Rozpuszczające plastry mikroigłowych wytwarzane techniką odlewania rozpuszczalnika oraz niezbędna charakterystyka urządzeń biomedycznych opartych na mikroigłach

Summary

Niniejsze prace mają na celu służyć jako praktyczny przewodnik, umożliwiający badaczom przygotowanie własnych urządzeń DMAP przy użyciu metody odlewania rozpuszczalnika, znanej również jako mikroformowanie, oraz przeprowadzenie podstawowej charakterystyki.

Abstract

Technologia oparta na mikroigłach zrewolucjonizowała dziedzinę badań nad skórą i transdermalnym dostarczaniem i obecnie uważana jest za najprostsze podejście do podawania leków przez skórę. Sukces mikronakłutych plastrów (MAP) wynika głównie z ich zdolności do neutralizowania funkcji bariery skórnej, która uniemożliwia wejście leków miejscowo poprzez bezbolesne przekłucie warstwy rogówki . Rozpuszczające MAP (DMAP) wyróżniają się spośród innych typów urządzeń opartych na MAP ze względu na biokompatybilność ich składników, możliwość samodzielnego podawania przez pacjentów oraz brak ostrych odpadów powstających po użyciu. DMAP zwykle wykonane są z materiałów polimerowych, które rozpraszają się po włożeniu do skóry, gdy mają kontakt z płynami śródmiąższowymi, uwalniając ich ładunek. Na poziomie stołowym DMAP są zazwyczaj produkowane metodą odlewania rozpuszczalnika, która polega na użyciu negatywnych form głównych o pożądanym kształcie i długości MAP, na które odlewane są dysperzje polimerowe z dodatkiem leków. Następnie są zmuszane do wypełniania jamek formy poprzez zastosowanie siły odśrodkowej lub dodatniego ciśnienia. Po wyschnięciu DMAP stają się stałe i są odklejane od form głównych, a przed użyciem rutynowo poddawane są różnym badaniom charakteryzacyjnym. Testy te zazwyczaj obejmują badanie właściwości mechanicznych DMAP, określenie zawartości wody pozostałej, zdolność ex vivo do penetracji struktury skóry, wydajność uwalniania leków oraz ocenę zgodności biobiochemicznej in vitro .

Introduction

Chociaż miejscowe i transdermalne podawanie farmakologicznie aktywnych substancji przez skórę i do skóry jest uważane za obiecującą alternatywę dla doustnego podawania, wiąże się ze znacznymi wyzwaniami ze względu na naturalną funkcję bariery skórnej wywieraną przez warstwę rogówki . To ograniczenie dotyczy szczególnie dużych cząsteczek, szczególnie tych o masie cząsteczkowej >500 Da¹. Dodatkowo pasywna dyfuzja przez skórę innych cząsteczek o specyficznych właściwościach fizykochemicznych, takich jak zauważalna hydrofilność czy lipofiliczność, jest również ograniczona. Zaproponowano różne strategie technologiczne mające na celu przezwyciężenie tej bariery, w tym jonoforeza, sonoforeza, elektroporacja, stosowanie chemicznych wzmacniaczy, metody termiczne oraz systemy w rozmiarze nano. Niemniej jednak, plastry mikronakłute (MAP) wyróżniają się spośród nich kilkoma zaletami: ekstremalną skutecznością w neutralizacji funkcji warstwy rogówki , opłacalnością, bezbolesnym doświadczeniem dla pacjentów oraz możliwością samodzielnego podawania bez udziału personelu medycznego².

