Artykuł metodologiczny

Rękawowa gastrektomia u myszy z użyciem jednorazowych klipsów do ligatur

264 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/69996

⸱

20 lutego 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of General Surgery, Guangzhou Red Cross Hospital of Jinan University, 2College of Clinical Medicine, Guizhou Medical University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Przedstawiamy tutaj protokół, który wykorzystuje jednorazowy klips do więzy do stworzenia modelu gastrektomii z rękawiem myszy. Model ten wykazuje niską śmiertelność pooperacyjną, krótszy czas operacyjny oraz efekty terapeutyczne porównywalne z tradycyjnymi technikami szycia.

Streszczenie

Obecne modele myszy gastrektomii rękawowej (SG) w dużej mierze opierają się na ręcznym szyciu – technicznie wymagającym zabiegu z wydłużonymi czasami operacyjnymi, wysoką śmiertelnością okołooperacyjną i stromą krzywą uczenia się. To ogranicza ich dostępność dla badaczy niechirurgicznych. Aby rozwiązać ten wąski gardło, opracowaliśmy uproszczony protokół SG z wykorzystaniem jednorazowych klipsów do więza, powszechnie stosowanych w klinicznej chirurgii przewodu pokarmowego. U myszy C57BL/6J wywołanych dietą, podejście oparte na klipsie skróciło średni czas działania o >50% (20,9 ± 3,2 vs. 43,9 ± 3,0 min) i znacząco poprawiło przeżycie 12 tygodni w porównaniu z tradycyjnym szyciem. Metoda ta osiągnęła równoważne wyniki metaboliczne, w tym trwałą utratę masy ciała, poprawę tolerancji glukozy, zwiększoną wrażliwość na insulinę oraz zmniejszenie steatozy wątroby. Co istotne, model ten nie wymaga specjalistycznej wiedzy mikrochirurgicznej ani urządzeń do zszywania, które często nie są dostępne w zastosowaniach na myszy. Zalecamy tę metodę opartą na klipsach badaczom, szczególnie tym bez zaawansowanego szkolenia chirurgicznego, którzy stawiają na efektywność procedur i powtarzalność w mechanistycznych badaniach chirurgii bariatrycznej. Dla chirurgów poszukujących bezpośredniej klinicznej przekładalności preferowane są techniki oparte na szwach, choć z bardziej rygorystycznym leczeniem okołooperacyjnym.

Wprowadzenie

Chirurgia bariatryczna jest powszechnie uznawana za najskuteczniejszą interwencję w przypadku skrajnej otyłości i powiązanych z nią powikłań1. Model gastrektomii rękawowej myszy (SG) jest cennym narzędziem do badania zmian patofizjologicznych i potencjalnych mechanizmów związanych z chirurgią bariatrą. Model ten jest korzystny, ponieważ pozwala na wykorzystanie genetycznie modyfikowanych szczepów myszy, takich jak te z knockoutami genów lub nadmierną ekspresją. Modele myszy, które łatwo odtworzyć, umożliwiają ścisłą kontrolę warunków eksperymentalnych i ułatwiają eksperymentalną manipulację, są niezbędne dla translacji klinicznej2.

Konwencjonalny model SG na myszy wykorzystuje techniki szwów do wykonania rurkowej torebki żołądkowej. Ta metodologia obejmuje wiele precyzyjnych etapów chirurgicznych i zazwyczaj wymaga znacznej biegłości technicznej. Reprezentatywne techniki to SG-jednowarstwowa 3,4 oraz SG-Lembert 5,6, ze średnim czasem operacji około 30 do 45 min7. W konsekwencji wykonanie SG w kohorcie dziesięciu myszy zazwyczaj wymaga 5-7,5 godziny czasu operacyjnego. W badaniach obejmujących wiele kohort eksperymentalnych, skumulowane sesje chirurgiczne mogą trwać przez 2-3 kolejne dni. Wydłużone terminy proceduralne mogą wprowadzać ograniczenia logistyczne i zmienność warunków okołooperacyjnych, co wpływa na spójność eksperymentów i monitorowanie po operacji. Naukowcy badali alternatywne podejścia do opracowania bardziej dostępnych modeli myszy-SG. Podejejścia wspomagane zszywaczem (SG-stapler)7,8 oraz klipsowe (SG-clip)9,10,11 stanowią znaczące udoskonalenia. Metody te usprawniają specyficzne aspekty formowania torebki żołądkowej i zmniejszają wymagania techniczne związane z ręcznym szyciem, wspierając tym samym szersze wdrożenie w środowiskach badawczych z różnym poziomem doświadczenia chirurgicznego. Technika zszywaczy SG napotyka praktyczne ograniczenia w zastosowaniach na myszach ze względu na ograniczoną dostępność urządzeń do zszywania o odpowiedniej wielkości, co prowadzi do częstszego stosowania w modelach szczurów. W odniesieniu do podejścia SG-clip, wcześniejsze badania często stosowały jeden do dwóch tytanowych klipsów uzupełnionych szwamipomocniczymi 9,10,11. Gładka wewnętrzna powierzchnia standardowych klipsów tytanowych zapewnia nieoptymalną aparcję tkanek, co wymaga dodatkowego fiksowania w celu zapewnienia niezawodności proceduralnej i integralności żołądka.

