Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Model urazu termicznego za pomocą monofalarnej częstotliwości radiowej na nerwie kulszowym u myszy

201 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/69998

⸱

3 kwietnia 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Pain Management, Xuanwu Hospital, Capital Medical University, 2National Medical Center for Neurological Diseases, 3National Clinical Research Center for Geriatric Diseases

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Badanie to zastosowało systemy częstotliwości radiowej do nerwów kulszowych myszy, ustanawiając model ablacji częstotliwości radiowej urazu nerwu termicznego. Takie podejście rozwiązuje kwestie kontroli w modelach termicznych urazów nerwów obwodowych myszy, dostarczając praktyczną metodę modelowania badań nad naprawą urazów nerwowych i bólem neuropatycznym.

Streszczenie

Uszkodzenie nerwów obwodowych często powoduje ból neuropatyczny i wywołuje procesy naprawy nerwów. Chociaż modele kontrolowanych urazów fizycznych są już dobrze ugruntowane, istniejące modele urazów termicznych pozostają eksploracyjne i wykazują słabą kontrolę. W praktyce klinicznej systemy ablacji radiowej (RFA) są często stosowane do wywołania urazu termicznego tkanek i nerwów. RFA to metoda terapeutyczna, która skutecznie blokuje transmisję bólu poprzez wywoływanie uszkodzeń termicznych nerwów. Zakres ablacji można zmienić poprzez dostosowanie określonych parametrów, a także stopnia drętwienia i dysfunkcji ruchowej w obszarze rozkładu nerwów dotkniętych. Badanie to wykorzystało monopolarny system częstotliwości radiowej do stworzenia stabilnego, kontrolowanego modelu uszkodzenia nerwu kulszowego myszy, stosując temperaturę 75°C przez 30 sekund. Znaczący wzrost progu odstawienia mechanicznego (MWT) zaobserwowano w dniach 7–14 po operacji, a powrót do zdrowia następował do 28. dnia. Badania te dotyczą obecnej luki w modelach urazów nerwu RFA, odtwarzają klinicznie zaobserwowane uszkodzenia nerwów po procedurach RFA oraz dostarczają ram metodologicznych dla kolejnych badań nad uszkodzeniami nerwów wywołanymi przez RFA.

Wprowadzenie

Ból neuropatyczny stanowi stałe wyzwania w leczeniu klinicznym, ponieważ jego mechanizmy bólu są nadal badane. Aby zbadać molekularne i komórkowe mechanizmy bólu neuropatycznego, podwiązanie nerwów rdzeniowych (SNL)1, przewlekłe urazy zwężenia nerwu kulszowego (CCI)2, częściowe podwiązanie nerwu kulszowego (pSNL)3, przecięcie nerwu kulszowego (SNT)4 oraz uraz nerwu oszczędnego (SNI)5 zostały z powodzeniem zastosowane u gryzoni do symulacji obwodowego uszkodzenia nerwu fizycznego. Aby zwiększyć kontrolowalność i stabilność modelu, wcześniejsze badania zaproponowały ulepszenia, takie jak manometry i selektywne uszkodzenia, które zostały wdrożone.

Chociaż technologia radiowa przyniosła korzystne wyniki kliniczne, wiąże się również z kilkoma skutkami ubocznymi. Na przykład ablacja częstotliwości radiowej (RFA), stosowana podczas hemostazy podczas operacji6, może powodować uszkodzenia termiczne otaczających tkanek i stwarzać ryzyko uszkodzeń termicznych nerwów obwodowych z powodu wysokiej temperatury końcówki instrumentu7. Dodatkowo, RFA w leczeniu neuralgii trójdzielnej8, neuralgii popowodkowej9 oraz innych neuropatycznych schorzeń bólowych zmniejsza pierwotny ból po operacji, ale towarzyszy jej długotrwałe drętwienie pooperacyjne w obszarze unerwienia, hiperalgezja powierzchowna oraz inne dolegliwości10,11. W konsekwencji badania nad urazami termicznymi nerwów obwodowych stopniowo zyskują na znaczeniu. Jednak istniejące modele zwierzęce nie mają możliwości precyzyjnego kontrolowania temperatury, czasu trwania i lokalizacji urazu termicznego, co ogranicza jednolitość nasilenia urazu.