MAP to urządzenia zawierające mikrowymiarowe, igiełkowate wyrzutki, które przebijają warstwę rogówki i omijają barierę naskórną. W literaturze opisano kilka typów MAP, a mianowicie: stałe, powłokowane, rozpuszczające się, pęczniące oraz puste MAP. Rozpuszczające MAP (DMAP) składają się z rozpuszczalnych w wodzie materiałów polimerowych i stosują strategię "nakłucia i uwolnienia", co tłumaczy ich dodatkowe cechy. W szczególności rozpuszczają się po włożeniu do struktury skóry, gdy mają kontakt z płynami śródmiąższowymi, uwalniając ich zawartość. W porównaniu ze strategią "nakłucia i łatania" stosowaną przez MAP stałe, gdzie służą do tworzenia mikrokanałów w strukturze skóry umożliwiających przejście następnie miejscowo zastosowanej formuły ^3,4, podejście "nakłucia i uwolnienia" nie jest podlegane czasowi, w którym mikrokanały pozostają otwarte. Strategia "poke and flow" wymaga przygotowania pustych MAP, których architektura jest znacznie bardziej złożona i trudna do wyprodukowania. Dodatkową zaletą DMAP jest to, że nie generują ostrych odpadów po aplikacji, co zmniejsza ryzyko urazów igłą i zanieczyszczenia biologicznego. Ponadto ich proste i minimalnie inwazyjne zastosowanie umożliwia pacjentom możliwość samodzielnego podania, wspierając ich zastosowanie w miejscach o ograniczonych zasobach lub geograficznie odległych, gdzie dostęp do wykwalifikowanego personelu medycznego, infrastruktury medycznej i bezpiecznych systemów utylizacji ostrych przedmiotów jest ograniczony². Środowisko naukowe skupiające się na podawaniu leków skórnych i transdermalnych coraz częściej sięga po technologię MAPs, szczególnie DMAP, aby przezwyciężyć ograniczenia wspomnianych strategii. Chociaż pierwsza publikacja na temat MAP sięga lat 80., technologia ta doświadczyła dużego rozwoju na początku lat 2000. Od tego czasu liczba publikacji wzrosła wykładniczo, osiągając obecnie około 500 artykułów^rocznie.

DMAP są zazwyczaj produkowane metodą odlewania rozpuszczalnika lub mikroformowaniem⁶. Technika ta opiera się na użyciu negatywowych form głównych o pożądanym kształcie i długości MAP. Po odlewaniu dyspersji polimerowych wypełnionych lekami lub nawet nanowymiarowymi systemami, na nią przystosowana jest zewnętrzna siła, aby wypełnić mikroigłowate szczeliny formy głównej. Po wyschnięciu DMAP można ostrożnie wyjmować, odklejając je lub rozpuszczając główną formę za pomocą środka chemicznego. Te formy główne wykonane są z różnych materiałów, z których najczęściej spotykany jest polidimetylosiloksan (PDMS), dzięki swojej elastyczności i niskiej przyczepności, co ułatwia wyjmowanie z form DMAP. Przygotowanie form głównych zazwyczaj odbywa się metodami litograficznymi; jednak obecnie dostępne są komercyjne formy PDMS o różnych kształtach, długościach i gęstościach mikroigieł.

Tutaj przedstawiono wytyczne dotyczące przygotowania DMAP z użyciem techniki odlewania rozpuszczalnika. W takim przypadku proces wykonywany jest przy użyciu siły odśrodkowej lub stosowania dodatniego ciśnienia. Pozwala to na efektywny protokół alternatywny dla kosztownych metod produkcji urządzeń biomedycznych opartych na MAP, umożliwiając szerszej grupie badaczy włączanie MAP do badań nad skórą. Dodatkowo, niezbędne cechy dla celów naukowych i podstawowych poprzedzających badania in vivo obejmują długość i geometrię igły, odporność mechaniczną na ściskanie, wydajność wkładania ex vivo , ładowanie i uwalnianie leku, zawartość wody pozostałej, stabilność, absorpcję leku ex vivo oraz profil bezpieczeństwa in vitro .

Protocol

Odczynniki i sprzęt użyty w tym badaniu są wymienione w Tabeli Materiałów.

