Laktylacja lizyny specyficzna dla miejsca poprzez rozszerzenie kodu genetycznego w komórkach E. coli i ssaków

Podsumowanie

Badanie to ustanowiło metodę wykorzystującą rozszerzenie kodu genetycznego do skutecznej inkorporacji laktylizyny (Klac) w określonych miejscach ludzkiej enolazy-1 (hENO1) i superfolderu GFP (sfGFP) w komórkach Escherichia coli i ssaków.

Streszczenie

Laktylacja to niedawno odkryta modyfikacja posttranslacyjna (PTM) o różnorodnych funkcjach biologicznych. Od momentu pierwszego zidentyfikowania w 2019 roku jako regulatora polaryzacji makrofagów, laktylacja histonowych stała się kluczowym ogniwem łączącym metabolizm komórkowy z regulacją funkcjonalną. Biochemicznie polega na kowalencyjnym transferze grupy laktylowej na reszty lizyny, pośredniczonym albo przez laktylotransferazy wykorzystujące laktylo-CoA jako dawcę acyklu, albo przez aminoacylo-tRNA syntetazy (AARS) za pośrednictwem laktylo-AMP pośredniego. Dzięki tym mechanizmom poziomy mleczanu wewnątrzkomórkowego są bezpośrednio powiązane z modyfikacją i funkcją białka. Mleczenie pośredniczi w szeregu kluczowych procesów komórkowych, od funkcji fizjologicznych, takich jak regulacja genów, naprawa DNA, przeprogramowanie metaboliczne i modulacja immunologiczna, po procesy patologiczne, takie jak postęp guza i przerzuty. Pomimo identyfikacji licznych miejsc laktylacji za pomocą proteomiki, osiągnięcie specyficznej dla konkretnego miejsca laktylacji lizyny poprzez mutagenezę pozostaje wyzwaniem. Aby temu zaradzić, stosujemy technologię rozszerzania kodu genetycznego, wykorzystując specyficzną aminoaceyl-tRNA syntetazę laktylolizynową (KlacRS) oraz jej odpowiedni tRNA, aby precyzyjnie włączyć laktylizynę (Klac) w wyznaczonych resztach. Strategia ta umożliwia generowanie jednorodnie laktylowanych wariantów białek do bezpośrednich badań funkcjonalnych. Tutaj opisujemy uprościony protokół laktylacji białek specyficznych dla miejsca, zweryfikowany zarówno w komórkach Escherichia coli (E. coli), jak i ssaków, wykorzystując ludzką enolazę-1 (hENO1) i superfolder GFP (sfGFP) jako systemy modelowe.

Wprowadzenie

Laktylacja lizyny (Klac), pierwotnie zidentyfikowana na histonach, stała się kluczowym węzłem łączącym nieprawidłowy metabolizm nowotworów z regulacją epigenetyczną¹. Nagromadzenie mleczanu wynikające z zwiększonej glikolizy tlenowej w komórkach nowotworowych stanowi metaboliczne podstawy laktylacji, umożliwiając mleczanowi działanie nie tylko jako produkt metaboliczny, ale także jako cząsteczka sygnalizująca, która bezpośrednio moduluje funkcję białka. Rosnące dowody wskazują, że laktylacja szeroko uczestniczy w inicjacji i progresji guza poprzez koordynację proliferacji komórek nowotworowych ^2,3,4,5, przerzutów⁶, przeprogramowania metabolicznego^{7 oraz} oporności terapeutycznej ^8,9.

Na poziomie fenotypowym podwyższona lakttylacja jest ściśle związana ze zwiększoną agresywnością guza. Na przykład w raku nerki z komórek przezroczystych (ccRCC) laktilacja H3K18 sprzyja proliferacji i przerzutom poprzez zwiększenie regulacji receptora czynnika wzrostu β pochodzącego z płytek krwi (PDGFRβ), ustanawiając dodatnią pętlę sprzężenia zwrotnego między akumulacją mleczanu a sygnałem onkogennym¹⁰. Podobnie w raku jelita grubego (CRC) podwyższona lakttylacja H3K18 napędza progresję guza poprzez zwiększoną transkrypcję autofagii podobnej do Rubikonu (RUBCNL), co sprzyja dojrzewaniu autofagosomów i wspiera przeżycie komórek nowotworowych¹¹.

