Przedstawiamy tutaj protokół izolacji, oczyszczania i hodowli pierwotnych komórek marginalnych z myszy stria vascularis oraz do tworzenia in vitro modeli stresu oksydacyjnego i starzenia komórkowego w celu badania zaburzeń ściany bocznej ślimaka.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Izolacja i hodowla pierwotnych komórek brzegowych prążkowania naczyniowego u noworodkowych myszy
* These authors contributed equally
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Prążkowo-naczyniowe to kluczowa struktura w uchu wewnętrznym odpowiedzialna za generowanie i utrzymanie potencjału endokołlearnego (EP), a jej dysfunkcja jest ściśle związana z różnymi formami utraty słuchu. Prążkowate naczyniowe składa się z komórek marginalnych, pośrednich i bazalnych, z których komórki marginalne odgrywają kluczową rolę w powstawaniu i utrzymaniu EP. Dlatego ustanowienie modelu hodowli pierwotnej in vitro komórek marginalnych jest niezbędne do badania cech biologicznych prążkowania naczyniowego i jego udziału w zaburzeniach związanych z utratą słuchu.
W tym badaniu z powodzeniem wyizolowaliśmy i hodowaliśmy pierwotne komórki marginalne z prążkowych naczyń noworodkowych myszy. Tkanki przedsionkowe pozyskano przez mikrosekcję, trawione kolagenazą typu II i oczyszczane przez różnicowanie płytek w celu usunięcia większości fibroblastów, przy czym hodowlane komórki osiągały ponad 80% zbiegu do 7 dnia. Barwienie immunofluorescencyjne wykazało stabilną ekspresję cytokeratyny 18 (CK18) oraz potasu podrodziny kanałów Q członek 1 (KCNQ1), potwierdzając skuteczną izolację, wysoką czystość i zachowaną funkcję fizjologiczną komórek marginalnych.
Na podstawie tego modelu opracowano modele stresu oksydacyjnego in vitro oraz starzenia komórkowego, wykorzystując odpowiednio nadtlenek wodoru (H2, O2) i D-galaktozę. Komórki leczone wykazywały istotnie zwiększony poziom wewnątrzkomórkowych reaktywnych form tlenu (ROS) oraz pozytywność β-galaktozydazy (SA-β-gal) związanej ze starzeniem, co wskazuje na wysoką wrażliwość pierwotnych komórek marginalnych na stres oksydacyjny i bodźce wywołujące starzenie się. Łącznie to badanie ustanawia stabilny i powtarzalny system hodowli i modelowania pierwotnych komórek marginalnych myszy, zapewniając wiarygodną platformę in vitro do badania dysfunkcji pręży naczyniowej oraz powiązanych mechanizmów.
Wprowadzenie
W układzie słuchowym różne tkanki w ślimaku współdziałają, aby przekształcić złożone fale dźwiękowe w sygnały elektryczne1. Prążek naczyniowy reguluje skład jonowy endolimfy i generuje potencjał endoślimakowy (EP), utrzymując tym samym homeostazę ślimakową i zapewniając prawidłowe funkcjonowanie komórek włoskowych wewnętrznych i zewnętrznych. Składa się z trzech odrębnych typów komórek: komórek marginalnych, komórek pośrednich oraz komórek podstawnych. Komórki marginalne tworzą spolaryzowaną monowarstwę nabłonkową, która bezpośrednio zwrócona jest do endolimfy i jest uszczelniona przez ciasne połączenia. Błona bazolateralna komórek marginalnych jest wzbogacona o dwa kluczowe transportery potasu: Na⁺/K⁺-ATPazę i NKCC1, które odpowiadają za regulację transportu jonów sodu i potasu w mięśniu naczyniowym. Wykazano, że funkcja Na⁺/K⁺-ATPazy jest bezpośrednio powiązana z EP 2,3. Kanały K⁺ KCNQ1/KCNE1 znajdują się na błonie wierzchołkowej komórek marginalnych i generują dodatkowy potencjał dyfuzji K⁺, który przyczynia się do powstawania EP4. Komórki marginalne są wzbogacone w wiele białek związanych z potasem i pełnią rolę głównej jednostki komórkowej napędzającej recykling potasu w endolimfie ślimakowej. Dlatego komórki marginalne są kluczowymi komórkami odpowiedzialnymi za wytwarzanie i utrzymanie EP.