Wcześniejsze badania wykorzystywały pręty przewodzące ciepło podłączone do kąpieli wodnej12 o stałej temperaturze lub pompy gorącej wody do wstrzykiwania gorącej wody do gumowej rurki bezpośrednio stykającej się z nerwem13, dążąc do symulacji termicznych efektów RFA na uszkodzenie nerwów. Jednak wcześniejsze modele urazów termicznych powodowały jedynie uszkodzenia termiczne, eliminując tym samym wpływ prądu radiowego i jego parametrów na nerwy. Czy uszkodzenia spowodowane RFA wynikają wyłącznie z efektów termicznych, czy też czynniki takie jak zmiany parametrów częstotliwości radiowej również wywierają wyraźny wpływ na nerwy, pozostaje do zbadania. Obecny brak modeli zwierzęcych bezpośrednio wykorzystujących systemy koagulacji termicznej o częstotliwości radiowej w leczeniu urazów nerwów nerwowych utrudniał rozwój badań nad uszkodzeniami nerwów związanych z RFA. Badanie to bezpośrednio wykorzystało monopolarny system RFA do symulacji urazu nerwów RFA w warunkach klinicznych poprzez indukowanie urazu RFA nerwów kulszowych myszy. Stanowi ona referencyjną metodologię do badań podstawowych nad uszkodzeniem nerwów obwodowych przez RFA.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Eksperymenty na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Komitet Etyki Zwierząt Centrum Eksperymentalnego Zwierząt, Szpital Xuanwu, Capital Medical University i przeprowadzane zgodnie z Przewodnikiem NIH dotyczącym opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych14. Dorosłe samce myszy C57BL/6 (8–10 tygodni, 20–25 g) były trzymane w grupach (4–5 osób w klatce) w kontrolowanych warunkach środowiskowych (22 ± 2 °C, wilgotność 50%–60%, 12-godzinny cykl światła/ciemności z włączonym światłem o 07:00) z doprowadnym dostępem do standardowego jedzenia dla gryzoni i wody. Wszystkie oceny behawioralne przeprowadzano w fazie jasnej między 08:00 a 12:00. Szczegóły dotyczące odczynników, oprogramowania i sprzętu znajdują się w Tabeli Materiałów.

1. Znieczulenie i przygotowanie myszy

  1. Znieczulanie myszy poprzez iniekcję dootrzewnowkową roztworu tribrometanolu o stężeniu 20 mg/mL w dawce 0,2 mL na 10 g masy ciała.
  2. Okryj oba oczy maścią okulistą z watą waciczną.
  3. Umieść myszy w lewej pozycji bocznej. Usuń włosy po prawej stronie ciała (1 cm × powierzchnia 1 cm) za pomocą maszynki do golenia (Rysunek 1).
    UWAGA: Ten etap zwiększa powierzchnię styku między tułowiem a płytą ujemną obwodu, aby ułatwić zmniejszenie rezystancji obwodu.
  4. Umieść część tułowia myszy w kontakcie z metalową negatywną płytką elektrodową w prawej pozycji bocznej. Nałóż kilka kropel cieczy jonowej (0,9% NaCl lub zmodyfikowany roztwór Ringera; patrz Tabela materiałów dla składu) na powierzchnię styku między tułowiem a płytą, aby zwiększyć przewodność elektryczną.
    UWAGA: Upewnij się, że głowa i twarz pozostają poza płytką ujemną, aby zapobiec niezamierzonemu narażeniu oczu lub innych narządów na prąd.
  5. Zabezpiecz lewą tylną kończynę w pozycji skierowanej do góry, z kolanem zgiętą taśmą klejącą na negatywnej elektrodzie. Usuń owłosienie z okolic lewego uda i zdezynfekuj miejsce operacji trzy razy etanolem 75%.
  6. Przed rozpoczęciem potwierdzić odpowiednią głębokość znieczulenia, potwierdzając brak reakcji odstawienia na bodziec uszczypający przystosowany do kończyny tylnej lub ogona.
    UWAGA: Unikaj podawania miejscowych środków znieczulanych (np. lidokainy) lub niesteroidowych leków przeciwzapalnych (np. paracetamolu) w okresie okołooperacyjnym, ponieważ mogą one wpływać na ocenę neurobehawioralną po operacji.