Poza bezpośrednim wpływem na agresywność guza, laktylacja pośredniczy także w przeprogramowaniu metabolicznym guza poprzez modulację ekspresji i aktywności genów związanych z metabolizmem⁷. W niedrobnokomórkowym raku płuca (NSCLC) laktylacja histonów obniża poziom enzymów związanych z glikolizą, jednocześnie zwiększając enzymy cyklu kwasu trikarboksylowego (TCA), co zwiększa pobieranie glukozy przez komórki nowotworowe i pogłębia zaburzenia metaboliczne¹². Konsekwentnie globalne profilowanie laktylomów pokazuje, że laktylacja preferencyjnie celuje w enzymy zaangażowane w centralne szlaki metabolistyczne, w tym metabolizm glukozy, cykl TCA, metabolizm aminokwasów i kwasów tłuszczowych, a te modyfikacje silnie korelują z agresywnymi fenotypami nowotworowymi⁷.

Co istotne, biologiczne konsekwencje laktylacji są silnie zależne od miejsca, a ta modyfikacja stała się kluczowym czynnikiem determinującym oporność terapeutyczną nowotworów. W CRC laktylacja K673 rekombinacji mejotycznej 11 (MRE11) wzmacnia naprawę rekombinacji homologicznej (HR), co zwiększa odporność na chemioterapię i inhibitory polimerazy poli(ADP-rybozy) (PARP)¹³. W glejaku (GBM) interakcja między członkiem rodziny aldehydrogenazy 1, członkiem rodziny aldehydrogenaz 1, A3 (ALDH1A3), a kinazą piruwanianową M2 (PKM2) zwiększa produkcję mleczanu, co następnie indukuje laktilację K247 białka krzyżowego uzupełniającego rentgenowskie 1 (XRCC1), co zwiększa naprawę uszkodzeń DNA, a tym samym napędza radiooodporność i chemooodporność na temozolomid (TMZ)¹⁴. Badania te łącznie podkreślają, że precyzyjna kontrola laktylacji przy określonych resztach lizyny jest niezbędna dla mechanistycznej sekcji i celowania terapeutycznego.

Postępy w spektrometrii mas wysokiej rozdzielczości ujawniły powszechną laktylację enzymów metabolicznych, czynników transkrypcjowych oraz przetworników sygnalizacji, podkreślając jej szeroką rolę w kontrolowaniu metabolizmu, transdukcji sygnałów oraz fizjologii komórkowej 15,16,17,18. Do tej pory zgłoszono kilka enzymów katalizujących laktylację – na przykład AARS1 pośredniczy laktylację p53, wspierając tumourigenezę¹⁹, a AARS1/2 reguluje laktylację cGAS, tłumiąc odporność wrodzoną – jednak te enzymy są selektywne pod względem substratów i obecnie nie są w stanie osiągnąć w pełni specyficznej miejscowej lakttylacji na dowolnych białkach²⁰. W związku z tym dziedzina pozostaje wyzwaniem dla sposobu ukierunkowanej manipulacji Klac w celach badawczych lub terapeutycznych.

Badania funkcjonalne wciąż w dużej mierze opierają się na mutagenezie ukierunkowanej na miejsce – zazwyczaj zastępując lizynę (K) glutaminą (Q), aby naśladować stan nienaładowany modyfikacji acylolizyny, takich jak acetylacja lub laktilacja 21,22,23,24. Jednak to podejście ma istotne ograniczenia w wiernym odtwarzaniu natywnej laktylacji: struktura chemiczna i geometria łańcuchów bocznych glutaminy różnią się od tych w przypadku lizyny laktylacyjnej, a co istotne, podstawienie K do Q nie może odróżnić stanów acetylowanych od laktylacowanych, gdy oba modyfikacje mogą zachodzić w tym samym miejscu.

Rozszerzenie kodu genetycznego (GCE) stanowi potężne rozwiązanie tych ograniczeń, umożliwiając bezpośrednie włączenie niekanonicznych aminokwasów do białek w określonych miejscach. Dzięki pozytywnemu testowi biblioteki mutantów Methanosarcina mazei pyrrolysyl-tRNA syntezazy (MmPylRS) Methanosarcina mazei wcześniej zidentyfikowaliśmy wariant wykazujący wzrost zależny od Klac. Ten mutant, posiadający mutacje L301M, Y306L, L309A i C348F, został oznaczony jako KlacRS1^25,26. KlacRS1 aminoacyluje swoje równorzędne ortogonalne tRNA z Klac, tłumi bursztynowy kodon stop i umożliwia efektywną, specyficzną dla miejsca inkorporację Klac do białek docelowych. Oprócz KlacRS1, zgłoszono kilka innych wariantów aaRS zdolnych do włączenia Klac, w tym LacKRS (L270I/Y271L/L274A/C313F) pochodzący z MbPylRS oraz LacKRS3 (Y271M/C313S)^19,27, a także LacKRS (C348T/Y384F)²⁸ pochodzący zMm PylRS. Razem te narzędzia tworzą wszechstronny zestaw genetyczny do produkcji specyficznych dla miejsca wariantów białek laktylacycznych, aby zrozumieć biologiczne konsekwencje poszczególnych zdarzeń laktylacji.