Wykazano, że prążkowo-naczyniowe (SV) odgrywają kluczową rolę w patogenezie wielu zaburzeń związanych z ubytkiem słuchu czuciowo-nerwowym (SNHL), w tym utraty słuchu powiązanej z wiekiem (ARHL), utraty słuchu wywołanej hałasem (NIHL), dziedzicznego (HHL) oraz lekowego utraty słuchu (DIHL). Ponadto kilka innych zaburzeń słuchu, takich jak autoimmunologiczna choroba ucha wewnętrznego (AIED), autozapalna choroba ucha wewnętrznego (AID) oraz choroba Ménière'a (MD), choć etiologicznie odrębne, również wykazano w ostatnich badaniach zaangażowanie SV w ich podstawowe mechanizmy patogenne 5,6. Dlatego kluczowe jest opracowanie wiarygodnych modeli komórkowych do badania patogenezy utraty słuchu. Badania wykazały, że zmniejszona gęstość komórek marginalnych jest silnym predyktorem EP przez cały okres życia myszy, podczas gdy zanik prążkowania naczyniowego stanowi wczesną charakterystyczną zmianę w ARHL 7,8. Hodowla in vitro komórek marginalnych może stanowić wiarygodny model do badania patogenezy ARHL oraz eksploracji potencjalnych celów terapeutycznych. Poza ARHL najnowsze badania wykazały wysoką korelację i możliwy związek między rozpryskiem naczyniowym a innymi zaburzeniami słuchu, sugerując, że modele komórek marginalnych in vitro mogą mieć szersze zastosowania 5,9,10.
Badanie opisuje protokół do sekcji i hodowli prążkowego naczynia naczyniowego u noworodków myszy, a następnie oczyszczenie komórek marginalnych za pomocą różnicowego płytkowa, co stanowi wiarygodny model komórkowy do badań nad patologiami związanymi z dziążkowym naczyniowym (stria vasculariis).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Noworodkowe młode myszy (P0-3) zostały dostarczone przez Biont. Wszystkie procedury eksperymentalne były zgodne z Wytycznymi dotyczącymi opieki i użycia zwierząt laboratoryjnych opublikowanymi przez Narodowe Instytuty Zdrowia Stanów Zjednoczonych (publikacja NIH, zaktualizowana w 2011 roku) i zatwierdzonymi przez Komitet Etyki Zwierząt Szpitala Renmin na Uniwersytecie w Wuhan (WDRM202400019).
1. Sterylizacja i przygotowanie materiałów
- Przygotuj narzędzia do sekcji, w tym dwie pary kleszczy do mikro-sekcji, jedną parę standardowych kleszczy, jedną parę nożyczek chirurgicznych i jedną parę nożyczek do mikro-sekcji. Wysterylizuj wszystkie narzędzia autoklawem i susz je w piekarniku o temperaturze 60 °C przez 4 godziny.
- Przygotuj 100 ml medium zwierzęcego z komórek nabłonkowych (EpiCM-a) zgodnie z zaleceniami producenta. Dodaj surowicę bydła płodu (FBS), suplement wzrostu komórek nabłonkowych (EpiCGS-a) oraz roztwór penicyliny/streptomycyny do ośrodka podstawowego, aby uzyskać końcowe stężenia 2% FBS, 1% EpiCGS-a oraz 1% penicyliny/streptomycyny.
- Dezynfekuj stój stereomikroskopu i obudowę 75% etanolem. Następnie umieść narzędzia do autoklawowej sekcji i zdezynfekowany mikroskop w szafce bezpieczeństwa biologicznego. Wszystkie przedmioty wystaw na działanie światła UV przez 30 minut, aby zapewnić pełną sterylność przed rozpoczęciem procesu sekcji.
