Artykuł metodologiczny

Modele zwierząt szczura do oceny wpływu stymulacji nerwów krzyżowych i obwodowych na funkcję pęcherza

DOI:

10.3791/70300

⸱

9 czerwca 2026

 ,  , 
1Research Unit of Urology, Department of Clinical Research, University of Southern Denmark, 2Department of Urology, Ostrava University Hospital, 3Department of Surgical Studies, Ostrava University, 4Department of Urology, Odense University Hospital

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół opisuje szczegółowe techniki chirurgiczne do stymulacji nerwów krzyżowych, piszczelowych i strzałkowych u znieczulonych szczurów. Modele te umożliwiają badanie efektów neuromodulacji na funkcję pęcherza, pomagają w określaniu optymalnych parametrów stymulacji i pozwalają na badanie mechanizmów działania terapii stymulacji nerwów krzyżowych i obwodowych.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Neuromodulacja, podejście terapeutyczne do dysfunkcji różnych narządów, okazała się skuteczna w leczeniu dysfunkcji dolnych dróg moczowych. Pomimo sukcesów klinicznych, mechanizmy leżące u podstaw neuromodulacji pozostają niedostatecznie zrozumiałe, co podkreśla potrzebę standaryzowanych i możliwych do powtórzenia modeli na zwierzętach. Modele przedkliniczne neuromodulacji pęcherza moczowego z wykorzystaniem stymulacji nerwów krzyżowych i obwodowych istnieją od ponad dwóch dekad; jednak dostępna literatura zapewnia ograniczone szczegóły metodologiczne dotyczące procedur chirurgicznych. W artykule tym przedstawiono szczegółowy opis i wizualną reprezentację sprawdzonych technik stymulacji nerwów krzyżowych. Opisano również zmodyfikowaną metodę stymulacji nerwu piszczelowego i przedstawiono nową metodę neuromodulacji pęcherza z wykorzystaniem stymulacji nerwu małogłowego w modelu na szczurze. Zmodyfikowana metoda stymulacji nerwu piszczelowego polega na ekspozycji i stymulacji nerwu piszczelowego w jego źródle, jako odgałęzienia nerwu kulszowego, a nie na medialnym kostce, jak opisano w poprzednich badaniach. Biorąc pod uwagę niedawne wprowadzenie stymulacji nerwu małogłowego do neuromodulacji pęcherza w praktyce klinicznej, w artykule tym zaproponowano unikalny model na szczurze do zbadania jego mechanizmów w kontroli funkcji dolnych dróg moczowych. Przedstawiono szczegółowe wytyczne krok po kroku dla wszystkich trzech metod neuromodulacji dotyczących ekspozycji nerwów, umieszczenia elektrod i weryfikacji pomyślnego umieszczenia elektrod na podstawie charakterystycznych reakcji ruchowych. Włączono przykładowy przykład wpływu stymulacji nerwu małogłowego na funkcję pęcherza w modelu na szczurze nadmiernej aktywności pęcherza wywołanej kwasem octowym, aby wykazać jego przydatność. W artykule tym przedstawiono standaryzowany, technicznie dostępny protokół do badania mechanizmów neuromodulacji, w tym zmian w przekaźnictwie sensorycznym pęcherza, szpiegowy i nadszpigowy szlaków regulacyjnych, optymalizacji parametrów stymulacji i porównania skuteczności różnych celów stymulacji.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Neuromodulacja wykorzystuje stymulację elektryczną o niskiej amplitudzie do zmiany funkcji narządu końcowego1. W kontekście dysfunkcji dolnego układu moczowego, takiego jak zespół nadczynnej pęcherza (OAB), nieobturacyjne zahamowanie oddawania moczu, neurogenna niedrożność pęcherza i zespół bólowy pęcherza, neuromodulacja jest stosowana jako leczenie trzeciej linii u pacjentów, u których terapia behawioralna i farmakoterapią zakończyły się niepowodzeniem2. W przypadku neuromodulacji u pacjentów z OAB, stymulacja tylnego nerwu piszczelowego i stymulacja nerwu krzyżowego (SNS) były szeroko stosowane w praktyce klinicznej. Eksperymentalne podejścia do neuromodulacji, ukierunkowane na dodatkowe nerwy obwodowe, w tym nerwy sromowe i maziowe, są badane3,4,5,6.

