Artykuł metodologiczny

Ocena rezerwy przepływu wieńcowego w myszim modelu niewydolności serca z zachowaną frakcją wyrzutową za pomocą echokardiografii Dopplera

381 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/70135

⸱

24 marca 2026

 ,  ,  , 
1Department of Cardiology, Nanjing Drum Tower Hospital, Nanjing Drum Tower Hospital Clinical College of Nanjing Medical University, 2Department of Cardiology, Nanjing Drum Tower Hospital, The Affiliated Hospital of Nanjing University Medical School, MOE Key Laboratory of Model Animal for Disease Study, Nanjing University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Protokół ten opisuje szybkie, nieinwazyjne podejście do oceny dysfunkcji mikronaczyniowej wieńca w modelu niewydolności serca na myszy z zachowaną frakcją wyrzutową (HFpEF). Rezerwa przepływu wieńcowego (CFR) jest określana na podstawie lokalizacji lewej tętnicy wieńcowej sterowanej ultrasonografią, obliczanej jako stosunek prędkości przepływu wieńcowego hiperemicznego do wyjściowego.

Streszczenie

Niewydolność serca z zachowaną frakcją wyrzutową (HFpEF) stanowi znaczne globalne obciążenie zdrowotne i poważne wyzwanie kliniczne z powodu braku skutecznych terapii, a podstawowa patofizjologia pozostaje nieuchwytna. Dysfunkcja mikronaczyniowa wieńcowa (CMD), która jest bardzo częsta u pacjentów z HFpEF, wywołuje niedokrwienie mięśnia sercowego, które zaburza zarówno funkcję rozkurczową i rozkurczową lewej komory. Biorąc pod uwagę, że dysfunkcja mikronaczyń jest kluczową cechą HFpEF, CMD jest obecnie uważane za ważny czynnik w jego patogenezie. Rezerwa przepływu wieńcowego (CFR), definiowana jako stosunek maksymalnej prędkości przepływu hiperemicznego do spoczynkowego przepływu krwi, jest bardzo cennym markerem niedokrwienia mięśnia sercowego. Ponadto pełni rolę kompleksowego wskaźnika dysfunkcji naczyń wieńcowych, mierząc łączne hemodynamiczne efekty tętnic wieńcowych zarówno naepisercowych, jak i mikronaczyniowych na przelew mięśnia sercowego. Protokół ten koncentrował się na ocenie zmian CFR w myszim modelu HFpEF za pomocą echokardiografii Dopplera. W tym badaniu myszy kontrolne wykazały ponad dwukrotny wzrost szczytowej prędkości przepływu krwi wieńcowej przy rozszerzeniu naczyń wywołanych izofluranem w porównaniu do wartości spoczynkowych, podczas gdy ta odpowiedź była istotnie osłabiona u myszy HFpEF. W HFpEF obniżona CFR przewiduje niepożądane skutki i odzwierciedla ukrytą dysfunkcję mikronaczyniową, co czyni ją kluczowym narzędziem do badania postępu choroby i wyboru pacjenta.

Wprowadzenie

Niewydolność serca (HF) z zachowaną frakcją wyrzutową (HFpEF) była dominującą formą HF i wiąże się ze złą rokownictwem. Nie ma jednak udowodnionego leczenia zmniejszającego związaną z nią zachorowalność i śmiertelność 1,2. Obecność wielu czynników ryzyka, w tym zaawansowanego wieku, nadciśnienia, cukrzycy, dyslipidemii i otyłości, leży u podstaw złożoności i heterogeniczności HFpEF3. W ostatnich latach narastające dowody wykazały, że dysfunkcja mikronaczyniowa wieńca (CMD) jest niezależnym i bezpośrednim czynnikiem ryzyka HFpEF, a nie chorobami współistniejącymi 4,5,6. Dysfunkcja mikronaczyniowa wieńcowa, obejmująca zarówno nieprawidłowości funkcjonalne, jak i strukturalne, leży u podstaw niedokrwienia podwsierdziowego, rozlanego włóknienia międzymiąższowego oraz dysfunkcji lewej komory w HFpEF 7,8. Przeprowadzono szeroko zakrojone badania nad patologiczną rolą CMD w chorobach sercowo-naczyniowych 9,10. Badanie kliniczne wykazało, że dysfunkcja mikronaczyniowa (wykazana przez zaburzenie CFR <2.0) jest bezpośrednio powiązana z pogorszeniem funkcji rozkurczowej lewej komory i może być obiecującym celem terapeutycznym w HFpEF11. Badanie echokardiograficzne w zakresie częstości występowania dysfunkcji mikronaczyniowej w niewydolności serca z zachowaną frakcją wyrzutową (PROMIS-HFpEF) wykazało, że 75% pacjentów z HFpEF miało CMD, na podstawie pomiarów CFR w lewej tętnicy wieńcowej12. Ponadto nieprawidłowe CMD koreluje ze zwiększonym ryzykiem niepożądanych skutków, w tym istotnie zwiększonym ryzykiem śmiertelności13,14. W związku z tym wykorzystanie CMD jako kluczowego biomarkera w modelach zwierzęcych znacznie ułatwia badania patofizjologii HFpEF i pomaga w weryfikacji skutecznej replikacji fenotypu choroby.

