Artykuł metodologiczny

Wpływ miejscowego żelu z doksycykliną 14% jako uzupełnienia skalingu i root planingu w leczeniu przewlekłego zapalenia przyzębia: protokół gabinetowy z reprezentatywnymi wynikami

0 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/70350

⸱

1 października 2026

 ,  ,  , 
1Stomatology Department, Sanmen People's Hospital, 2Linhai Hospital of traditional Chinese medicine, 3Taizhou Central Hospital, Affiliated Hospital of Taizhou University

W tym artykule

Podsumowanie

Niniejszy protokół gabinetowy opisuje zastosowanie biodegradowalnego żelu z 14% doksycykliną jako terapii wspomagającej skaling i root planing w leczeniu zapalenia przyzębia w stadium III/IV, szczegółowo przedstawiając proces przesiewowy, randomizację, standaryzację instrumentacji, aplikację żelu wraz z kontrolą jakości, wizyty kontrolne po 1, 3 i 6 miesiącach oraz pobieranie wymazów mikrobiologicznych z konkretnych miejsc wraz z reprezentatywnymi wynikami klinicznymi i mikrobiologicznymi.

Streszczenie

Leki przeciwdrobnoustrojowe stosowane wspomagająco mogą zwiększyć skuteczność niefizycznej terapii periodontologicznej poprzez hamowanie pozostałych patogenów w głębokich kieszeniach periodontologicznych. Niniejszy artykuł przedstawia powtarzalny protokół gabinetowy podawania biodegradowalnego żelu z 14% doksycykliną jako uzupełnienia skalingu i root planingu (SRP) u osób dorosłych z periodontitis w stadium III lub IV. Procedura obejmuje przesiew uczestników i uzyskanie świadomej zgody, randomizację do trzech grup (SRP z żelem z doksycykliną; SRP z żelem placebo; samo SRP), maskowanie alokacji, ustandaryzowane oczyszczanie całej jamy ustnej oraz ślepą próbę podawania żelu za pomocą tępej kaniuli z zastosowaniem metody wypełniania od dna do brzegu kieszeni. Opisano instrukcje pooperacyjne oraz zaplanowane wizyty kontrolne po 1, 3 i 6 miesiącach, aby zapewnić spójność działań operatorów i przebiegu wizyt. Wyniki kliniczne obejmują głębokość sondowania kieszeni (PPD), poziom przyczepu klinicznego (CAL), indeks dziąseł (GI) oraz krwawienie podczas sondowania (BOP). Pobieranie próbek mikrobiologicznych z konkretnych miejsc ukierunkowane jest na organizmy kompleksu czerwonego (Porphyromonas gingivalis, Tannerella forsythia oraz Treponema denticola) z wykorzystaniem sterylnych papierowych knotów, a następnie ilościową analizę laboratoryjną z predefiniowaną kontrolą jakości. W celu zwiększenia rzetelności i bezpieczeństwa określono zasady kalibracji badaczy, kontrole sterylności instrumentów oraz punkty przerwania protokołu. Reprezentatywne wyniki wskazują, że pomocnicze zastosowanie żelu z doksycykliną najprawdopodobniej przyniesie dodatkowe korzyści w głębszych miejscach pozostałych po leczeniu, natomiast różnice między grupami w średnich dla całej jamy ustnej są spodziewane jako mniejsze, co jest zgodne z wcześniejszymi dowodami dotyczącymi miejscowo podawanych leków przeciwdrobnoustrojowych po starannym SRP11–13. Protokół ten został opracowany tak, aby można go było zarejestrować w formie wideo i łatwo wdrożyć w badaniach klinicznych oraz zaawansowanym szkoleniu z zakresu periodontologii.

Wprowadzenie

Przewlekłe zapalenie przyzębia jest powszechnym, postępującym stanem zapalnym tkanek przyzębia, charakteryzującym się powstawaniem kieszonek dziąsłowych, krwawieniem podczas sondowania oraz utratą kości jamistej, co w przypadku braku skutecznej kontroli może prowadzić do ruchomości lub utraty zębów1. Mimo postępów w profilaktyce i leczeniu, globalne obciążenie tym schorzeniem pozostaje znaczne: niedawne syntezy epidemiologiczne wskazują na utrzymującą się wysoką chorobowość wśród dorosłych, przy czym ciężki przebieg choroby stanowi istotną część przypadków2,3. Ogólnym celem niniejszego protokołu jest przedstawienie zestandaryzowanego schematu postępowania przy fotelu stomatologicznym w zakresie pomocniczego miejscowego podawania środków przeciwdrobnoustrojowych po dokładnym zabiegu SRP, co umożliwi powtarzalną implementację i spójną ocenę wyników w rutynowej praktyce klinicznej oraz w badaniach klinicznych.