Mimo że neuromodulacja jest stosowana w leczeniu chorób pęcherza i jelit od kilku dekad, jej mechanizm działania nie jest w pełni zrozumiały. Jak stwierdzono w przeglądzie multidyscyplinarnej grupy ekspertów, obecnie stosowane parametry stymulacji zostały w większości wybrane przez producentów na podstawie podejścia prób i błędów7. Dlatego ważne jest, aby nadal stosować modele zwierzęce w celu wyjaśnienia leżących u ich podstaw ścieżek i optymalizacji parametrów stymulacji, aby poprawić efekt terapeutyczny. Przeprowadzono kilka eksperymentów przedklinicznych, z użyciem zwierząt przebudzonych i znieczulonych, w tym myszy, szczurów, owiec, psów i kotów4. Ze względu na wytyczne etyczne i polityki badawcze na całym świecie, które zachęcają do stosowania mniej złożonych, mniejszych gatunków, modele gryzoni były najczęściej stosowane w ostatnich latach.

SNS w szczurzych modelach dysfunkcji pęcherza zastosował przede wszystkim dwa podejścia metodologiczne. Pierwsze, opisane przez Zvara i wsp., polega na zaimplantowaniu elektrod stymulujących do otworu krzyżowego za pomocą angiokateteru lub igły kręgowca8. Drugie podejście wymaga ekspozycji korzenia nerwu L6 i umieszczenia elektrod stymulujących pod nerwami L6, przy użyciu kleju silikonowego do zabezpieczenia kontaktu między elektrodą a nerwem9. Technika polegająca na umieszczeniu elektrody w kanale krzyżowym naśladuje podejście kliniczne. Metoda polegająca na ekspozycji korzenia L6, choć technicznie wymagająca, zapewnia precyzyjne umiejscowienie i bardziej konsekwentny dostęp do nerwu.

W literaturze opisano modele zwierzęce na szczurach naśladujące stymulację tylnego nerwu piszczelowego. Najczęściej stosowaną metodą jest chirurgiczne odsłonięcie nerwu piszczelowego na przyśrodkowej stronie tylnej kończyny powyżej kostki10,11,12,13,14,15,16. Inna metoda polega na przeskocznej wprowadzeniu elektrod igiełkowych w pobliżu nerwu piszczelowego17. Niniejszy artykuł ma na celu dostarczenie szczegółowego opisu stymulacji nerwu piszczelowego w jego początku, między mięśniem pośladkowym większym i dwugłowym uda, gdzie nerw kulszowy rozgałęzia się na trzy gałęzie: nerw piszczelowy, wspólny nerw maziowy i nerw stępkowy. Ponadto niniejsze badanie wprowadza stymulację nerwu maziowego jako nowy model zwierzęcy do badania nowej metody neuromodulacji. Tłumaczeniowe znaczenie tego modelu na szczurach jest wspierane przez niedawne kliniczne wprowadzenie stymulacji nerwu maziowego do neuromodulacji pęcherza18,19.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zwierzęta były umieszczone w Uniwersyteckim Ośrodku Opieki nad Zwierzętami na Uniwersytecie Południowego Danii zgodnie z wytycznymi instytucjonalnymi. Wszystkie eksperymenty na zwierzętach były przeprowadzane zgodnie z wytycznymi National Institutes of Health dotyczącymi opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych. Komisja Etyki Inspektoratu Eksperymentów na Zwierzętach w Danii zatwierdziła procedury badawcze (Protokół nr 2022-15-0201-01158). Reagenty i sprzęt użyty są wymienione w Tabeli Materiałów.

1. Przygotowanie elektrod

UWAGA: W przypadku stymulacji nerwu piszczelowego, płatowego i L6 stosowano elektroda z dwoma biegunami w kształcie haczyka20. Poniższe kroki dostarczają krótkiego opisu projektowania i konstrukcji elektrod.

  1. Przeciąć dwa równej długości przewody srebrne o średnicy 125 μm pokryte politetrafluoroetylenowym (PTFE) i skręć je razem.
  2. Odłącz 4–5 mm PTFE od jednego końca przewodów, przytnij wystające końce i wygięć je ku górze nad igłą 23 G, aby utworzyć dwa równoległe haczyki rozstawione 2 mm od siebie.
  3. Zamocuj elektrodę na płytce i ustawiaj haczyki skierowane ku górze i wystające za krawędź płytki.
  4. Wymieszaj dwuskładnikowy kлей silikonowy przez 5 s. Nałóż kroplę 1–2 mm od haczyków i pozwól mu wyschnąć przez około 5 min.
  5. Odłącz 1–2 cm długiego odcinka pokrycia PTFE z przeciwległego końca elektrodu, aby umożliwić podłączenie do stymulatora.