Czerpiąc z cech modeli SG-stapler i SG-clip, protokół ten prezentuje myszy model SG opracowany przy użyciu jednorazowych klipsów ligujących (IG). Te klipsy są powszechnie stosowane podczas cholecystektomii, wyrostka robaczkowego i innych operacji przewodu pokarmowego. W tych zabiegach bezpiecznie zaciskają tkanki, takie jak resztkowy przewód torbielowaty, korzeń wyrostka i naczynia krwionośne, eliminując potrzebę dodatkowego wzmacniania szwów. Dostępne są rozmiary odpowiednie do długości żołądka myszy. Ten nowy model SG-clip jest prosty, niezawodny i wykazuje skuteczność terapeutyczną porównywalną z tradycyjnym modelem szwów.

Co istotne, SG oparte na szwach pozostaje preferowane, gdy badania mają na celu powielanie techniki chirurgicznej klinicznej, badanie specyficznych dla szwów biomechanicznych lub biologicznych efektów lub wymagają maksymalnej precyzji anatomicznej. Dla badaczy z zaawansowanymi umiejętnościami mikrochirurgicznymi metody szycia ręcznego odzwierciedlają procedury ludzkie i dlatego są bardziej odpowiednie dla wierności translacyjnej. Natomiast model ligującego klipu oferuje uprostronioną, efektywną i dostępną alternatywę, która zachowuje rzetelność eksperymentalną, jednocześnie poszerzając zastosowanie mysiej SG w różnych środowiskach badawczych – szczególnie gdy wiedza chirurgiczna jest ograniczona.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Protokół ten jest zgodny z Międzynarodowymi Wytycznymi Etyki Dobrostanu Zwierząt i został zatwierdzony przez Eksperymentalny Komitet ds. Dobrostanu i Etyki Zwierząt Eksperymentalnych Uniwersytetu Jinan (numer zatwierdzenia: 20240227-0073).

UWAGA: Trzydzieści samców myszy typu dzikiego C57BL/6J (osiem tygodni), ważących 22-25 g, było trzymanych w specyficznym środowisku wolnym od patogenów (SPF) o temperaturze pokojowej 20-26 °C i 12/12 godzin na przemian w dzień i noc. Po przyzwyczajeniu się do diety wysokotłuszczowej przez 4 tygodnie, myszy zostały losowo przydzielone do grup SC (SG z klipsem), SS (SG z szwami) oraz SH (sfa) z po 10 myszy w każdej grupie.

1. Przygotowanie przedoperacyjne

  1. Przejdź na dietę płynną przez 2 dni i nie poszcz przed operacją.
    UWAGA: Przejście przedoperacyjne na dietę płynną może ułatwić opróżnianie stałego pokarmu z żołądków myszy, co zmniejsza zanieczyszczenie wewnątrzoperacyjne. Dodatkowo sprzyja lepszej adaptacji do pooperacyjnego odżywiania płynnego, zapewniając odpowiednie spożycie energii.
  2. Przymocuj termofor na stole operacyjnym wyposażonym w maskę znieczuloną i dostosuj temperaturę do ~37 °C.
  3. Umyj stół alkoholem 75%.
  4. Pobierz 1 mL z 100 ml soli fizjologicznej, aby rozpuścić proszek penicyliny. Następnie wstrzyknąć cały rozpuszczony roztwór penicyliny do pozostałych 99 mL soli fizjologicznej, aby przygotować roztwór penicyliny o stężeniu 800 000 IU/100 mL.
  5. Znieczulaj myszy 3% izofluranem i 0,5 l/min tlenu przez około 30 sekund, a następnie umieść głowę w masce znieczulnej, utrzymując stężenie izofluranu na poziomie 1,5%.
  6. Sterylizuj skórę klatki piersiowej i brzucha roztworem anerdyjskim i przykryj sterylnym ręcznikiem.