SRP stanowi podstawę nienachalniczej terapii periodontologicznej4. Poprzez rozbicie biofilmu poddziasłowego i usunięcie kamienia nazębnego, SRP zmniejsza obciążenie mikrobiologiczne oraz aktywność zapalną, co umożliwia regenerację tkanek miękkich5˒6. Jednak samo SRP może być niewystarczające w przypadku głębokich lub morfologicznie złożonych miejsc, gdzie pozostały biofilm, nieregularności anatomiczne i szybka rekolonizacja przyczyniają się do zmiennej odpowiedzi klinicznej oraz utrzymywania się lub nawracania kieszonek7. Współczesne ramy etapu choroby wskazują ponadto, że przypadki w stadium III/IV często łączą zaawansowaną utratę przyzęcza z czynnikami złożoności, które zwiększają prawdopodobieństwo występowania głębokich miejsc resztkowych po terapii wstępnej8.

W związku z tym za pomocą systemów miejscowego dostarczania leków wprowadzono metody uzupełniające, mające na celu opanowanie pozostałych, specyficznych dla danego miejsca głębokich kieszonek po starannym opracowaniu, z praktycznym celem poprawy lokalnych wyników przy jednoczesnym uniknięciu problemów związanych z ekspozycją oraz nadzorem nad stosowaniem antybiotyków systemowych9. W rutynowej praktyce klinicznej metody uzupełniające te są zazwyczaj stosowane w lokalnych głębokich miejscach, w których wyniki samego SRP są mniej przewidywalne (np. w miejscach o złożonej anatomii lub w kieszonkach, które po opracowaniu nadal mają głębokość ≥ 6 mm), a nie jako ogólna metoda stosowana w całej jamie ustnej10.

Lokalnie podawany żel z doksycykliną stanowi przykład takiego wsparcia11. Doksycyklina łączy działanie przeciwdrobnoustrojowe przeciwko kluczowym patogenom okresu z efektami hamującymi metaloproteinazy macierzy zaangażowane w rozpad tkanki łącznej. Kiedy preparaty o kontrolowanym uwalnianiu są wprowadzane do podstawy kieszonki za pomocą tępej kaniuli po dokładnym SRP, mogą one utrzymywać wysoką lokalną dostępność przy ograniczonej ekspozycji ogólnoustrojowej12. Co istotne, istniejące dowody kliniczne i mikrobiologiczne wielokrotnie sugerowały, że dodatkowe korzyści z lokalnie podawanych środków przeciwdrobnoustrojowych są najbardziej spójnie wykrywane w miejscach głębszych, podczas gdy średnie różnice dla całej jamy ustnej mogą być niewielkie, gdy SRP jest wykonywane rygorystycznie13. Obserwacje te ukształtowały powszechne protokoły stosowania, w których wybór miejsca, czas względem instrumentacji oraz technika operatora są traktowane jako czynniki determinujące skuteczność, a nie jako drugorzędne szczegóły procedury14.