2. Operacja ablacji częstotliwości radiowej

  1. Użyj kości udowej jako odniesienia. Użyj mikronożyczek, aby wyciąć nacięcie skórne o średnicy 1 cm w kierunku długiej osi kości udowej, z przesunięciem bocznym o 0,5 cm do strony ogonowej (Rysunek 2).
  2. Bezpośrednio rozciąć mięsień bicepsa udowego (BFM) wzdłuż nacięcia skórnego i poszukać głównego pnia nerwu kulszowego za pomocą mikrokleszczy. Nerw kulszowy rozdziela się w pobliżu stawu kolanowego (Rysunek 3).
  3. Użyj mikrokleszczy, aby oddzielić pień nerwu kulszowego od otaczającej tkanki około 2 mm powyżej rozgałęzienia nerwu kulszowego, na długość około 5 mm. Unikaj urazu naczyń krwionośnych podczas tępego rozdzielenia.
    UWAGA: W przypadku przypadkowego uszkodzenia naczyń użyj sterylnego wacika do wchłonięcia krwi i wywierania odpowiedniego nacisku, aby zatrzymać krwawienie. Kontynuuj zabieg po zakończeniu dalszego przecieku krwi.
  4. Podłącz igłę RFA do urządzenia do przetwarzania częstotliwości radiowej. Połóż końcówkę igły płasko na tkance mięśniowej, aby sprawdzić opór. Jeśli opór jest wyższy niż 1 kΩ, dodaj ciecz jonową między ciałem myszy a płytką ujemną za pomocą zakraplacza, aż opór spadnie poniżej 1 kΩ.
  5. Delikatnie unieś oddzielony nerw kulszowy szklaną wskazówką minutową. Umieść igłę RFA poniżej nerwu kulszowego, z odsłoniętą metalową końcówką umieszczoną 3 mm od rozgałęzienia nerwu kulszowego (Rysunek 4).
  6. Ustaw parametry instrumentu terapeutycznego o częstotliwości radiowej następująco: tryb koagulacji termicznej, 75 °C, 30 s, częstotliwość 2 Hz i szerokość impulsu 1 ms. Aktywuj dostarczanie energii RFA.
  7. Delikatnie wyciągnij igłę RFA. Przestaw nerw kulszowy pęsetą, aby unieść tkankę mięśniową. Zamknąć mięsień szwem 6-0 z kwasem poliglikolowym (PGA). Zamknąć nacięcie skórne szwem 4-0 wchłaniającym się PGA.
  8. Po operacji połóż myszy na cyrkulującym kocu z ciepłą wodą (38 °C) lub termostatycznie sterowanej poduszce grzewczej, przykrytej papierem toaletowym lub ręcznikiem, aby włosy mogły wyschnąć i zapobiec bezpośrednim uszkodzeniom spowodowanym ciepłem.
  9. Wróć myszy do klatki i czekaj na powrót do zdrowia po znieczuleniu. Rutynowo codziennie przechowuj i kontroluj integralność nacięcia oraz monitoruj spożycie pokarmu, spożycie wody i ogólny stan ciała.

3. Grupa eksperymentalna

  1. Grupa RFA: Wykonaj pełny protokół operacji RFA opisany w krokach 2.1–2.9.
  2. Grupa pozorowa: Wykonuj identyczne procedury co grupa RFA (kroki 2.1–2.5 i 2.7–2.9), ale nie aktywuj systemu RFA w kroku 2.6. Utrzymuj igłę RFA w pozycji pod nerwem kulszowym przez 30 sekund bez aktywacji prądu, a następnie przejdź do kroku 2.7.
    UWAGA: Grupa Szama, kontroluje urazy chirurgiczne, znieczulenie, manipulacje nerwami oraz wkłucanie igieł niezależnie od urazu termicznego.