W naszych poprzednich badaniach zastosowaliśmy ten system oparty na GCE do ekspresji białek ALDOA z laktylacją specyficzną dla miejsca Lys147 zarówno w komórkach E. coli, jak i ssaków. Analizy funkcjonalne wykazały, że laktylacja w Lys147 wywiera negatywny wpływ sprzężenia zwrotnego na glikolizę, zwiększa stabilność termiczną i chemiczną ALDOA oraz sprzyja jej translokacji z cytoplazmy do jądra. Wyniki te nie tylko ujawniły wcześniej nieznany mechanizm regulacyjny ALDOA, ale także potwierdziły odporność, wszechstronność i praktyczną użyteczność tej specyficznej dla lokalizacji platformy laktylacji^25,26. Bazując na tym fundamencie, używamy tutaj ludzkiego enolazy-1 (hENO1) oraz superfolderu GFP (sfGFP) jako reprezentatywnych przykładów, aby opisać uproszczeną strategię precyzyjnej inkorporacji Klac przy użyciu naszego ortogonalnego systemu KlacRS/tRNA.

Protokół

1. Bursztynowa mutageneza kodu kodonowego do kodowania genowego laktylizyny do genu docelowego

1. Wprowadź bursztynowy kodon stop TAG na pozycji 89 genu hENO1 oraz pozycji 149 w genies fGFP poprzez mutagenezę ukierunkowaną na miejsce zgodnie z protokołem producenta, oczyszcz produkt PCR i wykonaj rekombinację homologiczną. Użyj następujących podkładów:
   ENO1-K89TAG-F CACAGAACAAGAGtagATTGACAAACTGATCGAG
   ENO1-K89TAG-R TctaCTCTTGTGTGACGTTCAGTTTCTTGTTCTTG
   sfGFP-N149TAG-F CAACAGCCATtagGTGTATATCACCGCCGACAAGC
   sfGFP-N149TAG-R CACctaATGGCTGTGTGAAGTTATACTCCAGC
   UWAGA: Dla specyficznego dla miejsca inkorporacji laktylowanej lizyny, docelowe miejsce powinno być zmutowane do bursztynowego kodonu stopowego (TAG) lub innych bezsensownych kodonów, a TAA lub TGA powinno być używane jako prawdziwy kodon stop.
2. Rozmroz komórki kompetentne dla DH5α na lodzie, wymieszaj 5 μL produktu rekombinacji z 50 μL komórek i inkubuj na lodzie przez 30 minut. Poddaj mieszankę szokowi cieplnej o temperaturze 45 sekund w temperaturze 42 °C, a następnie umieść ją na lodzie na 2-3 minuty. Dodaj 350 μL podłoża LB i inkubuj w temperaturze 37 °C z wstrząsem (220 rpm) przez 1 godzinę.
3. Rozłóż komórki na podgrzaną płytkę LB zawierającą ampicylinę i inkubuj w temperaturze 37 °C przez 12-16 godzin. Wybierz dwie pojedyncze kolonie do sekwencjonowania Sanger, aby potwierdzić mutację.

2. Ekspresja białka mleczonego w komórkach E. coli

1. Ko-transformuj 50 μL chemicznie kompetentnych komórek E. coli DH10B z około 100 ng pBad-ENO1-K89TAG każda, który koduje gen docelowy, oraz pEvol-MmKlacRS1 (plazmid Addgene # 232157), który koduje parę KlacRS i tRNA.
2. Inkubuj mieszankę na lodzie przez 25 minut, poddawaj wstrząs cieplny w 42 °C przez 45 sekund, a następnie ponownie zalodźniaj przez 3 minuty. Dodaj 350 μL medium LB w temperaturze pokojowej, intensywnie wstrząśnij przy 220 obr./min przez 1 godzinę w 37 °C.
3. Rozprowadz hodowlę komórkową na płytkę LB/z dodatkiem 100 μg/mL ampicyliny (amp₁₀₀) i 50 μg/mL chloramfenikolu (_{Cm 50}). Inkubuj płytki w temperaturze 37 °C przez 12-16 godzin.
4. Wybierz jedną kolonię, aby zaszczepić 4 mL hodowlę startową i inkubować przez noc. Następnego dnia rozszerzyj nocną hodowlę do 400 mL LB/Amp₁₀₀cm₅₀ , a następnie intensywnie wstrząśnij przy 220 obr./min, 37 °C, aż OD 600 osiągnie 0,6-0,8.
5. Indukuj 0,2% L-arabinozy i 1 mM Klac; inkubuj w temperaturze 30 °C, 220 obr./min przez dodatkowe 16 godzin.