2. Sekcja i izolacja skroniowa w celu pobierania nabłonka słuchowego
- Zgodnie z "Wytycznymi dotyczącymi eutanazji zwierząt laboratoryjnych GB/T 39760-2021" znieczulanie młodych myszy (p0–3) podaje 4% izofluranu, a następnie używa hemostatu, aby uszczypnąć tylny palec u nogi. Po obserwacji zniknięcia odruchu szczypania palców, aby potwierdzić, że mysz znajduje się w stanie głębokiego znieczulenia, należy dokonać eutanazji. Następnie zdezynfekuj 75% etanolem i przelej do szafki do zabezpieczenia biologicznego. W razie potrzeby stosuj inne etycznie zatwierdzone metody.
- Unieruchom głowę, otwórz skórę głowy wzdłuż szwu strzałkowego za pomocą nożyczek do mikrosekcji, oddziel skórę głowy po obu stronach i wyciąć ją.
- Przetnij głowę noworodka na pół wzdłuż linii środkowej za pomocą nożyczek do mikrosekcji. Usuń tkankę mózgową kleszczami, aby odsłonić kości skroniowe (Rysunek 1A).
- Obserwuj obustronne kości skroniowe u podstawy czaszki, usuń inne niepotrzebne kości i zachowaj tkankę skroniową zawierającą ślimak (Rysunek 1B).
- Przenieś jedną kość skroniową do sterylnej misy o średnicy 35 mm zawierającej świeży roztwór Hank's Balanced Salt (HBSS) na lodzie.
- Przenieś drugą kość skroniową pod mikroskop, zabezpiecz tkankę skroniową jedną parą kleszczy, a drugą parą wykonaj tępe rozwarstwienie tkanki mięśniowej, aż pojawi się biały półkolisty pierścień kosteczkowy (rysunek 1C). Po potwierdzeniu położenia ślimaka kontynuuj tępe rozwarstwienie w dół, aż zaobserwuje się przezroczystą tkankę ślimakową (Rysunek 1D).
UWAGA: Kroki 2.6-2.7 należy wykonywać na lodzie. - Za pomocą kleszczy mikro-disekcjonujących ostrożnie usuń mały fragment ściany kości na wierzchołku ślimaka, delikatnie włóż jedną stronę kleszczy do ślimaka i oddziel ścianę kości od labiryntu błoniastego. Usuń ścianę kostną i przedłuż błoniastą tkankę labiryntu w świeżym roztworze Hank's Balanced Salt Solution (HBSS) (Rysunek 1E).
- Zabezpiecz błonę podstawną jedną parą szczypiec i ostrożnie rozdziel prążek naczyniowy inną parą kleszczy. Przelej go do rurki mikrowirówki o pojemności 1,5 mL zawierającej 1 ml roztworu kolagenazy typu II o pojemności 1mg/mL, umieszczonej na lodzie (Rysunek 1F).
- Powtórz powyższe kroki, aby pobrać prążkowanie naczyniowe z drugiej strony.
3. Rozdzielanie enzymatyczne w celu uzyskania komórek marginalnych wstrążkowego prążkowania naczyniowego
- Inkubuj mikrowirówkę zawierającą pobraną tkankę w roztworze kolagenazy typu II o stężeniu 1mg/mL w temperaturze 37 °C przez 30 minut.
UWAGA: Roztwór kolagenazy typu II został przygotowany przez rozcieńczenie kolagenazy typu II w soli fizjologicznej z buforem fosforanowym (PBS; 2,7 mM KCl, 2,0 mM KH₂PO₄, 137 mM NaCl, 10 mM Na2HPO4). - Wiruj probówkę na 300 × g przez 8 minut.
- Ostrożnie usuń supernatant. Dodaj 1 ml pożywki hodowlanej, aby zakończyć trawienie, delikatnie tryturuj, aby ponownie zawiesić komórki, i ponownie wiruj w 300 × g przez 8 minut.
- Aspiruj supernatant i dodaj 1 ml świeżego medium hodowlanego. Tryturuj, aby uzyskać zawiesinę jednokomórkową, przenieś zawieszenie do stożkowej rurki o pojemności 15 mL i dodać dodatkowe medium, aby dostosować całkowitą objętość do 10 mL.