1. Produkcja rozpuszczających się mikroigieł przez wirowanie

1. Przygotuj wodną rozpraszanie koloidalną składników DMAP, rozpuszczając je w odpowiedniej ilości wody i intensywnie mieszając. W zależności od wybranych polimerów i stężenia, czas dyspersji może się różnić. W razie potrzeby warto umiarkowanie podgrzać wodę (40-45 °C), aby ułatwić rozproszenie polimeru.
   UWAGA: Najczęściej stosowane polimery do przygotowania DMAP to poli(winyl-pirolidon) (PVP), guma karaya, kwas hialuronowy (HA), poli(metylo-winylowy eter, alt-maleinowy) (PMVE-MA), polipoli (alkohol winylowy) (PVA), karboksymetyloloza (CMC), chitozan itp., jednak można stosować dowolne inne materiały rozpuszczalne w wodzie o optymalnych właściwościach. W większości formuł typowe stężenie robocze wynosi od 5% do 30% masy masowej. Niższe stężenia zazwyczaj dają szybko rozpuszczające się DMAP, podczas gdy wyższe stężenia dają urządzenia wolno rozpuszczające się. Jednak optymalne stężenie musi być ustalone empirycznie, przygotowując różne prototypy DMAP, ponieważ zależy od masy cząsteczkowej, lepkości oraz pożądanych właściwości mechanicznych mikroigieł polimeru.
2. Pozwól polimerom mieszać minimalnie przez noc, aby osiągnąć pełną dyspersję, jednocześnie pozwalając usunąć pęcherzyki powietrza.
3. Wiruj dyspersję polimerową, jeśli pęcherzyki powietrza utrzymują się (1000 x g; 5 min; 25 °C).
4. Dodaj ładunek (lek lub nanocząstkę) w pożądanym stężeniu i mieszaj umiarkowanie, aż stanie się jednorodny, bez wprowadzania nowych pęcherzyków powietrza.
5. Utylizuj formy PDMS w płytkach z 12 dołkami. W tym celu umieść formy w studniach za pomocą gliny modelarskiej, cementu dentystycznego lub podobnego materiału.
6. Odlew 50 μL mieszanki polimerowej z lekami na formy PDMS i wirówkę (3000 x g; 5 min; 25 °C). Następnie obróć płyty o 180° i powtórz proces wirowania, aby zapewnić wypełnienie wszystkich jamek przypominających igły.
7. Ostrożnie usuń nadmiar dyspersji polimerowej załadowanej lekami. Użyj pipety do przeniesienia dyspersji polimerowej, jeśli jest ona cieczą; Użyj szpatułki, jeśli jest bardzo lepka.
8. Powtórz proces podwójnej wirowania (krok 1.6), aby ponownie włożyć do formy wszelkie polimerowe dyspersje z lekami, które mogły się przelać podczas poprzedniego etapu.
9. Susz dyspersję polimerową wypełnioną lekami w formach pod próżnią (600 mBar; 30 min; 25 °C).
10. Powtórz protokół co najmniej dwa razy od kroku 1.6-1.9, aby zapewnić prawidłowe wypełnienie form głównych dyspersją polimerową z lekami.
    UWAGA: Siła odśrodkowa może być stopniowo zmniejszana o 500 x g (25 °C) przy każdym powtórzeniu.
11. Przygotuj wysoko skoncentrowaną dyspersję polimerową wolną od leku, aby stworzyć podstawę urządzenia DMAP. Zapewni to, że lek obecny w dyspersji wypełnionej w jamach pleśni nie wróci do płyty podstawowej.
12. Odlew 50 μL swobodnej dyspersji polimerowej na formy PDMS i rozprowadzaj przez dwukrotne wirowanie, w tym na płytkach środkowych, o obrócie o 180° (500 x g; 5 min; 25 °C; 2x). Po wirowaniu dodaj 100 μL dyspersji do każdej formy, a po 12 godzinach dodaj dodatkowe 50 μL do płyty podstawowej.
13. Zostaw DMAP-y w formach PDMS, aby wyschły przez 3-5 dni w temperaturze pokojowej w suchym osuszaczu.
14. Demontuj DMAP z PDMS ostrożnie za pomocą kleszczy lub odklej je taśmą celulozową (Rysunek 1).
15. Scharakteryzuj wyprodukowane DMAP-y (patrz krok 3).

2. Produkcja rozpuszczających się układów mikroigiełowych przez zastosowanie dodatniego ciśnienia

1. Postępuj podobnie jak opisano w poprzedniej sekcji aż do kroku 1.5.
2. Odlew 150 μL mieszanki polimerowej wypełnionej lekami na formy PDMS i umieść je w zbiorniku ciśnieniowym.
3. Napełnij zbiornik ciśnieniowy powietrzem, aż ciśnienie osiągnie 3-4 bary przez co najmniej 15 minut.
4. Ostrożnie usuń nadmiar dyspersji polimerowej załadowanej lekami. W takim celu, jeśli dyspersja polimerowa jest cieczą, użyj pipety, a jeśli jest znacznie lepka, usuń ją szpatułką.
5. Powtarzaj stosowanie ciśnienia (kroki 2.2-2.3), aby ponownie wprowadzić do formy wszelkie polimerowe dyspersje z lekami, które mogły się przelać podczas poprzedniego etapu.
6. Susz dyspersję polimerową wypełnioną lekami w formach pod próżnią (600 mbar; 30 min; 25 °C).
7. Przygotuj wysoko skoncentrowaną dyspersję polimerową wolną od leku, aby stworzyć podstawę urządzenia DMAP. Zapewni to, że lek obecny w dyspersji wypełnionej w jamach pleśni nie wróci do płyty podstawowej.
8. Wylej 0,2 g dyspersji polimerowej z wolnego leku na formy PDMS i zastosuj dodatnie ciśnienie, jak opisano w kroku 2.3.
9. Postępuj podobnie jak opisano w poprzedniej sekcji od kroku 1.13.