Obecnie metody oceny funkcji mikronaczyń wieńcowych, takie jak tomografia emisyjna pozytonowa (PET), rezonans magnetyczny sercowo-naczyniowy (CMR), rezerwa przepływu frakcyjnego (FFR) oraz wskaźnik oporu mikrokrążenia (IMR), są trudne do zastosowania w badaniach gryzoni ze względu na niewielkie rozmiary zwierząt oraz ograniczoną dostępność dedykowanego sprzętu obrazowania. Rezerwa przepływu wieńcowego (CFR) jest zalecana przez międzynarodowe wytyczne jako narzędzie do badania fizjologii wieńcowej15,16. Ponadto CFR pełni rolę wiarygodnego markera niedokrwienia serca, wskaźnika dysfunkcji naczyń wieńcowych oraz cennego wskaźnika prognostycznego ryzyka sercowo-naczyniowego17. Echokardiografia Dopplera do oceny CFR to zweryfikowana i powtarzalna metoda oceny globalnej funkcji naczyń wieńcowych w przedklinicznych modelach gryzoni. Chociaż wcześniejsze badania wykazały stosowanie CFR w modelach myo/szczur z urazami niedokrwienności mięśnia sercowegoi reperfuzji 18,19, nigdy nie był stosowany w zwierzęcych modelach HFpEF. Ponadto metoda oceny CFR opisana w tym badaniu, która szybko lokalizuje LCA za pomocą kolorowej echokardiografii Dopplera, może być rozszerzona na różne modele zwierzęce, w tym kardiomiopatię cukrzycową, nadciśnieniową chorobę serca oraz przewlekłe zapalenie lub choroby autoimmunologiczne. W niniejszym badaniu, biorąc pod uwagę brak zwężenia wieńcowego naepikardia w modelu myszym, zmniejszenie rezerwy przepływu wieńcowego (CFR) odzwierciedla przede wszystkim dysfunkcję mikronaczyniową wieńcową, a nie łączny wkład nasierdzia i mikronaczyniowego. W ten sposób CFR pełni rolę wiarygodnego wskaźnika zastępczego dla CMD w tym modelu HFpEF.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury były zgodne z protokołami zatwierdzonymi przez Komitet Etyki Instytucjonalnej Szpitala Wieży Bębna w Nankinie (nr 20011141) oraz zgodne z wytycznymi Animal Research: Reporting of In vivo Experiments (ARRIVE) nr20. W tym badaniu model HFpEF został opracowany u sześciotygodniowych do ośmiotygodniowych samców myszy C57BL/6J (BW, ~25 g). Przez cały czas trwania eksperymentu myszy były trzymane w pomieszczeniu wolnym od patogenów specyficznych (SPF) w kontrolowanych warunkach temperatury (23 ± 1 °C), wilgotności (65%–70%) oraz w 12-godzinnym cyklu światła/ciemności. Wszystkie zwierzęta miały ad libitum dostęp do pożywienia i wody. Po badaniu myszy zostały znieczulone 1,5% izofluranem i uśpione przez zwichnięcie szyjki macicy. Odczynniki i używany sprzęt są wymienione w Tabeli Materiałów.