- Dokładnie wymieszaj zawiesinę komórkową poprzez powtarzane pipetowanie, a następnie przelej 1 mL zawiesiny do każdej studni na 6-dołowej płycie. Hodować komórki w 2 mL DMEM z dodatkiem 2% FBS, 1% EpiCGS-a oraz 1% roztworu penicyliny/streptomycyny w temperaturze 37 °C w inkubatorze 5%CO2 .
- Wymieniaj medium codziennie i monitoruj stan komórek. Skupiskowy wzrost komórek marginalnych można zazwyczaj zaobserwować 2 dni po nałożeniu na płyty.
4. Oczyszczanie komórek marginalnych
- Trzeciego dnia hodowli obserwuj pojawienie się licznych wrzecionowatych fibroblastów otaczających brukowate skupiska komórek marginalnych (rysunek 2B).
- Wykorzystując różnice w szybkości adhezji, delikatnie pipetuj, aby częściowo usunąć wrzecionowate fibroblasty. Używając pipety o pojemności 1 mL, delikatnie przepłucz zrównoważony roztwór soli D-Hanks na dużych obszarach w każdym z czterech kwadrantów. Monitoruj oczyszczanie komórek pod mikroskopem i odpowiednio dostosuj siłę oraz kierunek pipetowania. Zazwyczaj płukanie na dużych obszarach wykonuje się dwukrotnie. Po każdej rundzie zbadaj gęstość fibroblastów mikroskopowo; Na podstawie tych obserwacji należy stosować lokalne, delikatne pipetowanie na gęsto zaludnionych obszarach fibroblastów, aby uzyskać rzadki i równomierny rozmieszczenie w naczyniu hodowlowym.
UWAGA: Zachowano odpowiednią gęstość fibroblastów, ponieważ całkowite usunięcie lub nadmierne oczyszczenie może ograniczać wzrost komórek pierwotnych. Zalecamy utrzymanie stosunku komórek marginalnych do fibroblastów w przybliżeniu 2:1. - Przerwij oczyszczanie, gdy fibroblasty pod mikroskopem wydają się rzadko rozmieszczone wśród brzegowych klastrów komórek. Usuń supernatant i dodaj 2 mL świeżego podłoża hodowlanego, aby kontynuować uprawę.
5. Barwienie immunofluorescencyjne
- Drugiego dnia po oczyszczeniu obejrzyj morfologię komórek pod mikroskopem. Przy obserwowaniu odpowiedniej formacji skupisk komórek i odpowiedniej gęstości, aspiruj pożywkę hodowlową i trzykrotnie płucz komórki soli fizjologicznej z buforem fosforanowym (PBS, pH 7,4).
- Utrwalaj komórki 4% paradehydem przez 15 minut w temperaturze pokojowej. Po usunięciu roztworu utrwalającego płucz komórki trzy razy PBS (5 minut na każde płukanie).
- Przepuszczaj komórki 0,5% Triton X-100 przez 15 minut. Usuń roztwór i przepłucz komórki trzy razy PBS (5 minut na każde płukanie).
- Blokuj komórki PBS zawierające 10% surowicy koziej przez 30 minut w temperaturze pokojowej.
- Inkubuj komórki przeciwmysimi przeciwciałami CK18 monoklonalnymi dla królików (rozcieńczone 1:300 w PBS zawierające 3% surowicy koziej) lub przeciwciałem KCNQ1 (G-8) (rozcieńczone 1:100 w PBS zawierającym 3% surowicy koziej) przez noc w temperaturze 4 °C.
- Płucz komórki trzy razy PBS (10 minut na każde pranie). Inkubuj odpowiadającym przeciwciałem wtórnym (rozcieńczonym 1:300 w PBS zawierającym 3% surowicy koziej) przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej.
- Usuń przeciwciała wtórne i przemyj komórki trzy razy PBS (10 minut na każde mycie).
- Nałóż 1-2 krople medium antyfade zawierającego DAPI na preparaty, zamontuj pokrywki i zbadaj próbki za pomocą konfokalnego systemu laserowego skanowania.
UWAGA: Z wyjątkiem etapów płukania, wszystkie roztwory inkubacyjne, w tym przeciwciała, dodawano w objętościach wystarczających, by całkowicie pokryć komórki.