3. Kodowanie genetyczne laktylizyny w komórkach HEK 293T

1. Komórki nasienne w płytkach 12-dołków o gęstości 1 x^{10 5 komórek} na dołek z 1 mL medium DMEM. Po 24 godzinach inkubacji, gdy konfluencja komórek osiągnie 70%-80%, przekonuj transfekcję.
   UWAGA: Zaleca się konfluencję 70%-80% dla transfekcji, natomiast testy formowania kolonii wymagają niższej gęstości siewu, co należy określić empirycznie.
2. Aby przygotować rozcieńczony roztwór DNA, dodaj 0,75 μg pcDNA-sfGFP-N149TAG i pNeu-KlacRS (plazmid Addgene # 232155) w proporcji 1:1 do 38 μL bezsurowicowego DMEM z wysoką zawartością glukozy. Delikatnie pipetuj w górę i w dół lub krótko wymieszaj wiry.
3. Aby przygotować rozcieńczony odczynnik transfekcyjny, należy dodać 2,25 μL odczynnika transfekcyjnego do 38 μL DMEM wolnego od surowicy z wysokoglukozą. Delikatnie pipetuj w górę i w dół 3x-4x, żeby wymieszać.
   UWAGA: To, czy Opti-MEM może być stosowany, zależy od instrukcji producenta, ponieważ zawartość surowicy może zakłócać efektywność transfekcji.
4. Natychmiast dodaj rozcieńczony odczynnik transfekcyjny do rozcieńczonego roztworu DNA naraz.
   UWAGA: Nie mieszaj roztworów w odwrotnej kolejności.
5. Natychmiast pipetuj w górę i w dół 3x-4x lub krótko w wir, żeby wymieszać. Inkubuj przez 10-15 minut w temperaturze pokojowej, aby umożliwić powstanie kompleksów transfekcyjnych/DNA.
   UWAGA: Kompleks transfekcyjny/DNA powinien być użyty w ciągu 20 minut od przygotowania.
6. Dodaj mieszankę transfekcyjną i DNA 50 μL kroplami na podłoże w każdym dołku i ujednolic mieszaninę, delikatnie mieszając płytkę.
7. Po 6 godzinach po transfekcji zamień medium na świeże DMEM zawierające 1 mM Klac. Hodowla przez 24-48 godzin.
   UWAGA: Na podstawie naszych wcześniejszych danych, Klac w stężeniach 1-5 mM nie wykazał efektów cytotoksycznych na komórki²⁶. Stężenie robocze Klac powinno być optymalizowane w oparciu o poziom ekspresji białka. Jeśli docelowe białko jest podatne na utratę modyfikacji laktylacji, zaleca się podawanie inhibitorów HDAC (np. trichostatyny A) lub inhibitora syrtuiny NAM (nikotynamidu).

4. Oczyszczanie białka mlecylnego za pomocą jego tagu w komórkach E. coli

1. Komórki pobierz przez wirowanie w 6 900 x g przez 10 minut w 4 °C. Ponownie zawiesij w 50 mL buforu lizyzowego (20 mM Tris-HCl, pH 8,0, 200 mM NaCl). Lyse przez ultradźwięki na lodzie przez 3 sekundy pulsu, 8 sekund w odstępie 200 W przez 30 minut. Wirówka w 13 800 x g, 4 °C przez 30 minut, a następnie pobiera supernatant.
   UWAGA: Jeśli docelowe białko jest podatne na ścinanie mechaniczne, krok ultradźwiękowy można zastąpić łagodną lizą komórek przy użyciu opracowanego odczynnika do ekstrakcji białek odpowiedniego dla E. coli.
2. Przefiltruj supernatant przez membranę o pojemności 0,45 μm, aby zebrać rozpuszczalne frakcje. Załaduj klarowane lizaty na kolumnę grawitacyjne Ni-NTA o pojemności 1 mL. Przemyj z około 5 mL Buffer A (20 mM Tris-HCl, pH 8,0, 200 mM NaCl,
   5 mM imidazolu), aż w eluacie nie zostanie wykryte białko wykrywalne. Eluć białko za pomocą 1 mL buforu B (20 mM Tris-HCl, pH 8,0, 200 mM NaCl, 200 mM imidazolu) przez 5 razy. Zachowaj wszystkie ułamki. Sprawdź eluowane białko szybkim testem Bradforda.
3. Połącz oczyszczone frakcje białka i przeprowadź wymianę buforową do buforu magazynującego (20 mM Tris-HCl, pH 8,0, 150 mM NaCl). Należy zaniedbać skoncentrowane białka do 50 μL w każdej probówce, zamrażać i przechowywać w temperaturze -80 °C do następnej analizy.