2. Zabiegi chirurgiczne

  1. Medianowa laparotomia: Podnieś skórę około 2 cm poniżej wyrostka ksifoidalnego i wykonać nacięcie o długości 1,5 cm wzdłuż linii środkowej. Rozkróć bezmięśniowy obszar wzdłuż linea alba na tyle, by zmieścił się retraktor (około 1,5 cm).
  2. Zewnętrzna stymulacja żołądka: Używając mokrego wacika, przesuwaj jelito grube i część jelita cienkiego w kierunku jamy miednicy. Delikatnie podnieś brzuch aż do nacięcia brzusznej pęsetą i przykryj go nowym ręcznikiem z mokrej gazy. Ostrożnie rozciąć więzadło wątrobowo-ostro-naczyniowe, więzadło śledzionowe oraz częściowe naczynie zatok żołądkowy z trzustką i przeciąć elektrokoagulatorem.
    UWAGA: Terminowe umieszczenie dodatkowych nowych zasłon lub zwilżonych wacików podczas zewnętrznej i nacięcia żołądka może skutecznie zmniejszyć zanieczyszczenie zawartością żołądka.
  3. Określić zakres resekcji wzdłuż większego zakrzywienia żołądka, przy czym dno dna jest 3 mm dalej od przełyku, a antrum 3 mm blisko odźwiernika.
  4. Dla grupy SC:
    1. Umieść jednorazowy klips do ligatury z aplikatorem wzdłuż wyznaczonego zakresu resekcji; ostrożnie ponownie określ odległość pozycji zacisku od przełyku i odźwiernika, a następnie zaciskaj.
      UWAGA: Przed przycinaniem linia resekcji musi zostać potwierdzona wspólnie przez asystenta i operatora, aby zapewnić precyzyjne marginesy resekcji.
    2. Umieść nawilżoną wacik wokół żołądka, aby zapobiec zanieczyszczeniu jamy brzusznej rozlewającą się zawartością żołądka; następnie szybko odciąć około 80% tkanki żołądkowej po stronie o większej krzywiźnie klipsa wiązowego.
    3. Sterylizuj nacięcie trzy razy wymazami Anerdian i raz przetrzyj wymazem z solą fizjologiczną (Rysunek 1).
  5. Dla grupy SS:
    1. Zacisnąć ciało żołądka wzdłuż wyznaczonego zakresu resekcji.
    2. Umieść nawilżoną wacik wokół żołądka, aby zapobiec zanieczyszczeniu jamy brzusznej rozlewającą się zawartością żołądka; Następnie użyj nożyczek okulistycznych, aby szybko odciąć około 80% tkanki żołądka po stronie o większym zakrzywieniu.
    3. Otwórz kleszcze i wyczyść zawartość żołądka wymazami z solą fizjologiczną.
    4. Zszyj nacięcie dwukrotnie, używając 6-0 wchłanialnych szwów chirurgicznych z techniką jednowarstwową ciągłą. Wykonaj pierwszy ciągły szew, wprowadzając igłę prostopadle do krawędzi nacięcia, w odległości 2-3 mm, przechodząc przez pełną grubość ściany żołądka i wychodząc w równie odległym punkcie po stronie przeciwległej. Zabezpiecz pierwszy szew węzłem chirurgicznym, kontynuuj szew, używając naprzemiennych zgryzów o długości 2 mm pod równomiernym napięciem, aby zapobiec marszczeniu tkanek lub przerwom, a zakończ węzłem kwadratowym (3-4 rzuty).
    5. Wykonaj drugie ciągłe szew równolegle do pierwszego, stosując przesunięcie, aby zwiększyć pokrycie i utrzymać stałe odstępy zgryzu oraz napięcie, unikając nakładania się i skręcania.
      UWAGA: Zaczerwienienie wacików lub gazy wskazuje na znaczne krwawienie, szczególnie w miejscu nacięcia żołądka; Przed zszyciem wymagana jest odpowiednia elektrokoagulacja nacięcia, aby osiągnąć hemostazę.
    6. Sterylizuj nacięcie trzy razy wymazami Anerdian i raz przetrzyj wymazem z soli fizjologicznej (Rysunek 2).
  6. Dla grupy SH:
    1. Wykonuj tylko zaciskanie żołądka i puść po 10 minutach.
    2. Wróć żołądek do jamy brzusznej w odpowiedniej pozycji, zszyj mięśnie propria i skórę szwami chirurgicznymi 5-0, sterylizuj i zakończ zabieg.
      UWAGA: Wszystkie myszy zostały operowane w ciągu tygodnia, aby umożliwić skuteczne monitorowanie masy ciała i spożycia pokarmu.