2. Przygotowanie zwierzęcia

UWAGA: W warunkach sterylnych, cewniki PE-50, z końcem rozszerzonym przez ciepło, zostały wszczepione w kopułę pęcherza u żeńskich szczurów Sprague-Dawley (250–300 g) i zabezpieczone za pomocą ściegu sznurowskiego. Dystalny koniec przewodu został sprowadzony na plecy zwierzęcia i zwinięty w podskórnej torebce21. Na powrót do zdrowia pęcherza po operacji pozwolono pięć dni.

  1. Znieczulić zwierzę uretanem (1,5 g/kg, dootrzewnowo) (zgodnie z protokołami zatwierdzonymi przez instytucję). Podawać uretan w trzech podzielonych dawkach w odstępach 15-minutowych, około 2 h przed rozpoczęciem eksperymentu.
  2. Przenieść zwierzę na podgrzewaną poduszkę i umieścić w pozycji leżącej na brzuchu.
  3. W przypadku stymulacji nerwu piszczelowego i płatowego ogolić tylną kończynę szczura wokół regionu ud oraz dolną połowę grzbietu. Umieść ogon i strzykawkę 5 mL pod lewą tylną kończyną szczura i zamocuj ogon i nogę jak pokazano na Rysunku 1A.
  4. W przypadku SNS ogolić grzbiet szczura od ogona do kręgosłupa piersiowego i umieść 50 mL rurkę do wirówki pod brzuchem, aby unieważnić region lędźwiowy i krzyżowy.
    UWAGA: Wszystkie eksperymenty neurostymulacyjne reprezentują procedury bez możliwości przeżycia. Stosować czyste techniki chirurgiczne.

3. Dysekcja nerwu płatowego i piszczelowego oraz wszczepienie elektrod

  1. Użyć skalpela do wykonania 3–3,5 cm nacięcia w środku między stawem kolanowym a guzowatością kulszową (Rysunek 1B).
  2. Odłączyć skórę od mięśnia, przesuwając nożyczki pod skórą i przecinając tkankę łączną.
  3. Rozciągnąć skórę za pomocą ekspansorów i odsłonić powięź łączącą mięsień pośladkowy większy z mięśniem dwugłowym uda (Rysunek 1C).
  4. Użyć nożyczek prostych do przecięcia powięzi i rozdzielenia przestrzeni między mięśniem pośladkowym większym a mięśniem dwugłowym uda, aż do uzyskania nerwu kulszowego (Rysunek 1D,E).
  5. Przesunąć ekspansory na mięsień dwugłowy uda, aby uzyskać dobrą ekspozycję nerwu kulszowego i jego gałęzi – nerwu piszczelowego, płatowego i strzałkowego. W tym kontekście, "nerw płatowy" odnosi się do wspólnego nerwu płatowego przed jego podziałem na głębokie i powierzchowne nerwy płatowe. Nerw piszczelowy jest największą gałęzią; nerw strzałkowy jest najmniejszy, a nerw płatowy ma średnicę pośrednią.
  6. Odłączyć nerw płatowy od otaczającej tkanki łącznej za pomocą zakrzywionych kleszczy i mikro nożyczek. Następnie użyć mikroklekszczy, aby delikatnie rozdzielić tkankę po obu stronach i pod nią, aby odizolować 5 mm długiego odcinka nerwu. Powtórzyć tę samą procedurę z nerwem piszczelowym dla stymulacji nerwu piszczelowego (Rysunek 2B).
    UWAGA: Unikaj zmiażdżenia nerwu, podnosząc go za pomocą kleszczy i minimalizowanie pociągania za nerw.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Aby zademonstrować projekt eksperymentalny do oceny wpływu neuromodulacji na funkcjonowanie dolnych dróg moczowych, przedstawiono badanie, w którym stymulacja nerwu strzałkowego została zastosowana w modelu szczura nadmiernej aktywności pęcherza wywołanej dopęcherzowym wlewaniem 0,5% kwasu octowego. Funkcja pęcherza była rejestrowana za pomocą pojedynczego cyklu oddawania moczu przed, podczas i po stymulacji (Rysunek 6 A,B). Eksperyment obejmował dwie różne czasowe trwałości...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten artykuł zawiera szczegółowy opis metod chirurgicznych implantacji elektrod do stymulacji nerwu krzyżowego, piszczelowego i płaszczyznowo-strzałkowego u wyczulonych szczurów.