1. Ustanowienie modelu myszy HFpEF

  1. Losowo podziel myszy na dwie grupy: grupę kontrolną (CTRL) i grupę HFpEF, po osiem myszy w każdej.
  2. Stosuj ustalony protokół 21,22,23,24,25 do indukowania modelu myszy HFpEF w następujący sposób:
    1. Karm myszy w wieku sześciu do ośmiu tygodni dietą wysokotłuszczową (HFD, 60% tłuszczu) i podawaj 0,5 g/l N-nitro-L-argininowego metylowego esteru (L-NAME) rozpuszczonego w wodzie pitnej przez 8 tygodni.
      UWAGA: Przygotuj wodę pitną L-NAME w brązowych butelkach, aby uniknąć ekspozycji na światło, i odświeżaj co 2–3 dni.
  3. Karm myszy o odpowiednim wieku standardową dietą i zapewniaj regularną wodę pitną przez ten sam czas co grupa kontrolna.

2. Ocena rezerwy przepływu wieńcowego za pomocą echokardiografii

  1. Przed oceną echokardiograficzną należy znieczulenie myszy poprzez wdychanie 1,5% waporowanego izofluranu podanego w tempie 1,5–2,0 L/min z przepływem 100% O₂ w komorze znieczulenia.
    UWAGA: Izofluran to lotny środek znieczulający. Zapewnij odpowiednią wentylację podczas pracy. Noś rękawiczki nitrylowe podczas dodawania płynnego izofluranu do waporyzatora, aby uniknąć kontaktu ze skórą.
  2. Potwierdź brak reakcji na szczypanie skóry oraz stymulację palców u stóp lub ogona, a następnie ułóż zwierzę na plecach na platformie obrazowania.
  3. Przełącz aparat do znieczulenia gazowego z komory na maskę i utrzymuj stałe stężenie znieczulenia na poziomie 1,5% przez cały zabieg.
  4. Zbieraj dane fizjologiczne (EKG i oddech), nakładając przewodzący żel na miedzianą płytę (elektrody EKG) platformy obrazującej i przyklejając do nich cztery łapki.
    UWAGA: Utrzymuj izofluran na poziomie 1,5% dla utrzymania i utrzymuj temperaturę ciała ciała blisko 37 °C dzięki wbudowanej platformie grzewczej. Utrzymuj docelową szybkość oddechu na poziomie 100–140 oddechów na minutę, aby zapewnić stabilność fizjologiczną podczas obrazowania.
  5. Usuń owłosienie na klatce piersiowej poprzez nakładanie kremu depilacyjnego z bawełnianym końcówką.
  6. Usuń nadmiar kremu i luźnego futra gazą nasączoną wodą, aby przygotować się do badania obrazowego.
    UWAGA: Całkowicie usuń resztki kremu depilacyjnego, aby uniknąć podrażnień lub toksyczności skóry.
  7. Stosuj sterylną, nawilżającą maść okulistyczną na oba oczy, aby zapobiec przesuszaniu twardówki.
  8. Nałóż żel transmisji ultradźwięków na przednią część serca i ustaw platformę obrazową pod kątem około 30°–45° względem poziomu.
    UWAGA: Unikaj pęcherzyków powietrza w żelu USG.
  9. Powoli umieść wysokoczęstotliwościowy przetwornik ultrasonograficzny na linii przymostkowej i wyrównuj ją równolegle do tułowia, aby uzyskać skorygowany widok przedłużnej osi przysternalnej (PLAX) lewej komory (Rysunek 1A).
  10. Ustawić sondę pod kątem tak, aby zapewnić lekki kontakt ze ścianą klatki piersiowej, unikając ucisku.
  11. Naciśnij przycisk Tryb jasności, aby przełączyć na obrazowanie w trybie jasności.
  12. Dostosuj kąt sondy i platformy obrazującej, aby zlokalizować lewą tętnicę wieńcową (LCA).
    UWAGA: Zidentyfikować lewą komorę (LV), lewy przedsionek (LA), przednią ścianę lewej komory (LVAW), tylną ścianę lewej komory (LVPW), przegrodę międzykomorową (IVS), aortę (AO), tętnicę płucną (PA), żyłę płucną (PV), zastawkę mitralną (MV) oraz mięsień brodawkowy w oknie akustycznym.
  13. Aktywuj tryb kolorowego dopplera, naciskając przycisk Dopplerowy kolor na ekranie dotykowym. W czasie rzeczywistym przepływ z zastawki aortowej (w kierunku sondy) wydaje się czerwony.
  14. Dostosuj kąt i pozycję sondy, aby zobaczyć pełne LCA od zatoki aortowej do dalszego miejsca rozgałęzienia, minimalizując jednocześnie zakłócenia spowodowane przepływem żyły płucnej.
  15. Aktywuj tryb dopplera z falą impulsową (PW). Ustaw okno pomiaru PW równolegle do kierunku przepływu krwi LCA (rysunek 1B,C).
    UWAGA: Utrzymuj kąt insonacji poniżej 60° i stosuj korekcję kąta w czasie rzeczywistym, ustawiając kursor Dopplera równolegle do przepływu wieńcowego.
  16. Wybierz Save Clip , aby uchwycić przebieg przepływu LCA na poziomie bazowym.
  17. Zwiększ stężenie izofluranów do 3% i obserwuj stopniowy wzrost prędkości przepływu wieńcowego.
  18. Po 45 sekundach ciągłej ekspozycji na 3% izofluran wybierz Zapisz Klip , aby uchwycić prędkość przepływu wieńcowego w trybie hiperemicznym.
    UWAGA: Stale monitoruj przepływ krwi LCA. Jeśli objętość próbki PW przesuwa się z powodu ruchu oddechowego lub sercowego, należy zatrzymać akwizję, wrócić do trybu Color Doppler, aby ponownie zidentyfikować LCA, przesunąć bramkę PW i wznowić tryb PW.
  19. Po zakończeniu przerwij inhalację izofluranem i usuń żel USG. Połóż mysz na poduszce grzewczej, aż całkowicie się zregeneruje, a następnie odłóż ją do klatki.