3. Charakterystyka DMAP

UWAGA: W tym etapie zastosowano metody użycia tkanek skóry ludzkiej i/lub zwierzęcej zgodnie z wytycznymi instytucjonalnymi. Dodatkowo metody polegające na użyciu próbek skóry zwierzęcej zostały przeprowadzone zgodnie z zasadą 3R dla eksperymentów na zwierzętach.

1. Wizualizuj DMAP-y za pomocą mikrokamery z odpowiednim powiększeniem, aby rozróżnić projekcje igiełkowe⁷.
   UWAGA: Jeśli zostały naładowane kolorowym lekiem lub barwnikiem, należy zachować inny kolor między końcówkami a podstawą.
2. Przymocuj DMAP-y do urządzenia nośnego i wizualizuj morfologię oraz długość projekcji przypominających mikroigły za pomocą mikroskopii optycznej. Należy zachować strukturę ostrego końcówki. Zapisz długość projekcji przypominających mikroigły odpowiednim oprogramowaniem do mikroskopu optycznego.
   UWAGA: Aby zmierzyć długość mikronakłucia mikroskopem optycznym, MAP muszą być wyświetlane prostopadle do obiektywów. Pomiary długości oraz kształt mikroigłowatych wyrzutów muszą być potwierdzone za pomocą skaningowej mikroskopii elektronowej.
3. Oceń właściwości mechaniczne DMAP w odniesieniu do odkształcenia mikroigieł po sprężeniu do powierzchni stałej. W tym celu umieść urządzenie DMAP w komercyjnie dostępnym aplikatorze DMAPs i spręż je na stalowej płaskiej powierzchni przez 30 sekund. Po sprężeniu zapisz długość mikroigłowych projekcji i oblicz procent odkształcenia, porównując go z długością początkową zgodnie z następującym równaniem⁷:
   