Implantacja ołowianego elektrodu do otworów krzyżowych w celu ciągłej stymulacji o niskiej amplitudzie nerwu krzyżowego S3 jest powszechnie akceptowaną metodą leczenia zaburzeń dolnych dróg moczowych (LUT) i nietrzymania stolca. U pacjentów elektroda jest zazwyczaj umieszczana w otworze S3 i kieruje się na mieszankę mi...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie zostało sfinansowane przez fundusz badań szpitala uniwersyteckiego w Odense.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
18 G disposable injection needle KRUUSE121282
Dumont forceps style 5TMDUMONT1708-5TM-POCurved
Dumont forceps style 7XLDUMONT0508-7XL-POCurved
Grass SD9 square pulse stimulatorSomatco1077/183
HemostatFine Science Tools/Teleflex13018-14/PO181059≥ 14 cm, fine tip
Iris scissorsWorld Precision Instruments14218Straight scissors 
Kwik-Sil silicone Elastomer World Precision InstrumentsKWIK-SIL Two-component glue
Micro Adson forcepsWorld Precision Instruments501245
MicroscissorsS&T SAC-15 R-8curved tip ≤ 10mm long
NaCl 0.9% 100 mLB.BraunN/A
PE-50 tubingInstechBTPE-50
Prolene 5-0 suture EthiconEH7257
RongeurGeorge Tiemann & Co160-424-08Fine curved tip
Surgical ScalpelSwann-Morton0505
Urethane Sigma-AldrichU2500
Vicryl 4-0 suture EthiconV451
Vicryl 5-0 suture EthiconV303
Wire Silver Teflon-coated 0.125 mmWorld Precision InstrumentsAGT0525
Wire Stainless Steel Teflon-coated 0.18 mmWorld Precision InstrumentsSST30407-50