6. ZabiegH2O2 i barwienie ROS
- Po 7 dniach hodowli, gdy komórki marginalne utworzą zbieg monowarstwy, indukuj stres oksydacyjny poprzez obróbkę 1 mM H2O2. Przygotuj roztwór roboczy o mocy 1 mM, rozcieńczając roztwór zapasowy 30% H2O2 w stosunku 1:10000 w ośrodku komórek nabłonkowych. Inkubuj grupy eksperymentalne tym roztworem roboczym, lecząc grupy kontrolne wyłącznie ośrodkiem komórkowym nabłonka.
- Po 16 godzinach leczenia ostrożnie usuń podłoże i przemyj komórki PBS. Oceń poziom ROS wewnątrzkomórkowy w komórkach marginalnych za pomocą zestawu do badania gatunków reaktywnego tlenu zgodnie z protokołem producenta.
- Usuń podłoże hodowlane, następnie dodaj rozcieńczony MitoTracker Red CMXRos (barwnik selektywny na mitochondria) oraz DCFH-DA do komórek, a następnie inkubuj w temperaturze 37 °C w inkubatorze do hodowli komórkowych przez 30 minut.
- Umyj komórki trzy razy PBS (po 5 minut każda), zamontuj pokrywki i obserwuj próbki za pomocą konfokalnego mikroskopu laserowego skanującego.
7. Leczenie D-galaktozą i barwienie SA-β-gal
- Po 7 dniach hodowli, gdy komórki marginalne tworzą zbieg monowarstwy, proszek D-galaktozy rozpuszczano w podłożu EpiCM-a, aby przygotować roztwór roboczy D-galon o stężeniu 40 mg/mL. Inkubować grupy eksperymentalne tym roztworem (2 mL na dołek na płytkę 6-dołkową, 48 h, w temperaturze 37 °C), aby wywołać starzenie komórkowe, lecząc grupy kontrolne o tej samej objętości medium Epi.
- Po 48 godzinach zabiegu ostrożnie usuń podłoże i przemyj komórki PBS. Oceń starzenie komórkowe w komórkach marginalnych za pomocą zestawu do barwienia SA-β-galon zgodnie z zaleceniami producenta.
- Utrwalaj komórki roztworem utrwalającym przez 15 minut w temperaturze pokojowej. Po usunięciu utrwalacza przemyj komórki trzy razy PBS (5 minut na każde pranie).
- Inkubuj komórki roztworem roboczym o pojemności SA-β-galon zawierającym 5% X-Gal (1 mL na dołek na płytkę 6-dołkową) przez noc w temperaturze 37 °C w nawilżonym inkubatorze bezCO2.
- Uchwyć zdjęcia barwienia SA-β-gal pod jasnym polem oświetlenia za pomocą mikroskopu.
8. Analiza statystyczna
- Aby porównać grupy leczone H₂O₂ a kontrolną pod względem średniej intensywności immunofluorescencji barwienia ROS oraz między grupami leczonymi D-galaktozą a kontrolnymi pod względem udziału komórek dodatnich z powodu SA-β-gal, należy stosować testy t po ocenie prawidłowości i log-normalności.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Wzrost i cechy morfologiczne komórek hodowanych
Dzięki temu protokołowi udało nam się ustanowić pierwotne hodowle komórek marginalnych wyizolowanych z ślimaka myszy. Drugiego dnia hodowli mikroskopia świetlna wykazała, że komórki przyklejały się do podłoża i zaczęły tworzyć skupiska kolonii (Rysunek 2Aa). Trzeciego dnia oczyściliśmy komórki (rysunek 2B). Kolejne obserwacje w kolejnych dniach wykazały, że pierwotne komórki marginalne ulegały...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Przez dziesięciolecia badania nad ubytkiem słuchu koncentrowały się głównie na roli komórek włoskowych sensorycznych i ich połączeń synaptycznych z neuronami zwojowymi spiralnymi11. Liczne opublikowane badania poświęcono tworzeniu i optymalizacji modeli hodowli in vitro komórek włoskowatych, które odegrały niezbędną rolę w badaniu ubrań komórek włoskowatych, regeneracji oraz skutków leków ototoksycznych12,13. Jednak rosnąca liczba...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy twierdzą, że badania nie mają żadnych konfliktów interesów komercyjnych ani finansowych.