W porównaniu z innymi pomocniczymi miejscowymi środkami przeciwdrobnoustrojowymi lub alternatywnymi podejściami, aplikacja żelu z doksycykliną oferuje praktyczną, ukierunkowaną na konkretne miejsce strategię, którą można zintegrować ze standardowymi procedurami SRP bez zmiany punktu końcowego mechanicznego oczyszczania. Choć w opiece periodontologicznej stosowano różne formy dostarczania miejscowego i pomocnicze środki nieantybiotykowe, protokoły te znacznie różnią się pod względem techniki aplikacji, kontroli jakości i oceny kontrolnej; w konsekwencji różnice w retencji, tolerancji pacjenta i powtarzalności mogą wpływać na interpretowalność wyników w różnych warunkach. Kluczową zaletą obecnego podejścia jest połączenie zestandaryzowanego SRP z jasno określoną techniką aplikacji żelu i zdefiniowanymi kontrolami jakości, co wspiera spójne wykonanie zabiegu przy fotelu oraz porównywalne odczyty wyników u różnych operatorów i w różnych klinikach. Pomimo obszernej literatury na temat żelu z doksycykliną jako wsparcia dla SRP, wciąż niezbędny jest zestandaryzowany protokół, ponieważ kluczowe elementy proceduralne nie są stosowane ani raportowane w sposób spójny w badaniach i klinikach. Zróżnicowanie w wyborze miejsc, czasie aplikacji względem instrumentacji, izolacji i kontroli wilgotności, pozycjonowaniu kaniuli, strategii wypełniania oraz instrukcjach po zabiegu może wpływać na retencję żelu i jego miejscową ekspozycję, co przyczynia się do heterogeniczności wyników i ogranicza porównywalność między badaniami. Niniejszy protokół standaryzuje te krytyczne kroki techniczne, wprowadza zdefiniowane punkty kontroli jakości i dostosowuje oceny kontrolne do klinicznie istotnych okien ponownej oceny, aby poprawić powtarzalność zarówno w praktyce gabinetowej, jak i w raportowaniu badawczym.

Skuteczność kliniczna pozostaje zależna od zastosowanej techniki: izolacja pola operacyjnego, pozycjonowanie kaniuli, strategia wypełniania od podstawy do brzegu oraz wczesna opieka po aplikacji wpływają na retencję żelu, komfort pacjenta i końcowe wyniki15. Ponadto, ponieważ sondowanie miejsc z umiarkowanym lub ciężkim stanem zapalnym krótko po instrumentacji może być uwarunkowane dynamiką wczesnego gojenia, protokoły różnią się w kwestii tego, czy kładzie się nacisk na krótkoterminowe (np. 4-tygodniowe) punkty końcowe oparte na sondowaniu, czy też odracza się je na późniejsze etapy; kwestia ta jest szczególnie istotna, gdy czytelnicy przenoszą projekt badania na decyzje podejmowane bezpośrednio przy fotelu stomatologicznym16.

Niniejszy protokół jest najbardziej odpowiedni dla pacjentów dorosłych poddawanych niesurgicalicznej terapii periodontologicznej w ambulatoryjnych klinikach stomatologicznych lub periodontologicznych, w których SRP można przeprowadzić do zestandaryzowanego punktu końcowego, a wizyty kontrolne można zrealizować w określonych punktach czasowych. Jest on szczególnie dostosowany do pacjentów z przewlekłym zapaleniem dziąseł w stadium III/IV, u których występują zlokalizowane głębokie lub anatomicznie trudne miejsca, w których samo SRP może być mniej przewidywalne, a monitorowanie na poziomie konkretnych miejsc (wskaźniki kliniczne i pobieranie próbek mikrobiologicznych) jest wykonalne.

Niniejszy artykuł przedstawia powtarzalny, przygotowany do prezentacji wideo protokół podawania przy fotelu stomatologicznym 14% żelu doksycykliny jako uzupełnienie SRP u dorosłych z przewlekłym zapaleniem przyzębia w stadium III/IV. Metoda obejmuje przesiew i uzyskanie zgody, randomizację i ślepe próby, standaryzowane SRP, aplikację żelu z predefiniowaną kontrolą jakości oraz oceny kontrolne po 1, 3 i 6 miesiącach, w tym specyficzne dla danego miejsca pobieranie próbek mikrobiologicznych ukierunkowane na organizmy z tzw. czerwonego kompleksu. Reprezentatywne wyniki ilustrują oczekiwane zakresy redukcji głębokości sondowania, przyrostu poziomu przyzębia oraz supresji mikrobiologicznej przy wiernym wykonaniu protokołu, przy zachowaniu konserwatywnej interpretacji podkreślającej przydatność metody w głębszych miejscach resztkowych, a nie jednolity efekt w całej jamie ustnej17.

Protokół

Oświadczenie etyczne
Należy upewnić się, że badanie jest zgodne z instytucjonalnymi wytycznymi dotyczącymi badań z udziałem ludzi oraz uzyskać zgodę Komisji Etycznej przed rozpoczęciem rekrutacji. Przed przeprowadzeniem jakiejkolwiek procedury specyficznej dla badania należy uzyskać od każdego uczestnika pisemną świadomą zgodę, obejmującą udział w badaniu, wykorzystanie zanonimizowanych danych oraz rejestrację wideo.