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Van Kerrebroeck, P. E. V., Van Den Hombergh, U. The history of neuromodulation for lower urinary tract dysfunction: An overview. Continence. 11, 101328(2024).
  2. Cameron, A. P., et al. The AUA SUFU guideline on the diagnosis and treatment of idiopathic overactive bladder. Neurourol Urodyn. 43 (8), 1742-1752 (2024).
  3. De Groat, W. C., Tai, C. Chapter 19 Mechanisms of Action of Sacral Nerve and Peripheral Nerve Stimulation for Disorders of the Bladder and Bowel. Neuromodulation second edition. Krames, E. S., Peckham, P. H., Rezai, A. R. , Academic Press. 221-236 (2018).
  4. Krhut, J., et al. The mechanism of action of neuromodulation in the treatment of overactive bladder. Nat Rev Urol. 22, 414-426 (2025).
  5. Abello, A., Das, A. K. Electrical neuromodulation in the management of lower urinary tract dysfunction: Evidence experience and future prospects. Ther Adv Urol. 10 (5), 165-173 (2018).
  6. Hokanson, J. A., et al. Stimulation of the sensory pudendal nerve increases bladder capacity in the rat. Am J Physiol Renal Physiol. 314 (4), F543-F550 (2018).
  7. Knowles, C. H., et al. The science behind programming algorithms for sacral neuromodulation. Colorectal Dis. 23 (3), 592-602 (2021).
  8. Zvara, P., et al. An animal model for the neuromodulation of neurogenic bladder dysfunction. Br J Urol. 82 (2), 267-271 (1998).
  9. Su, X., et al. Role of the endogenous opioid system in modulation of urinary bladder activity by spinal nerve stimulation. Am J Physiol Renal Physiol. 305 (1), F52-F60 (2013).
  10. Su, X., et al. Differentiation and interaction of tibial versus spinal nerve stimulation for micturition control in the rat. Neurourol Urodyn. 34 (1), 92-97 (2015).
  11. Matsuta, Y., et al. Poststimulation inhibition of the micturition reflex induced by tibial nerve stimulation in rats. Physiol Rep. 2 (1), e00205(2014).
  12. Su, X., et al. Comparison of neural targets for neuromodulation of bladder micturition reflex in the rat. Am J Physiol Renal Physiol. 303 (8), F1196-F1206 (2012).
  13. Kovacevic, M., Yoo, P. B. Reflex neuromodulation of bladder function elicited by posterior tibial nerve stimulation in anesthetized rats. Am J Physiol Renal Physiol. 308 (4), F320-F329 (2015).
  14. Choudhary, M., et al. Effect of tibial nerve stimulation on bladder afferent nerve activity in a rat detrusor overactivity model. Int J Urol. 23 (3), 253-258 (2016).
  15. Choudhary, M., et al. The frequency spectrum of bladder non voiding activity as a trigger event for conditional stimulation: Closed loop inhibition of bladder contractions in rats. Neurourol Urodyn. 37 (5), 1567-1573 (2018).
  16. Park, E., et al. The long lasting post stimulation inhibitory effects of bladder activity induced by posterior tibial nerve stimulation in unanesthetized rats. Sci Rep. 10 (1), 19897(2020).
  17. Mai, J., et al. Prolonged inhibitory effects of repeated tibial nerve stimulation on the micturition reflex in decorticated rats. Neuromodulation. 25 (8), 1115-1121 (2022).
  18. Krhut, J., et al. Peroneal electrical transcutaneous neuromodulation as a new treatment for patients with overactive bladder: An initial clinical experience. Urol Int. 106 (7), 658-663 (2022).
  19. Krhut, J., et al. Prospective randomized multicenter trial of peroneal electrical transcutaneous neuromodulation vs solifenacin in treatment naïve patients with overactive bladder. J Urol. 209 (4), 734-741 (2023).
  20. Hox, M., et al. Cavernous nerve stimulation and recording of intracavernous pressure in a rat. J Vis Exp. (134), e56807(2018).
  21. Mann-Gow, T. K., et al. Evaluating the procedure for performing awake cystometry in a mouse model. J Vis Exp. (123), e55588(2017).
  22. Hauck, E. F., et al. Measurements and mapping of 282420 nerve fibers in the S1 5 nerve roots. J Neurosurg Spine. 11 (3), 255-263 (2009).
  23. Krhut, J., et al. Peroneal electric transcutaneous neuromodulation ETNM A novel method for the treatment of the overactive bladder. J Healthc Eng. 2021, 4016346(2021).
  24. Baima, J., Krivickas, L. Evaluation and treatment of peroneal neuropathy. Curr Rev Musculoskelet Med. 1 (2), 147-153 (2008).
  25. Chen, J., et al. Superficial peroneal neuromodulation of persistent bladder underactivity induced by prolonged pudendal afferent nerve stimulation in cats. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 320 (5), R675-R682 (2021).
  26. Yu, M., et al. An excitatory reflex from the superficial peroneal nerve to the bladder in cats. Am J Physiol Renal Physiol. 313 (5), F1161-F1168 (2017).
  27. Zhao, J., et al. Superficial peroneal neuromodulation of non obstructive urinary retention in cats. Neurourol Urodyn. 39 (6), 1679-1686 (2020).
  28. Chen, J., et al. Superficial peroneal neuromodulation of non obstructive urinary retention induced by prolonged pudendal afferent activity in cats. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 322 (2), R136-R143 (2022).
  29. Tilborghs, S., et al. Motor response matters: Lead placement and urologic efficacy linked in sacral neuromodulation. Neuromodulation. 28 (5), 865-872 (2025).
  30. Wang, Y., Hassouna, M. M. Neuromodulation reduces c fos gene expression in spinalized rats: A double blind randomized study. J Urol. 163 (6), 1966-1970 (2000).
  31. Pastelín, C. F., et al. Neural pathways of somatic and visceral reflexes of the external urethral sphincter in female rats. J Comp Neurol. 520 (14), 3120-3134 (2012).
  32. Rigaud, M., et al. Species and strain differences in rodent sciatic nerve anatomy: Implications for studies of neuropathic pain. Pain. 136 (1-2), 188-201 (2008).
  33. Hokanson, J. A., et al. Pathways and parameters of sacral neuromodulation in rats. Am J Physiol Renal Physiol. 325 (6), F757-F769 (2023).
  34. Abdelkhalek, A. S., et al. Anesthetic protocols for urodynamic studies of the lower urinary tract in small rodents a systematic review. PLoS One. 16 (6), e0253192(2021).
  35. Park, E., et al. The long lasting post stimulation inhibitory effects of bladder activity induced by posterior tibial nerve stimulation in unanesthetized rats. Sci Rep. 10 (1), 19897(2020).
  36. Langlois, L., et al. Development of a remote controlled implantable rat sacral nerve stimulation system. Neuromodulation. 22 (6), 690-696 (2019).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Stymulacja nerw w sakralnychstymulacja nerwu piszczelowegostymulacja nerwu strza kowegoneuromodulacja p cherza moczowegodolne drogi moczowerozmieszczenie elektrodsygnalizacja sensoryczna
Film wkrótce dostępny

Powiązane artykuły