5. Charakterystyka biochemiczna białka mleczonego

1. SDS-PAGE i Western Blotting
   1. Rozdziel białko według SDS-PAGE (90 V przez 20 minut, potem 150 V przez 50 minut). Pofarbuj żel Coomassie Blue, podgrzej przez 15 sekund w mikrofalówce i odbarw roztworem odbarwiającym (40% etanolu absolutnego, 10% kwasu octowego lodowcowego i 50% wody dejonizowanej) na shakerze (50 obr./min, 15 min). Powtarzaj proces odbarwiania, aż pasma białkowe będą wyraźnie widoczne.
   2. Aktywuj membranę PVDF w metanolu na 1 minutę. Złóż stos transferowy w kolejności: gąbka, papier filtracyjny, żel, membrana, papier filtracyjny, gąbka. Przelew przeprowadź przy 250 mA przez 1 godzinę w buforze wstępnie schłodzonym. Zablokuj błonę 5% mlekiem odtłuszczonym na 1,5 godziny, a następnie myj 3 razy TBST (po 10 minut każda).
   3. Inkubować z pierwotnymi przeciwciałami (Anti-His 1:10 000; Lizyna anty-L-Laktylonowa 1:1 000) w temperaturze 4 °C w nocy. Pierz 3 razy TBST.
      UWAGA: Optymalne współczynniki rozcieńczenia powinny być określane empirycznie dla przeciwciał uzyskanych z różnych komercyjnych źródeł.
   4. Inkubuj z wtórnym przeciwciałem królika (1:10 000) przez 1,5 godziny w temperaturze pokojowej. Pierz 3 razy TBST. Obraz z wykorzystaniem chemiluminescencji i zapisu danych w Image Lab.
2. Analizy spektrometrii mas
   1. Do analizy masy w całości rozcieńcz białka do końcowego stężenia 0,1 μg/μL wodą zawierającą 0,1% kwasu mrówkowego (FA), a następnie poddaj je ultrawydajnemu systemowi chromatografii cieczowej (UPLC). Faza mobilna składała się z rozpuszczalnika A (0,1% FA w wodzie) i rozpuszczalnika B (acetonitrylu, ACN) o przepływie 0,3 mL/min.
   2. Zmierz masy cząsteczkowe hENO1-89Klac za pomocą spektrometru mas o wysokiej rozdzielczości kwadrupolowej długości lotu (Q-TOF) z zakresem m/z ustawionym na 300-2000. Zbieraj i przetwarzaj wszystkie dane za pomocą oprogramowania MassLynx.
   3. Do analizy proteomicznej analizuj trawione lizaty komórkowe zgodnie z opisaniem wcześniej, używając nanoprzepływowego systemu chromatografii cieczowej sprzężonej z wysokorozdzielczym spektrometrem mas tribrid wyposażonym w analizator. Faza mobilna składała się z rozpuszczalnika A (0,1% aromatu aromatu w wodzie) i rozpuszczalnika B (ACN/woda, 8:2, v/v) z przepływem 300 nL/min.
   4. Oddziel peptydy na kolumnie kapilarnej C18 o odwróconej fazie (75 μm x 250 mm) z gradientem 90 minut: 3%-8% B (0-5 min), 8%-28% B (5-60 min), 28%-38% B (60-75 min), 38%-100% B (75-80 min) oraz 100% B (80-90 min). Uzyskaj spektra MS1 powyżej m/z 350-1800 z rozdzielczością 120 000 i celem AGC 4e5. Generuj widma MS2 poprzez fragmentację zderzeń wyższych energii (HCD) (energia kolizji = 32%), z pierwszą masą m/z 110, rozdzielczością 30 000 i celem AGC 5e4.
3. Analiza cytometrii przepływowej
   1. Przemyj ogniwa 2 razy za pomocą wstępnie schłodzonego buforu PBS, a następnie wiruj w 1 380 x g przez 3 minuty po każdym myciu. Ponownie zawiesij pelet komórki uzyskany po wirowaniu w 500 μL buforu PBS i delikatnie pipetuj do wymieszania. Przefiltruj zawiesinę komórkową przez sterylną gazę o grubości 300 oczek, a filtrat zbieraj do rurki cytometrii przepływowej, aby zminimalizować zakłócenia ze strony agregatów komórkowych podczas detekcji. Przeanalizuj przygotowaną próbkę za pomocą cytometru przepływowego z podwójnymi laserami, z wzbudzeniem przy 405 nm i detekcją przy 488 nm dla odpowiadających sygnałów fluorescencyjnych.