3. Analiza statystyczna

  1. Średnie pomiary z trzech kolejnych cykli serca śledzone w oprogramowaniu analitycznym, aby uzyskać podstawowe i szczytowe prędkości przepływu LCA. Oblicz CFR jako stosunek hiperemicznego szczytowego diakuralnego przepływu wieńcowego do szczytowej prędkości przepływu rozkurczowego (CFV).
  2. Wdroż podwójnie ślepy projekt między eksperymentatorem a analitykiem danych. Oceń normalność za pomocą testu Shapiro–Wilka. Analizuj dane rozłożone normalnie, używając dwustronnego niesparowanego testu Student's t. Analizuj dane o rozkładzie nienormalnym za pomocą testu Mann–Whitney U.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

W tym badaniu wzięło udział 16 myszy (HFpEF, n = 8; Użyto CTRL, n = 8). Lewa tętnica wieńcowa została zidentyfikowana pod kolorowym kierunkiem Dopplera w widoku długiej osi przymostkowej (PLAX), a prędkość przepływu wieńcowego zmierzono za pomocą Dopplera z falami impulsowymi (PW). Po uzyskaniu wystarczającej liczby i powtarzalnych obrazów z każdej myszy przy stężeniach izofluranów 1,5% (punkt wyjścia) i 3% (hiperemiczny) określono26 CFR na podstawie uśrednionych pomiarów z co najmniej 3 kolejnych...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Niniejsze badanie przedstawia protokół wykorzystujący nieinwazyjną, prostą i powtarzalną metodę oceny dysfunkcji makro- i mikronaczyniowej w modelach zwierzęcych HFpEF. Echokardiografia Dopplera do oceny rezerwy przepływu wieńcowego jest uznawana przez Europejskie Towarzystwo Kardiologiczne za zwalidowaną i powtarzalną metodę15. W normalnych warunkach fizjologicznych u myszy C57BL/6J rezerwa przepływu wieńcowego powinna wynosić ≥2,0. W tym badaniu, w porównaniu z grupą CTRL, myszy HFpEF wykazały i...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy twierdzą, że nie ma konkurujących ze sobą interesów finansowych ani handlowych.