1. Zatwierdzenie etyczne, nadzór i rejestracja

  1. Zgoda etyczna, rejestracja i dokumentacja
    1. Uzyskać zgodę Komisji Bioetycznej (IRB) oraz zarejestrować badanie przed włączeniem uczestników, a następnie zarchiwizować pisma z zatwierdzeniem, wersję protokołu oraz wpisy z rejestru w dokumentacji ośrodka.
    2. Uzyskać pisemną świadomą zgodę przed przeprowadzeniem jakichkolwiek pomiarów przesiewowych wykraczających poza standardową opiekę oraz przechowywać wersjonowane formularze zgód z podpisami opatrzonymi datą.
    3. Prowadzić możliwy do audytu zapis zgód, kryteriów kwalifikacji, zdarzeń niepożądanych/poważnych zdarzeń niepożądanych (AE/SAE), odstępstw od protokołu oraz działań korygujących, stosując kontrolę wersji i wpisy z datą.
  2. Szkolenie i kalibracja badacza/operatora
    1. Przeszkolić i skalibrować badaczy/operatorów przed włączeniem pierwszego uczestnika. Osiągnąć cele niezawodności wewnątrz- i międzybadawczej na poziomie ICC ≥ 0.90 dla PPD oraz ICC ≥ 0.80 dla CAL, a sesje kalibracyjne, przypadki referencyjne, weryfikację siły sondowania oraz obliczenia ICC odnotować w dzienniku kalibracji.
    2. Zstandardyzować siłę sondowania (np. 20–25 g) przy użyciu siłomierza lub metody ćwiczeń z wykorzystaniem wagi, aż badacz będzie w stanie powtarzalnie odtwarzać docelowy zakres siły, a następnie ponownie sprawdzać siłę w zdefiniowanych odstępach czasu podczas badania.
    3. W miarę możliwości przypisać tego samego skalibrowanego badacza do pomiarów u tego samego uczestnika od wizyty bazowej do 6. miesiąca, aby zminimalizować zmienność pomiarową. W przypadku nieuniknionej zmiany badacza należy udokumentować przyczynę i przeprowadzić ponowną kalibrację przed wznowieniem pomiarów.

2. Projekt badania i harmonogram

  1. Przeprowadzić 6-miesięczne, randomizowane, podwójnie ślepe, kontrolowane placebo badanie kliniczne oceniające zastosowanie 14% żelu z doksycykliną jako uzupełnienie SRP u osób dorosłych z przewlekłym zapaleniem przyzębia w stadium III/IV.
  2. Zaplanować wizyty w punkcie wyjściowym oraz po 1, 3 i 6 miesiącach, a następnie postępować zgodnie z harmonogramem wizyt przedstawionym na Rysunku 1 (Harmonogram leczenia).
  3. Po przeprowadzeniu profilaktyki naddziasnowej w punkcie wyjściowym oraz dokonaniu ocen wstępnych, potwierdzić kwalifikowalność i przydział do grup przed aplikacją żelu, upewniając się, że operator wykonujący aplikację żelu nie uczestniczy w pomiarach wyników.

3. Wielkość próby i randomizacja

  1. Przeprowadź a priori obliczenia wielkości próby dla współpierwotnych punktów końcowych (PPD i CAL). Określ przyjęte różnice średnich, odchylenie standardowe, poziom α, moc statystyczną oraz dopuszczalny odsetek utraty uczestników na poziomie około 10%, a wynik z kalkulatora zarchiwizuj w segregatorze badania.
  2. Wygeneruj komputerową listę randomizacyjną z przydziałem 1:1:1 do Grupy A (SRP + żel z doksycykliną 14%), Grupy B (SRP + żel placebo) oraz Grupy C (tylko SRP). Zastosuj randomizację blokową, aby zachować równowagę w całym okresie rekrutacji.
    OSTRZEŻENIE: Ogranicz dostęp do sekwencji randomizacyjnej. Listę przydziału przechowuj wyłącznie u niezależnego powiernika i nie ujawniaj przynależności do grup osobom oceniającym wyniki, aby zachować zaślepienie.
  3. Wprowadź maskowanie przydziału za pomocą kolejno numerowanych, nieprzezroczystych, zapieczętowanych kopert przygotowanych przez niezależny personel. Otwórz kolejną kopertę dopiero po potwierdzeniu kwalifikowalności i zakończeniu pobierania próbek wyjściowych.
  4. Zaślep uczestników i egzaminatorów oceniających wyniki. Zachowaj zaślepienie operatora co do tożsamości żelu, stosując identyczne strzykawki i ogólne etykiety („A” vs „B”) o zbliżonym wyglądzie i lepkości. Upewnij się, że kod randomizacji jest dostępny wyłącznie dla niezależnego powiernika aż do zamknięcia bazy danych, z wyjątkiem sytuacji nagłych przypadków medycznych.