Podziękowania
Wyrażamy wdzięczność Katedrze Otolaryngologii – Chirurgii Głowy i Szyi, Szpitalu Renmin Uniwersytetu w Wuhan (Wuhan, Chiny) oraz Instytutowi Badawczemu Otolaryngologii – Chirurgii Głowy i szyi, Szpitalowi Renmin Uniwersytetu w Wuhan (Wuhan, Chiny) za ich hojne wsparcie i wsparcie. Prace te były wspierane przez Narodową Fundację Budowy i Inkubacji Centrum Służby Zdrowia Chin (ZX0000000037), Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (81700916, 82301294), Fundację Nauk Przyrodniczych prowincji Hubei (2017CFB242) oraz Projekt Badawczy Komisji Zdrowia prowincji Hubei (WJ2017Q005).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Rurka wirówki 15 mL | Servicebio | EP-1501-J | Zastosowanie do kultury |
| Naczynie do hodowli komórek 35 mm | NEST | 706001 | Zastosowanie do sekcji |
| 4% paradehydu | Servicebio | G1101 | barwienie immunofluorescencyjne |
| Płyta 6-dołkowa | Servicebio | CCP-6H | Zastosowanie do kultury |
| Alexa Fluor 488-Sprzężone przeciwciało przeciw królikom | Proteintech | SA00013-2 | barwienie immunofluorescencyjne |
| Medium montażowe antyfade z DAPI | Absin | ABS9235 | barwienie immunofluorescencyjne |
| Zestaw do liczenia komórek-8 | Beyotime | C0037 | Wykorzystanie do liczenia komórek |
| Kolagenaza typu II | Biosharp | BS164 | Zastosowanie do kultury |
| Konfokalny System Laserowego Skanowania | Olympus | FV1200 | barwienie immunofluorescencyjne |
| DCFH-DA | Invitrogen | C2938 | Barwienie ROS |
| D-gal | Solarbio | D8310 | Wykorzystanie do modelowania komórek |
| EpiCM-a Medium | Sciencell | 4131 | Zastosowanie do kultury |
| Cienkie kleszcze | Napęd na tylne koła | F11020-11 | Zastosowanie do sekcji |
| Serum koziego | Beyotime | C0265 | barwienie immunofluorescencyjne |
| H2O2 | Mkbio | MM0707 | Wykorzystanie do modelowania komórek |
| Zrównoważony Roztwór Soli Hanka (HBSS) | Biosharp | BL561A | Zastosowanie do kultury |
| Izofluran | Napęd na tylne koła | R510-22-10 | Zastosowanie do sekcji |
| Przeciwciało KCNQ1 (G-8) | Santa Cruz | SC-365186 | barwienie immunofluorescencyjne |
| Mikroskop | Olympus | SZX7-1063 | Zastosowanie do sekcji |
| Mikroskop | Olympus | IX71 | Wykorzystywany do obserwacji wyników barwienia immunofluorescencyjnego |
| MitoTracker Red CMXRos | Invitrogen | M7512 | Barwienie ROS |
| Noworodkowe szczenięta myszy (P0-P3) | dostarczone przez BIONT | ||
| PBS | Servicebio | G4202 | barwienie immunofluorescencyjne |
| Przeciwciało monoklonalne przeciwko myszom dla królików CK18 | Proteintech | 10830-1-AP | barwienie immunofluorescencyjne |
| Starzenie i beta; - Zestaw do barwienia galaktozydazą | Beyotime | C0602 | Barwienie starzenia |
| Triton X-100 | Sigma-Aldrich | X100 | barwienie immunofluorescencyjne |
Bibliografia
- Raphael, Y., Altschuler, R. A. Structure and innervation of the cochlea. Brain Res Bull. 60 (5-6), 397-422 (2003).
- Bovee, S., et al. The stria vascularis: Renewed attention on a key player in age-related hearing loss. Int J Mol Sci. 25 (10), 5391(2024).