Podziękowania

Prace te były wspierane przez Fundusze dla Wybitnych Młodych Naukowców w Nankinie – kluczowy projekt wspierany przez Medical Science and Technology Development Foundation, Departament Zdrowia Nankinu (JQX22001); China Postdoctoral Science Foundation (2023M731631); Finansowanie badań klinicznych z Afiliowanego Szpitala Drum Tower, Wydziału Medycznego Uniwersytetu w Nankinie (2024-LCYJ-PY-29); Komisja ds. zdrowia i planowania rodziny Prowincjonalnej Fundacji Badawczej Jiangsu (MQ2024049).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Monitor fizjologii zwierzątFujifilmVEVO 3100Monitoruj tętno, oddech i temperaturę ciała
Myszy C57GemPharmatech Co., Ltd
KameraKanon, JaponiaEOS R50Zapisz pozycje platformy obrazującej i sondy USG
Krem do depilacjiVeet, francuskiUsuwanie owłosienia
GazaCiekawośćCAR-6339-PKSterylność
IzofluranNAGRODAR510-22-10Znieczulenie
Metylester N-nitro-L-argininy (L-NAME)Sigma-AldrichN5751Wprowadzenie do modelu myszy HFpEF
Badania diet, 60% tłuszczu    Research Diets, Inc.   D12492Dieta wysokotłuszczowa
Chirurgiczna termostatyczna poduszka grzewczaGlobalebio, ChinyGE0-20WKontrola temperatury
Żel ultradźwiękowyLaboratoria ParkeraW60698LŻel transmisji ultradźwięków
Vevo 3100 prekliniczne obrazowanie platfornFujifilmVEVO 3100Echokardiografia
Oprogramowanie VevoLABFujifilmVevoLAB 3.2.6Analiza danych echokardiografii