3. Opieka pooperacyjna

  1. Umieść myszy w pudełku indukcyjnym z czystym tlenem. Można je obudzić po około 2 minutach. Wyjmij myszy i połóż je na poduszce grzewczej. Uważnie obserwuj stan świadomości i oddychania, a następnie oddaj je do klatki, gdy będą mogły się poruszać.
  2. Podaj pojedyncze podskórne zastrzyki roztworu soli fizjologicznej glukozy (5% glukozy i 4,5% chlorku sodu) w dawce 20 mL/kg.
  3. Podanie podskórnego zastrzyku meloksykamu w dawce 4 mg/kg (stężenie: 0,4 mg/mL) tuż przed odzyskaniem przytomności myszy po operacji. Powtarzaj ten zastrzyk co 24 godziny przez trzy kolejne dni.
  4. Zapewnij Abbott roztwór odżywczy oraz dietę wysokotłuszczową przez pierwsze trzy dni po operacji; Zamień roztwór odżywczy wodą picyjną czwartego dnia po operacji.
  5. Podawaj penicylinę (30 000 U/kg) domięśniowo przez 3 kolejne dni po operacji, aby zapobiec infekcji.
  6. Codziennie obserwuj myszy pod kątem ogólnych schorzeń i zapewniaj szybkie leczenie objawowe w razie potrzeby.

4. Wskaźniki wykrywania

UWAGA: Przeżycie przez 4 tygodnie bez istotnych powikłań pooperacyjnych u myszy uważane jest za udane operacje.

  1. Rejestruj wagę i czas trwania operacji w momencie operacji oraz monitoruj wagę, spożycie pokarmu, śmiertelność i występowanie poważnych powikłań co tydzień dla każdej grupy przez 12 tygodni po operacji.
  2. Wykonaj oceny metaboliczne i tranzytu jelitowego, takie jak test tolerancji glukozy wewnątrzotrzewnowej (ipGTT), test tolerancji insuliny (ITT) oraz test tranzytu jelita cienkiego w 12. tygodniu.
    1. Dla ipGTT: szybkie myszy przez 12 godzin. Odetnij segment o średnicy 1 mm z końca ogona i zmierz poziom glukozy we krwi na czczo (czas 0). Podawaj roztwór glukozy 20% dootrzewnowej w dawce 2 g/kg masy ciała. Mierz poziom glukozy we krwi w 15, 30, 60, 90 i 120 minutach po podaniu.
    2. Do ITT: Szybkie myszy przez 6 godzin. Mierz poziom glukozy we krwi na czo. Podawaj roztwór insulinowy (0,075 U/mL) dookołootrzewnowo w dawce 0,5 U/kg masy ciała. Mierz poziom glukozy we krwi w 15, 30, 60, 90 i 120 minutach po wstrzyknięciu.
    3. Przy przejściu jelita cienkiego: szybkie myszy przez 12 godzin. Podawaj 10% zawiesina proszku węglowego za pomocą doustnej dawki w dawce 10 mL/kg masy ciała. Po 30 minutach uśpię myszy. Wyciąć nienaruszone jelito cienkie od odźwiernika do bliższego końca polewu. Zmierz współczynnik tranzytu jelit jako odległość od odźwiernika do krawędzi przedniej zawiesiny węglowej podzieloną przez całkowitą długość jelita cienkiego.
  3. Poświęć myszy, by obserwować anatomiczną strukturę żołądka rękawowego i morfologię jelita cienkiego.
  4. Barwienie próbek wątroby barwieniem hematoksylinowo-eozynowym (HE) oraz olejowym kolorem O oraz pobieranie próbek krwi w celu wykrycia poziomu całkowitego cholesterolu w surowicy (TC), trójglicerydów (TG) oraz wolnych kwasów tłuszczowych (FFA).