- Schulte, B. A., Schmiedt, R. A. Lateral wall Na,K-ATPase and endocochlear potentials decline with age in quiet-reared gerbils. Hear Res. 61 (1-2), 35-46 (1992).
- Hibino, H., et al. How is the highly positive endocochlear potential formed? The specific architecture of the stria vascularis and the roles of the ion-transport apparatus. Pflugers Arch. 459 (4), 521-533 (2010).
- Johns, J. D., et al. The role of the stria vascularis in neglected otologic disease. Hear Res. 428, 108682(2023).
- Yu, W., et al. Role of the stria vascularis in the pathogenesis of sensorineural hearing loss: A narrative review. Front Neurosci. 15, 774585(2021).
- Ohlemiller, K. K., et al. Cellular correlates of age-related endocochlear potential reduction in a mouse model. Hear Res. 220 (1-2), 10-26 (2006).
- Mahendrasingam, S., et al. Relative time course of degeneration of different cochlear structures in the CD/1 mouse model of accelerated aging. J Assoc Res Otolaryngol. 12 (4), 437-453 (2011).
- Lee, J. E., et al. Mechanisms of apoptosis induced by cisplatin in marginal cells in mouse stria vascularis. ORL J Otorhinolaryngol Relat Spec. 66 (3), 111-118 (2004).
- Ohlemiller, K. K., et al. The endocochlear potential as an indicator of reticular lamina integrity after noise exposure in mice. Hear Res. 361, 138-151 (2018).
- Liberman, M. C., Kujawa, S. G. Cochlear synaptopathy in acquired sensorineural hearing loss: Manifestations and mechanisms. Hear Res. 349, 138-147 (2017).
- Levano, S., et al. Whole neonatal cochlear explants as an in vitro model. J Vis Exp. (197), e65160(2023).
- Wu, K. Y., et al. Isolation and culture of primary cochlear hair cells from neonatal mice. J Vis Exp. (199), e65687(2023).
- Schmiedt, R. A., et al. Effects of furosemide applied chronically to the round window: A model of metabolic presbyacusis. J Neurosci. 22 (21), 9643-9650 (2002).
- Kurata, N., et al. Histopathologic evaluation of vascular findings in the cochlea in patients with presbycusis. JAMA Otolaryngol Head Neck Surg. 142 (2), 173-178 (2016).
- Wangemann, P., et al. Loss of KCNJ10 protein expression abolishes endocochlear potential and causes deafness in Pendred syndrome mouse model. BMC Med. 2, 30(2004).
- Ding, L., Wang, J. miR-106a facilitates the sensorineural hearing loss induced by oxidative stress by targeting connexin-43. Bioengineered. 13 (6), 14080-14093 (2022).
- Wan, H., et al. PARP1 inhibition prevents oxidative stress in age-related hearing loss via PAR-Ca(2+)-AIF axis in cochlear strial marginal cells. Free Radic Biol Med. 220, 222-235 (2024).
- Zhang, Y., et al. Decreased poly(ADP-ribose) polymerase 1 expression attenuates glucose oxidase-induced damage in rat cochlear marginal strial cells. Mol Neurobiol. 53 (9), 5971-5984 (2016).
- Fetoni, A. R., et al. Pathogenesis of presbycusis in animal models: A review. Exp Gerontol. 46 (6), 413-425 (2011).
- Marie, A., et al. Senescence-accelerated mouse prone 8 (SAMP8) as a model of age-related hearing loss. Neurosci Lett. 656, 138-143 (2017).
- Li, W., et al. Rodent models in sensorineural hearing loss research: A comprehensive review. Life Sci. 358, 123156(2024).
- Bommakanti, K., et al. Cochlear histopathology in human genetic hearing loss: State of the science and future prospects. Hear Res. 382, 107785(2019).
- Nicolson, T. Navigating hereditary hearing loss: Pathology of the inner ear. Front Cell Neurosci. 15, 660812(2021).
- Liu, W., et al. Applications and challenges of CRISPR-Cas gene-editing to disease treatment in clinics. Precis Clin Med. 4 (3), 179-191 (2021).
- Guo, D., et al. Establishment methods and research progress of livestock and poultry immortalized cell lines: A review. Front Vet Sci. 9, 956357(2022).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