Bibliografia

  1. Redfield, M. M., Borlaug, B. A. Heart Failure With Preserved Ejection Fraction: A Review. JAMA. 329 (10), 827-838 (2023).
  2. Withaar, C., Lam, C. S. P., Schiattarella, G. G., de Boer, R. A., Meems, L. M. G. Heart failure with preserved ejection fraction in humans and mice: embracing clinical complexity in mouse models. Eur Heart J. 42 (43), 4420-4430 (2021).
  3. Borlaug, B. A. Evaluation and management of heart failure with preserved ejection fraction. Nat Rev Cardiol. 17 (9), 559-573 (2020).
  4. Paulus, W. J., Tschope, C. A novel paradigm for heart failure with preserved ejection fraction: comorbidities drive myocardial dysfunction and remodeling through coronary microvascular endothelial inflammation. J Am Coll Cardiol. 62 (4), 263-271 (2013).
  5. Shah, S. J., et al. Prevalence and correlates of coronary microvascular dysfunction in heart failure with preserved ejection fraction: PROMIS-HFpEF. Eur Heart J. 39 (37), 3439-3450 (2018).
  6. Lee, J. F., et al. Evidence of microvascular dysfunction in heart failure with preserved ejection fraction. Heart. 102 (4), 278-284 (2016).
  7. Freed, B. H., et al. Prognostic Utility and Clinical Significance of Cardiac Mechanics in Heart Failure With Preserved Ejection Fraction: Importance of Left Atrial Strain. Circ Cardiovasc Imaging. 9 (3), 191-200 (2016).
  8. Taqueti, V. R., et al. Coronary Flow Reserve, Inflammation, and Myocardial Strain: The CIRT-CFR Trial. JACC Basic Transl Sci. 8 (2), 141-151 (2023).
  9. Zhao, J., et al. Heart-gut microbiota communication determines the severity of cardiac injury after myocardial ischaemia/reperfusion. Cardiovasc Res. 119 (6), 1390-1402 (2023).
  10. Zhao, J., et al. Excessive accumulation of epicardial adipose tissue promotes microvascular obstruction formation after myocardial ischemia/reperfusion through modulating macrophages polarization. Cardiovasc Diabetol. 23 (1), 236(2024).
  11. Rush, C. J., et al. Prevalence of coronary artery disease and coronary microvascular dysfunction in patients with heart failure with preserved ejection fraction. JAMA Cardiol. 6 (10), 1130-1143 (2021).
  12. Hage, C., et al. Association of coronary microvascular dysfunction with heart failure hospitalizations and mortality in heart failure with preserved ejection fraction: a follow-up in the PROMIS-HFpEF study. J Card Fail. 26 (11), 1016-1021 (2020).
  13. Allan, T., Dryer, K., Fearon, W. F., Shah, S. J., Blair, J. E. A. Coronary microvascular dysfunction and clinical outcomes in patients with heart failure with preserved ejection fraction. J Card Fail. 25 (10), 843-845 (2019).
  14. Kelshiker, M. A., et al. Coronary flow reserve and cardiovascular outcomes: a systematic review and meta-analysis. Eur Heart J. 43 (16), 1582-1593 (2022).
  15. Knuuti, J., et al. 2019 ESC Guidelines for the diagnosis and management of chronic coronary syndromes. Eur Heart J. 41 (3), 407-477 (2020).
  16. Vancheri, F., Longo, G., Vancheri, S., Henein, M. Coronary microvascular dysfunction. J Clin Med. 9 (9), 2880(2020).
  17. Zacchigna, S., et al. Towards standardization of echocardiography for the evaluation of left ventricular function in adult rodents: a position paper of the ESC Working Group on Myocardial Function. Cardiovasc Res. 117 (1), 43-59 (2021).
  18. Guo, Z., et al. Dynamic assessments of coronary flow reserve after myocardial ischemia reperfusion in mice. J Vis Exp. (198), e65492(2023).
  19. Kelm, N. Q., Beare, J. E., LeBlanc, A. J. Evaluation of coronary flow reserve after myocardial ischemia reperfusion in rats. J Vis Exp. (148), e59675(2019).
  20. Percie du Sert, N., et al. The ARRIVE guidelines 2.0: Updated guidelines for reporting animal research. PLoS Biol. 18 (7), e3000410(2020).
  21. Schiattarella, G. G., et al. Nitrosative stress drives heart failure with preserved ejection fraction. Nature. 568 (7752), 351-356 (2019).
  22. Guo, Y., et al. iNOS contributes to heart failure with preserved ejection fraction through mitochondrial dysfunction and Akt S-nitrosylation. J Adv Res. 43, 175-186 (2023).
  23. Xiong, Y., et al. Inhibition of ferroptosis reverses heart failure with preserved ejection fraction in mice. J Transl Med. 22 (1), 199(2024).
  24. Chen, J., et al. Nitazoxanide protects against heart failure with preserved ejection and metabolic syndrome induced by high-fat diet (HFD) plus L-NAME "two-hit" in mice. Acta Pharm Sin B. 15 (3), 1397-1414 (2025).
  25. Lanzer, J. D., et al. Single-cell transcriptomics reveal distinctive patterns of fibroblast activation in heart failure with preserved ejection fraction. Basic Res Cardiol. 119 (6), 1001-1028 (2024).
  26. Lenzarini, F., Di Lascio, N., Stea, F., Kusmic, C., Faita, F. Time course of isoflurane-induced vasodilation: a Doppler ultrasound study of the left coronary artery in mice. Ultrasound Med Biol. 42 (4), 999-1009 (2016).
  27. Yang, J. H., et al. Endothelium-dependent and independent coronary microvascular dysfunction in patients with heart failure with preserved ejection fraction. Eur J Heart Fail. 22 (3), 432-441 (2020).
  28. Silvani, A., et al. Physiological mechanisms mediating the coupling between heart period and arterial pressure in response to postural changes in humans. Front Physiol. 8, 163(2017).
  29. Mohan, M., Anandh, B., Thombre, D. P., Surange, S. G., Chakrabarty, A. S. Effect of posture on heart rate and cardiac axis of mice. Indian J Physiol Pharmacol. 31 (3), 211-217 (1987).
  30. Franssen, C., et al. Myocardial microvascular inflammatory endothelial activation in heart failure with preserved ejection fraction. JACC Heart Fail. 4 (4), 312-324 (2016).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Dysfunkcja mikrokr enia wie cowegoniedokrwienie mi nia sercowegodysfunkcja naczynioruchowaprzep yw krwi w t tnicach wie cowychrozszerzenie naczy wywo ane izofluranem

Powiązane artykuły