5. Analiza statystyczna

  1. Wyrażaj wszystkie zmienne ciągłe (masa ciała, spożycie pokarmu, współczynnik tranzytu jelita cienkiego, poziom glukozy we krwi oraz parametry serologiczne) jako średnią ± odchylenia standardowego.
  2. Przeanalizuj dane o masie ciała i spożyciu pokarmu, używając dwukierunkowych powtarzanych pomiarów ANOVA (czynniki: grupa i czas).
  3. Analizuj wskaźniki tranzytu jelita cienkiego oraz parametry serologiczne za pomocą jednokierunkowej metody ANOVA.
  4. Dla danych z testów tolerancji glukozy wewnątrzotrzewnowej (ipGTT) i testu tolerancji insuliny (ITT) oblicz powierzchnię pod krzywą (AUC) dla każdego uczestnika i porównaj wartości AUC grupowych za pomocą jednokierunkowej metody ANOVA.
  5. Wykonaj porównania parowe post-hoc z korektą Bonferroniego po istotnych wynikach ANOVA.
  6. Zdefiniuj istotność statystyczną jako p < 0,05. Wszystkie analizy statystyczne przeprowadzaj za pomocą GraphPad Prism 9 (GraphPad Software, San Diego, CA, USA).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Kryterium sukcesu chirurgicznego definiowano jako przeżycie myszy ponad 4 tygodnie po operacji bez poważnych powikłań. Zgony, które nastąpiły po czwartym tygodniu pooperacyjnym, przypisuje się powikłaniom. Podczas 12 kolejnych tygodni obserwacji pooperacyjnej w grupie SC odnotowano jedną śmierć 24. dnia pooperacyjnego z powodu rany i infekcji brzucha spowodowanej szwami, podczas gdy pozostałe dziewięć myszy przeżyło do 12. tygodnia. W grupie SS zginęło łącznie pięć myszy, a punkty śmierci przypadały na dni 5, 7 i 12 po o...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Model SG na myszy został opracowany przy użyciu jednorazowych klipsów do więza, co skutkowało prostym, skutecznym i powtarzalnym zabiegiem chirurgicznym. Technika oparta na klipsach konsekwentnie wykazywała skuteczność terapeutyczną porównywalną z konwencjonalnym modelem SG opartym na szwach, jednocześnie znacząco skracając czas operacyjny i poprawiając wskaźniki przeżycia pooperacyjnego.

Technika operacyjna dla modelu SG-szwu myszy nie jest z natury złożona, a wielu chirurgów doświadczonych w...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają żadnych konfliktów interesów do zgłoszenia.

Podziękowania

Prace te były wspierane przez Fundację Nauk Przyrodniczych prowincji Guangdong (2021A1515011261), Fundację Podstawowych i Stosowanych Badań Podstawowych Guangzhou (2024A03J0659) oraz Projekt Nauk i Technologii Zdrowotnej Guangzhou (20251A011020).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Rozwiązanie anerdskieProsperichHC-3566Sterylizacja skóry klatki piersiowej i brzucha
75% alkoholuMacklinE885996-500mlWyczyść stół operacyjny
Aparat do znieczulenia zwierzęcegoYuyanBioYuyan-ABSSprzęt do znieczulenia myszy
AplikatorHangzhouKangjiΦ 10 mm i razy; 330 mmJednorazowy aplikator do klipsów do ligatury
Jednorazowy klips do ligaturyHangzhouKangjiKJ-JZJ02XLStwórz rękaw żołądkowy
Elektrochirurgiczny ołówekYuyanBioGemini (zasilany bateriami)Hemostaza elektrokoagulacyjna podczas operacji.
Upewnij sięLaboratoria AbbottH20181147Dieta płynna
Glukometr i paski testoweACCU-CHEKProwadź mnieMonitorowanie poziomu glukozy we krwi
Oprogramowanie GraphPadSan Diego, CA, USAGraphPad Prism 9Statystyka i analiza danych
Poduszka grzewczaRTtechRT-jr01Utrzymuj ciepłą temperaturę ciała myszy podczas operacji
Dieta wysokotłuszczowaResearch Diets, IncD1249260 kcal% tłuszczu
IzofluranNapęd na tylne kołaR510-22Leki znieczulające
MeloksykamAladynM129228-25gLeki przeciwbólowe pooperacyjne
Narzędzia mikrochirurgiczneBeyotimeFS500Wykonuj operacje na zwierzętach
Rozciągacz myszyCHIU POKCP-ckqChirurgiczne cofnięcie jamy brzusznej u myszy
Szwy chirurgiczneJinhuan MedicalCR537/KCR631Szwy chirurgiczne