   Gdzie h_o i_{h f} oznaczają długość microigieł odpowiednio przed i po kompresji.
   UWAGA: Jeśli jest to możliwe, użycie analizatora tekstur standaryzuje siłę ściskania. W takim przypadku siła 32 N/array naśladuje średnią siłę kciuka, jaką pacjenci stosują podczas samodzielnego stosowania urządzeń DMAP.
4. Określ wstępną zdolność wprowadzania DMAP metodą zastępczej sztucznej skóry opartą na termoplastycznych arkuszach wykonanych z materiału typu olefin⁸. W tym celu skompresuj urządzenie DMAP na ośmiu oprawionych arkuszach, zgodnie z warunkami opisanymi w kroku 3.4. Liczba otworów powstałych w każdej warstwie jest obserwowana mikroskopią optyczną lub kamerą mikroskopową, a procent penetracji na różnych głębokościach obliczany.
   UWAGA: Komercyjnie dostępne arkusze termoplastyczne zazwyczaj mają grubość 127 μm.
5. Określ zdolność wprowadzania DMAP ex vivo za pomocą wcześniej usuniętych i starannie przyciętych roślin ze skóry ludzkiej, wieprzowej lub gryzoni. Oczyść roślinę z napiętej ilości wody wodą, mocz ją na 1-2 minuty, a następnie umieść ją na piankowej warstwie aluminiowej z bokiem warstwy rogówki skierowanym do góry.
   1. Przejdź do wstawiania w warunkach opisanych w kroku 3.4. DMAP-y zostaw włożone do skóry aż do rozpuszczenia końcówek mikronagłówek. Jeśli DMAP są naładowane barwnikami lub lekami kolorowymi, zabarwienie wewnętrznych i zewnętrznych stron skóry ujawnia pomyślne wprowadzenie DMAPs⁹. Ponadto mikrokanały można obserwować poprzez analizę histologiczną przekrojów skóry⁷.
      UWAGA: Ten krok, obejmujący ex vivo skórę ludzką lub zwierzęcą, został przeprowadzony zgodnie z wytycznymi i zatwierdzeniem Komitetu Etyki Badań Ludzkich i Zwierząt Uniwersytetu w Walencji. Uzyskano świadomą zgodę tam, gdzie to było stosowne, a wszystkie eksperymenty były zgodne z instytucjonalnymi i europejskimi standardami etycznymi dotyczącymi wykorzystania tkanek ludzkich i zwierzęcych w badaniach biomedycznych.
6. Określ zawartość wody pozostałej za pomocą analizy termograwimetrycznej. Utrata masy ciała obserwowana do 100-110 °C przypisuje się pozostałej wodzie¹⁰.
   UWAGA: W zależności od źródła literatury, maksymalna dozwolona zawartość wody pozostałej wynosi 5%-10% całkowitej masy, aby zapewnić optymalne suszenie DMAP.
7. Ilościowo określić ładunek poprzez zanurzenie DMAP w 5-10 mL wody (lub alternatywnie w odpowiednim wodnym medium uwalniającym dla analizowanego leku) w temperaturze 32-37 °C oraz ilościowe określenie ilości ładunku za pomocą optymalnej metody analitycznej.
   UWAGA: Spektrofotometria UV-Vis jest powszechnie stosowana do analizy małych cząsteczek. Dla związków o niskich granicach wykrywalności i ilościowości zaleca się wysokowydajną chromatografię cieczową (HPLC) w połączeniu z detekcją UV-Vis, fluorescencją lub elektrochemiczną. HPLC w połączeniu ze spektrometrią mas może być stosowana, gdy wymagana jest wyjątkowa czułość i specyficzność. Analityczne określenie białek i przeciwciał zazwyczaj przeprowadza się za pomocą testów kwasu bicynchoninowego (BCA) oraz immunotestów, takich jak enzymatyczny immunosorbent assay (ELISA) lub Western blotting. Profile uwalniania leków uzyskuje się poprzez pobieranie próbek (0,2-1 mL) w ustalonych punktach czasowych z uwalniającego medium^{wodnego 11}. Po każdym punkcie próbkowania odejmowana objętość jest zastępowana tą samą objętością odpuszczonego medium uwalniającego, aby uniknąć błędów związanych z autokoncentracją próbek.
8. Oceń stabilność DMAP, powtarzając powyższe testy charakteryzacyjne, aby upewnić się, że cechy DMAP pozostają stałe podczas okresu przechowywania w zaprojektowanych warunkach.
   UWAGA: Jeśli ładunek jest termostabilny, DMAP są zazwyczaj przechowywane w temperaturze pokojowej (25 °C). W przypadku termoczułych składników aktywnych DMAP przechowywane są w temperaturze 4 °C. Wilgotność względna powinna być utrzymwana poniżej 30%. Stabilność DMAP jest rutynowo monitorowana przez okres sześciu miesięcy.
9. Określ proces nałożenia i absorpcji skóry przez lek ex vivo za pomocą układu komórek dyfuzji Franza (FDC). W tym celu przygotuj skórę zgodnie z opisaniem i włóż DMAP-y do struktury skóry na 30 sekund, zgodnie z krokiem 3.6.
   1. Następnie przyklej komorę dawcy FDC do skóry odpowiednią ilością cyjanoakrylianu. Po wyschnięciu przymocuj kompleks komory skóra-dawca do komory receptorowej za pomocą odpowiednich zacisków¹². Na koniec należy stosować protokół próbkowania opisany w podsekcji 3.5.
      UWAGA: Ten krok dotyczący ex vivo skóry ludzkiej lub zwierzęcej został przeprowadzony zgodnie z wytycznymi i zatwierdzeniem Komitetu Etyki Badań Ludzkich i Zwierzęcych Uniwersytetu w Walencji. Uzyskano świadomą zgodę tam, gdzie to było stosowne, a wszystkie eksperymenty były zgodne z instytucjonalnymi i europejskimi standardami etycznymi dotyczącymi wykorzystania tkanek ludzkich i zwierzęcych w badaniach biomedycznych. Jeśli DMAP rozpuszczają się powoli, przymocuj je do skóry za pomocą chirurgicznych taśm klejących, aby zapobiec autowydalaniu ze struktury skóry.
10. Ocena biokompatybilności in vitro za pomocą testów aktywności metabolicznej, takich jak testy na bazie tetrazoliu i resazurinu, lub testów proliferacji, w tym testów 5-Bromo-2'-deoksyurydyny bromodeoksyurydyny (BrdU), zgodnie z instrukcjami producenta.
    UWAGA: Preferowane linie komórkowe to keratynocyty, fibroblasty lub melanocyty. Komórki nienarcone na działanie DMAP są zazwyczaj stosowane jako kontrolę negatywną, podczas gdy komórki traktowane 1% siarczanem sodu dodecylowym (SDS) pełnią funkcję kontroli pozytywnej. Ocena biokompatybilności zależy od profilu rozpuszczania DMAP. W przypadku szybko rozpuszczających się DMAP (rozpuszczających się w ciągu 24 godzin) stosuje się metodę opartą na ekstrakcji, gdzie urządzenie jest rozpuszczane przed ekspozycją komórki. W przypadku wolno rozpuszczających się DMAP stosuje się metodę bezpośredniego kontaktu, a urządzenie dodaje się bezpośrednio do zasiewających otworów. Zgodnie z międzynarodowymi normami ISO 10993, wyniki żywotności komórek >70% są uznawane za nietoksyczne.