4. Ocena Von Freya dla MWT

  1. Przed każdym testem umieszczaj myszy losowo na platformie von Freya. Pozwól na aklimatyzację przez 15 minut, aż zachowanie eksploracyjne ustanie.
    UWAGA: Platforma składa się z metalowej siatki z otworami o średnicy 0,6 cm × 0,6 cm na dole oraz kilku czerwonych przezroczystych pojemników dla myszy, które umieszcza się w różnych pojemnikach, nie przeszkadzając sobie nawzajem.
  2. Wykonaj ocenę von Freya metodą gór-dół15. Użyj włókna von Freya, aby stymulować środek lewej tylnej podeszwy z wystarczającą siłą, by spowodować lekkie zgięcie. Trzymaj przez 3 sekundy lub do momentu reakcji wycofania16.
    UWAGA: Rozpocznij testowanie od filamentu 0,4 g. Następny wyższy filament należy nałożyć po negatywnej odpowiedzi lub następny niższy filament po pozytywnej odpowiedzi. Kontynuuj przez cztery kolejne zastosowania po pierwszej zmianie kierunku. W praktyce w tym badaniu jako górny limit ustawiono filament o masie 2 g, ponieważ przy tej sile włókno von Freya unosiło przednią łapę nad ziemię bez wykazywania reakcji ucieczki lub wycofania.
  3. Zapisuj odpowiedzi i obliczaj 50% MWT za pomocą kalkulatora metody gór-dół (metoda gór-dół dla eksperymentów von Freya, https://bioapps.shinyapps.io/von_frey_app/).
  4. Wykonaj badania von Freya na początku (przed operacją) oraz w dniach 7, 14, 21, 28 i 35.

5. Zbieranie tkanek DRG i barwienie immunofluorescencyjne

  1. W 7. dniu pooperacyjnym pobierz DRG L4–L6 od grup RFA i Sham.
  2. Utrwalić tkanki w 10% sacharozo-paradehydzie w temperaturze 4 °C przez 6–12 godzin.
  3. Krioprotectura tkanek w 30% sacharoza-PBS w temperaturze 4 °C przez noc.
  4. Osadz tkanki w związanym stężeniu optymalnej temperatury cięcia17.
  5. Przetnij kriosekcje o średnicy 13 μm i przepuścić je niejonowym surfaktantem.
  6. Blokuj za pomocą odczynnika blokującego i inkubuj przez noc z przeciwciałem poliklonalnym w temperaturze 4 °C.
  7. Po umyciu inkubuj z przeciwciałem wtórnym przez 2 godziny w temperaturze pokojowej.
  8. Montaż z medium antyfade.

6. Analiza statystyczna

  1. Przedstawić dane ciągłe rozkładu normalnego jako średnią ± błędu standardowego średniej (SEM).
  2. Wykonaj porównania między grupami za pomocą niezależnego testu t-test.
  3. Analizuj porównania wewnątrzgrupowe w różnych punktach czasowych za pomocą analizy wariancji powtórzonych miar (ANOVA).
  4. Zastosuj korektę Bonferroniego dla porównań parowych po po-hoc.
  5. Przetworz wszystkie dane za pomocą oprogramowania statystycznego i ustaw istotność statystyczną na P < 0,05.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Pomyślne ustanowienie modelu potwierdzono zarówno przez wskaźniki śródoperacyjne, jak i pooperacyjne. Po zakończeniu RFA (75 °C, 30 s) zaobserwowano łagodne zrosty między czubkiem igły RFA a nerwem kulszowym po wycofaniu. Zrost ten wynika z miejscowej denaturacji białka i krzepnięcia w miejscu kontaktu i sugeruje odpowiednie dostarczanie energii termicznej wraz z bezpośrednim kontaktem nerwowym. Brak zrostu może wskazywać na przemieszczenie igły podczas zabiegu, prowadząc do nieregularnego lub nieoptymalnego uszkodzenia ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Wraz z szybkim rozwojem małoinwazyjnej chirurgii, technologia częstotliwości radiowej stała się coraz powszechniejsza 6,7,18. Wraz z rozwojem technologii częstotliwości radiowej w praktyce klinicznej, powiązane badania ułatwiły jej szersze wdrożenie. Jednak wpływ prądu radiofalowego na tkanki wymaga dalszych badań, zwłaszcza po zastosowaniu technologii częstotliwości radiowej w leczeniu bólu neuropatycznego, a jakość życia wielu...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy deklarują brak konkurencyjnych interesów.

