (2016).
  5. Poss, K. D. Advances in understanding tissue regenerative capacity and mechanisms in animals. Nat Rev Genet. 11 (10), 710-722 (2010).
  6. Riquelme-Guzmán, C., Sandoval-Guzmán, T. The salamander limb:A perfect model to understand imperfect integration during skeletal regeneration. Biol Open. 13 (2), bio060152(2024).
  7. Grigoryan, E. N., Markitantova, Y. V. Tail and spinal cord regeneration in urodelean amphibians. Life (Basel). 14 (5), 594(2024).
  8. Tazaki, A., Tanaka, E. M., Fei, J. F. Salamander spinal cord regeneration:The ultimate positive control in vertebrate spinal cord regeneration. Dev Biol. 432 (1), 63-71 (2017).
  9. Tahmasebi, E., et al. The current regenerative medicine approaches of craniofacial diseases:A narrative review. Front Cell Dev Biol. 11 (1), 1112378(2023).
  10. Chen, W. L., et al. Craniofacial resection and reconstruction in patients with recurrent cancer involving the craniomaxillofacial region. J Oral Maxillofac Surg. 75 (3), 622-631 (2017).
  11. Kim, Y. S., et al. Role of craniofacial resection for malignant tumors involving the anterior skull base:Surgical experience in a single institution. Brain Tumor Res Treat. 3 (2), 81-87 (2015).
  12. Wu, C. A., Dutta, R., Virk, S., Roy, N., Ranganathan, K. The need for craniofacial trauma and oncologic reconstruction in global surgery. J Oral Biol Craniofac Res. 11 (4), 563-569 (2021).
  13. Vignolo, S. M., et al. Strategies for craniofacial tissue engineering:Innovations for scalable bone regeneration. Plast Aesthet Res. 12, (2025).
  14. Charbonneau, Å, Salo, T., Roy, S., Tran, S. D. Axolotls' and mices' oral-maxillofacial trephining wounds heal differently. Cells Tissues Organs. 210 (4), 260-274 (2021).
  15. Vieira, W. A., McCusker, C. D. Regenerative models for the integration and regeneration of head skeletal tissues. Int J Mol Sci. 19 (12), 3752(2018).
  16. Ferretti, P. Re-examining jaw regeneration in urodeles:What have we learnt. Int J Dev Biol. 40 (4), 807-811 (1996).
  17. Wang, X., et al. Two origins of blastemal progenitors define blastemal regeneration of zebrafish lower jaw. PLoS One. 7 (9), e45380(2012).
  18. Ohgo, S., et al. Tissue regeneration during lower jaw restoration in zebrafish shows some features of epimorphic regeneration. Dev Growth Differ. 61 (7-8), 419-430 (2019).
  19. Goss, R. J., Stagg, M. W. Regeneration of lower jaws in adult newts. J Morphol. 102 (2), 289-309 (1958).
  20. Goss, R. J., Stagg, M. W. Regeneration in lower jaws of newts after excision of the intermandibular regions. J Exp Zool. 137 (1), 1-11 (1958).
  21. Finch, R. A. The influence of the nerve on lower jaw regeneration in the adult newt, Triturus viridescens. J Morphol. 129 (4), 401-413 (1969).
  22. Ghosh, S., Thorogood, P., Ferretti, P. Regenerative capability of upper and lower jaws in the newt. Int J Dev Biol. 38 (3), 479-490 (1994).
  23. Kurosaka, H., Takano-Yamamoto, T., Yamashiro, T., Agata, K. Comparison of molecular and cellular events during lower jaw regeneration of newt (Cynops pyrrhogaster) and West African clawed frog (Xenopus tropicalis). Dev Dyn. 237 (2), 354-365 (2008).
  24. Graver, H. T. Re-regeneration of lower jaws and the dental lamina in adult urodeles. J Morphol. 157 (3), 269-279 (1978).
  25. Graver, H. T. The polarity of the dental lamina in the regenerating salamander jaw. J Embryol Exp Morphol. 30 (3), 635-646 (1973).
  26. Hincapie Agudelo, M., Carbonell Medina, B. A., Arenas Gómez, C. M., Delgado, J. P. Ambystoma mexicanum, un organismo modelo en biología del desarrollo y regeneración:Experiencia colombiana. Acta Biol Colomb. 27 (1), 113-126 (2022).
  27. Vieira, W. A., Wells, K. M., McCusker, C. D. Advancements to the axolotl model for regeneration and aging. Gerontology. 66 (3), 1-11 (2019).
  28. Kramer, J., et al. Axolotl mandible regeneration occurs through mechanical gap closure and a shared regenerative program with the limb. Dis Model Mech. 17 (9), dmm050743(2024).
  29. Charbonneau, A. M., Roy, S., Tran, S. D. Oral-facial tissue reconstruction in the regenerative axolotl. J Exp Zool B Mol Dev Evol. 326 (8), 489-502 (2016).
  30. Sader, F., Denis, J. F., Roy, S. Tissue regeneration in dentistry:Can salamanders provide insight. Oral Dis. 24 (4), 509-517 (2018).
  31. Makanae, A., et al. Neural regulation in tooth regeneration of Ambystoma mexicanum. Sci Rep. 10 (1), 1-15 (2020).
  32. Ley 84 de 1989. , Congreso de Colombia. https://www.funcionpublica.gov.co/eva/gestornormativo/norma.php?i=306 (1989).
  33. Resolución No 8430. , Ministerio de Salud y Protección Social. https://www.minsalud.gov.co/Normatividad_Nuevo/RESOLUCION%208430%20DE%201993.pdf (1993).
  34. Carbonell-M, B., Zapata Cardona, J., Delgado, J. P. Post-amputation reactive oxygen species production is necessary for axolotls limb regeneration. Front Cell Dev Biol. 10, 921520(2022).
  35. Ghosh, S., Thorogood, P., Ferretti, P. Regeneration of lower and upper jaws in urodeles is differentially affected by retinoic acid. Int J Dev Biol. 40 (6), 1161-1170 (1996).
  36. Graver, H. T. Origin of the dental lamina in the regenerating salamander jaw. J Exp Zool. 189 (1), 73-83 (1974).
  37. Kragl, M., Tanaka, E. M. Axolotl (Ambystoma mexicanum) limb and tail amputation. Cold Spring Harb Protoc. 2009 (8), (2009).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Regeneracja kraniofacialnachirurgiczny model uszkodzeniaamputacja szcz kiregeneracja szkieletustruktury kraniofacialneodpowied regeneracyjnaregeneracja por wnawcza

Powiązane artykuły