Results

Produkowane DMAP muszą oznaczać jednorodny wygląd z udanym powstaniem mikronagłowatych wypustek, jak pokazano na Rysunku 2A. Gdy kolorowy ładunek jest ładowany wyłącznie do struktury mikroigiełkowej, niewielka ilość leku może zanieczyścić podstawę DMAP z powodu przepełnienia końcówek leków lub niepełnego czyszczenia przed odlewem dyspersji polimerowej wolnego leku. Jednak wyraźna jest różnica między tymi dwoma strukturami. Podczas wizualizacji za pomocą mikroskopii optycznej, wyrzutki przypo...

Discussion

Opisany tutaj protokół pozwala na przygotowanie DMAP-ów. Jednak wszechstronność i szeroki zakres materiałów polimerowych, które mogą być używane do produkcji DMAP, umożliwiają produkcję urządzeń rozpuszczających o różnych właściwościach. Przedstawione wyniki odpowiadają szybko rozpuszczającym się DMAP, ponieważ zostały one wyprodukowane za pomocą PVP, polimeru o wysokiej dyspersji wodnej w niskim stężeniu. Czas rozpuszczania DMAP można łatwo dostroić, po prostu podstawiając polimer lub zmieniając jego stężenie. Dlatego w...

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
Płytka 12-dołkowa do hodowli komórkowej	Nie ma	Nie ma	Brak specyfikacji. Odpowiednia jest każda komercyjna płytka do hodowli komórek 12-dołkowa
Wirówka	Eppendorf	Wirówka 5810 G	Można je zastąpić dowolną inną wirówką przystosowaną do płytek hodowli komórkowych
Błękit metylenowy	Sigma Aldrich	66720	CAS 122965-43-9. Można je zastąpić dowolną inną farbą lub marką
Modelarska glina	Nie ma	Nie ma	Brak specyfikacji. Każda komercyjna glina modelarska jest odpowiednia
Folie termoplastyczne typu olefin	Amcor	PM996	Parafilm M
Poliuretan (alkohol winylowy) (PVA) MW: 9-10 kDa	Sigma Aldrich	363146	CAS 9002-89-5. Można je zastąpić przez dowolną inną markę
Poli(winyl-pirolidon) (PVP) MW: 40 kDa	Sigma Aldrich	PVP40	CAS 9003-39-8. Można je zastąpić przez dowolną inną markę
Formy z polidimetylosiloksanu (PDMS)	Technologie mikropunktowe	ST-06	Rozkład igieł w tablicy 15 x 15; Wysokość 600 & micro; m; Base 200 & micro; m; Rozstaw igły 500 &m. Można je zastąpić przez inne formy PDMS o innym kształcie i długości wnęki
Zbiornik ciśnieniowy	Protrima	AT-10HT	Można go zastąpić dowolnym innym zbiornikiem ciśnieniowym obsługującym ciśnienie 4 bary