Podziękowania

Badanie to jest wspierane przez Program Talent Convergence Szpitala Xuanwu (HZ2025PYDTR009) oraz fundusze Capital for Health Improvement and Research (CFH2024-2-2011).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Szew 4-0Jinhuan MedicalC412Zamknij skórę
Szew 6-0Jinhuan MedicalKCR631Zamknij warstwę mięśniową
Przeciwciało wtórne Alexa Fluor 488InvitrogenA-11008Przeciwciało wtórne
Poliklonalne przeciwciało królika ATF3Novus BiologicalsNBP1-85816Przeciwciało poliklonalne
Zakrzywione drobne kleszczeBeyotime BiotechnologyFS031Przecięte mięśnie i powięź
Medium montażowe DAPI antyfadeBeyotime BiotechnologyP0131Medium antyfade
Szklana wskazówka minutowaYuyan InstrumentsBLFZ10Podnieś nerw
GraphPad PrismGraphpad Software, LLCWersja 9.0Obrazy danych wyjściowych
MikronożyczkiBeyotime BiotechnologyFS217Nacięcie skóry z przecięciem
Zmodyfikowane rozwiązanie Ringera sSamodzielnie przygotowaneNie maMleczan sodu 3,10 g/L; NaCl 6,00 g/L; KCl 0,30 g/L; CaCl2· 2H2O 0,20 g/L
Uchwyt na igłyYuyan InstrumentsY32010Trzymaj igły
Rozwiązanie blokujące QuickBlockBeyotime BiotechnologyP0260Odczynnik blokujący immunofluorescencję
Urządzenie terapeutyczne z częstotliwością radiowąCosman MedicalRFG-1ASystem częstotliwości radiowych
Elektroda termokoagulacyjna o częstotliwości radiowej TrocarCosman MedicalTCD-10Izolowana igła RF
Zastrzyk Ringera z mleczanem soduSyczuan  Kelun  Farmaceutyka   Spółka,  Ltd86902180001566Ciecz jonowa zmniejszająca odporność
Statystyki SPSSIBM CorpWersja 27.0Oprogramowanie do analizy statystycznej
Proste cienkie kleszczeBeyotime BiotechnologyFS027Przecięte mięśnie i powięź
Przewód światłowodny von FreyaDanmic GlobalAesthesio Semmes-WeinsteinTest zachowania