Wyniki

Najpierw oceniliśmy specyficzność włączenia Klac do białek w E. coli. Gen dla ludzkiej enolazy 1 (hENO1) został zaprojektowany tak, aby zawierał bursztynowy kodon stop w pozostałości K89 (hENO1-89TAG), a ten konstrukt był współekspresjonowany z ortogonalnym KlacRS i jego odpowiednią parą tRNA w E. coli. W braku suplementacji 1 mM Klac nie wykryto pełnowymiarowego hENO1; dla porównania, gdy do podłoża wzrostu dodano 1 mM Klac, powstał pełnowymiarowy hENO1 zawierający Klac na pozycji 89 (hENO1-89...

Dyskusja

Tutaj opisujemy strategię specyficznej inkorporacji Klac w białkach zarówno w komórkach prokariotycznych, jak i eukariotycznych. Poprzez wprowadzenie bursztynowego kodona stopowego w pożądanej pozycji docelowego genu i współekspresję z ortogonalną parą KlacRS/tRNA w komórkach gospodarza, autentyczna lizyna laktylowa może być precyzyjnie włączana do białek w komórkach żywych, stanowiąc potężne narzędzie do badania biologii specyficznej dla laktylacji.

Wykazaliśmy wykonalność tego workflow, używ...

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule

Nazwa	Firma	Numer katalogowy	Komentarze
6*jego, Jego tag Rekombinowane przeciwciało monoklonalne	Proteintech	84814-1-RR	Klasa specyficznych immunoglobulin, celujących w 6&; Jego tag (krótki peptyd złożony z sześciu kolejnych reszt histydyny, HHHHHH) w białkach rekombinowanych.
System UPLC AQUITY	Wody		UltraPerformance Chromatografia Cieczowa
Królik mAb anty-L-Lakttyllizyny	PTM Biolabs	PTM-1401RM	Klasa specyficznych immunoglobulin skierowanych na L-Lactyl Lysine (Klac), modyfikację posttranslacyjną (PTM) białek.
Klonowanie ClonExpress II w jednym kroku	Vazyme	C112	Dzięki prostej, szybkiej i efektywnej technologii bezszwowowego klonowania DNA, fragmenty insertów można sklonować kierunkowo do dowolnego miejsca dowolnego wektora.
Cytometr przepływowy CytoFlex	Beckmann Coulter		Cytometr przepływowy z wysokoczułą możliwością wykrywania i analizy wielokolorowej
DH10B	Biokrólik	EC005H-S	Typ kompetentnych komórek do transformacji plazmidów, klonowania genów oraz niebiesko-białego przesiewu.
DH5α	Vazyme	C502	Typ kompetentnych komórek do transformacji plazmidów, klonowania genów oraz niebiesko-białego przesiewu.
System EASY-nano LC 1200	Thermo Fisher Scientific		Nano-cieczowa chromatografia do separacji próbek złożonych o wysokiej czułości i wysokiej rozdzielczości
Spektrometr masowy Orbitrap Eclipse Tribrid	Thermo Fisher Scientific		flagowy system wysokiej klasy tribridowej chromatografii cieczowej i spektrometrii masowej (LC-MS)
Polimeraza DNA Phanta Max Super-Fidelity	Vazyme	P505	Wysokowierny pojedynczy enzym łączący szybkie wzmocnienie i wierność
PolyJet	SignaGen	SL100688	PolyJet DNA In Vitro Tranfection Reagent został sformułowany jako silny odczynnik transfekcyjny, który zapewnia skuteczną i powtarzalną transfekcję przy mniejszej cytotoksyczności.