Bibliografia

  1. Ghiassi, S., Morton, J. M. Safety and efficacy of bariatric and metabolic surgery. Curr Obes Rep. 9 (2), 159-164 (2020).
  2. Lutz, T. A., Bueter, M. The use of rat and mouse models in bariatric surgery experiments. Front Nutr. 3, 25(2016).
  3. Kucharczyk, J., Nestoridi, E., Kvas, S., Andrews, R., Stylopoulos, N. Probing the mechanisms of the metabolic effects of weight loss surgery in humans using a novel mouse model system. J Surg Res. 179 (1), e91-e98 (2013).
  4. Yin, D. P., et al. Assessment of different bariatric surgeries in the treatment of obesity and insulin resistance in mice. Ann Surg. 254 (1), 73-82 (2011).
  5. Bachmann, R., Meile, T., Lange, J., Widmayer, P., Königsrainer, A., Küper, M. A. Surgical technique of a vertical sleeve gastrectomy in mice. J Investig. Surg. 26 (5), 261-265 (2013).
  6. Hao, Z., Townsend, R. L., Mumphrey, M. B., Morrison, C. D., Münzberg, H., Berthoud, H. -R. RYGB produces more sustained body weight loss and improvement of glycemic control compared with VSG in the diet-induced obese mouse model. Obes Surg. 27 (9), 2424-2433 (2017).
  7. Bruinsma, B. G., Uygun, K., Yarmush, M. L., Saeidi, N. Surgical models of Roux-en-Y gastric bypass surgery and sleeve gastrectomy in rats and mice. Nat Protoc. 10 (3), 495-507 (2015).
  8. Chambers, A. P., et al. The effects of vertical sleeve gastrectomy in rodents are ghrelin independent. Gastroenterology. 144 (1), 50-52.e5 (2013).
  9. Schlager, A., et al. A mouse model for sleeve gastrectomy: applications for diabetes research. Microsurgery. 31 (1), 66-71 (2011).
  10. Jahansouz, C., Staley, C., Bernlohr, D. A., Sadowsky, M. J., Khoruts, A., Ikramuddin, S. Sleeve gastrectomy drives persistent shifts in the gut microbiome. Surg Obes Relat. Dis. 13 (6), 916-924 (2017).
  11. Wei, J. -H., Yeh, C. -H., Lee, W. -J., Lin, S. -J., Huang, P. -H. Sleeve gastrectomy in mice using surgical clips. J Vis Exp. (165), e60719(2020).
  12. Stevenson, M., Lee, J., Lau, R. G., Brathwaite, C. E. M., Ragolia, L. Surgical mouse models of vertical sleeve gastrectomy and Roux-en Y gastric bypass: a review. Obes Surg. 29 (12), 4084-4094 (2019).
  13. Frohman, H. A., Rychahou, P. G., Li, J., Gan, T., Evers, B. M. Development of murine bariatric surgery models: lessons learned. J Surg Res. 229, 302-310 (2018).
  14. Kawano, Y., Ohta, M., Hirashita, T., Masuda, T., Inomata, M., Kitano, S. Effects of sleeve gastrectomy on lipid metabolism in an obese diabetic rat model. Obes Surg. 23 (12), 1947-1956 (2013).
  15. Yousaf, M. S., et al. Short-Term Outcomes of Laparoscopic Sleeve Gastrectomy for Weight Loss and Gastroesophageal Reflux Disease. Cureus. 17 (1), e76943(2025).
  16. Aktekin, A., Kazan, K., Gunes, P., Yekrek, M., Muftuoglu, T., Saglam, A. Hematological, biochemical, and immunological laboratory and histomorphological effects of sleeve gastrectomy on female rats. Indian J Surg. 77 (S2), 557-562 (2015).
  17. Himel, A. R., et al. Feature article: splenectomy fails to attenuate immuno-hematologic changes after rodent vertical sleeve gastrectomy. Exp Biol Med. (Maywood). 244 (13), 1125-1135 (2019).
  18. Blok, N. B., et al. Towards a better mouse model of vertical sleeve gastrectomy. Surg Obes Relat. Dis. 21 (11), 1198-1209 (2025).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Model mysichirurgia bariatrycznabadania nad oty o citolerancja glukozywra liwo na insulinst uszczenie w trobytechnika chirurgicznaefektywno proceduralna

Powiązane artykuły