Bibliografia

  1. Schäfers, M., Cain, D. Single-Fiber Recording: in vivo and in vitro preparations. Methods in molecular medicine. Luo, Z. D. , Humana Press. Totowa, NJ. 155-166 (2004).
  2. Vissers, K., Adriaensen, H., De Coster, R., De Deyne, C., Meert, T. F. A chronic-constriction injury of the sciatic nerve reduces bilaterally the responsiveness to formalin in rats: A behavioral and hormonal evaluation. Anesth Analg. 97 (3), 520-525 (2003).
  3. Malmberg, A. B., Basbaum, A. I. Partial sciatic nerve injury in the mouse as a model of neuropathic pain: Behavioral and neuroanatomical correlates. Pain. 76 (1-2), 215-222 (1998).
  4. Moore, K. A., et al. Partial peripheral nerve injury promotes a selective loss of GABAergic inhibition in the superficial dorsal horn of the spinal cord. J Neurosci. 22 (15), 6724-6731 (2002).
  5. Cichon, J., Sun, L., Yang, G. Spared nerve injury model of neuropathic pain in mice. Bio Protoc. 8 (6), e2777(2018).
  6. Smith, T. L., Smith, J. M. Electrosurgery in otolaryngology–head and neck surgery: Principles, advances, and complications. Laryngoscope. 111 (4 Pt 1), 769-780 (2001).
  7. Advincula, A. P., Wang, K. The evolutionary state of electrosurgery: Where are we now. Curr Opin Obstet Gynecol. 20 (4), 353-358 (2008).
  8. Habib, H. E. A. A., Ellakany, M. H., Elnoamany, H., Elnaggar, A. G. Microvascular decompression versus radiofrequency ablation in trigeminal neuralgia of the maxillary and mandibular divisions. Asian J Neurosurg. 19 (2), 221-227 (2024).
  9. Zhang, H., Ni, H., Liu, S., Xie, K. Supraorbital nerve radiofrequency for severe neuralgia caused by herpes zoster ophthalmicus. Pain Res Manag. 2020, 3191782(2020).
  10. Wu, C., Lv, Y., Wang, C., Zhong, C. Efficacy of semilunar ganglion radiofrequency thermal coagulation in moderate and severe trigeminal postherpetic neuralgia and its impact on serum IL-1β and IL-6 levels. Eur J Med Res. 30 (1), 1005(2025).
  11. Gazelka, H. M., et al. Incidence of neuropathic pain after radiofrequency denervation of the third occipital nerve. J Pain Res. 7, 195-198 (2014).
  12. Dong, Y., et al. Neuropathologic damage induced by radiofrequency ablation at different temperatures. Clinics. 77, 100005(2022).
  13. Konno, S., et al. Acute thermal nerve root injury. Eur Spine J. 3 (5), 299-302 (1994).
  14. National Research Council. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , 8th ed, Natl. Acad. Press. Washington, DC. (2011).
  15. Chaplan, S. R., Bach, F. W., Pogrel, J. W., Chung, J. M., Yaksh, T. L. Quantitative assessment of tactile allodynia in the rat paw. J Neurosci Methods. 53 (1), 55-63 (1994).
  16. Christensen, S. L., et al. Von Frey testing revisited: Provision of an online algorithm for improved accuracy of 50% thresholds. Eur J Pain. 24 (4), 783-790 (2020).
  17. He, L., et al. A procedure for mouse dorsal root ganglion cryosectioning. J Vis Exp. (195), e65232(2023).
  18. Odell, R. C. Electrosurgery: Principles and safety issues. Clin Obstet Gynecol. 38 (4), 610-621 (1995).
  19. Zinder, D. J. Common myths about electrosurgery. Otolaryngol Head Neck Surg. 123 (4), 450-455 (2000).
  20. Al-Zain, F., Lemcke, J., Killeen, T., Meier, U., Eisenschenk, A. Minimally invasive spinal surgery using nucleoplasty: A 1-year follow-up study. Acta Neurochir (Wien). 150 (12), 1257-1262 (2008).
  21. Yu, X., et al. Changes of functional, morphological, and inflammatory reactions in spontaneous peripheral nerve reinnervation after thermal injury. Oxid Med Cell Longev. 2022, 9927602(2022).
  22. Boerboom, A., Dion, V., Chariot, A., Franzen, R. Molecular mechanisms involved in Schwann cell plasticity. Front Mol Neurosci. 10, 220(2017).
  23. Zhu, J., Luo, G., He, Q., Yao, M. Evaluation of the efficacy of unipolar and bipolar spinal dorsal root ganglion radiofrequency thermocoagulation in the treatment of postherpetic neuralgia. Korean J Pain. 35 (1), 114-123 (2022).
  24. Chang, M. C., Cho, Y. W., Ahn, S. H. Comparison between bipolar pulsed radiofrequency and monopolar pulsed radiofrequency in chronic lumbosacral radicular pain: A randomized controlled trial. Medicine. 96 (14), e6236(2017).
  25. Elemam, E. M., Abdel Dayem, O. T., Mousa, S. A., Mohammed, H. M. Ultrasound-guided monopolar versus bipolar radiofrequency ablation for genicular nerves in chronic knee osteoarthritis pain: A randomized controlled study. Ann Med Surg (Lond). 77, 103680(2022).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Uszkodzenie nerwu kulszowegouszkodzenie nerwu obwodowegoablacja radiofrekwencyjnab l neuropatycznyregeneracja nerwuprzewodzenie b luuszkodzenie nerwumechaniczny pr g wycofania
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.