4. Przesiewowa ocena kwalifikowalności

  1. Przeprowadzić przesiew osób dorosłych w wieku 18–70 lat z przewlekłym zapaleniem przyzębia w stadium III/IV, zdolnych do uczestnictwa we wszystkich zaplanowanych wizytach. Wymagane jest co najmniej dwa kwalifikujące się miejsca w obrębie tkanek przyzębia spełniające kryterium na poziomie miejsca dla terapii wspomagającej; miejsca kwalifikujące się należy zdefiniować prospektywnie jako kieszonki z wyjściowym PPD ≥ 6 mm po usunięciu płytki ponaddziąsłowej.
  2. Zarejestrować liczbę oraz kody zębów i miejsc kwalifikujących się w punkcie wyjścia oraz uprzednio zdefiniować zasadę wyboru miejsca dla aplikacji żelu i pobierania próbek mikrobiologicznych, zgodnie z opisem w sekcjach 7 i 8.
  3. Traktować miejsca kwalifikujące się jako jednostkę terapii wspomagającej i ograniczyć aplikację żelu do tych miejsc, zamiast podawać go w całej jamie ustnej, aby dostosować interwencję do scenariusza klinicznego, w którym miejscowe środki o kontrolowanym uwalnianiu są zazwyczaj rozważane w przypadku pozostałych głębokich kieszonek.
  4. Wykluczyć uczestników w okresie ciąży/laktacji, z alergią na tetracykliny lub substancje pomocnicze preparatu, z niekontrolowaną chorobą ogólnoustrojową stanowiącą przeciwwskazanie do terapii periodontologicznej, przyjmujących antybiotyki ogólnoustrojowe lub poddanych terapii periodontologicznej w ciągu ostatnich 3 miesięcy, a także osoby z zaburzeniami, które mogą wpłynąć na przestrzeganie zaleceń lub bezpieczeństwo.
    UWAGA: Przed włączeniem do badania należy zweryfikować historię alergii na tetracykliny. W przypadku podejrzenia lub potwierdzenia alergii nie należy przystępować do aplikacji żelu i należy udokumentować niezakwalifikowanie pacjenta zgodnie z protokołem.
  5. Zarejestrować dane demograficzne, status palenia tytoniu oraz wywiad medyczny za pomocą formularza przesiewowego i udokumentować leki przyjmowane równolegle, które mogą wpływać na gojenie tkanek przyzębia.
  6. Użyć Tabeli 1 (kryteria kwalifikowalności) jako listy kontrolnej do przesiewu i zarchiwizować podpisane dzienniki przesiewowe.

5. Przygotowanie linii bazowej

  1. Przekazać zestandaryzowane instrukcje dotyczące higieny jamy ustnej (OHI).
  2. Przeprowadzić instruktaż szczotkowania zębów z zastosowaniem zmodyfikowanej techniki Bassa przez co najmniej 2 minuty. Poinstruować pacjenta w zakresie codziennego oczyszczania przestrzeni międzyzębowych, dostosowanego do wielkości szczelin, oraz w miarę możliwości zastosować metodę ujawniania płytki nazębnej, aby potwierdzić zrozumienie instrukcji przez pacjenta.
  3. Odnotować fakt przekazania instrukcji OHI oraz zalecone przybory do pielęgnacji domowej w formularzu raportu przypadku.
  4. Wykonać skaling naddziąsłowy i kontrolę płytki nazębnej przed pomiarami i pobraniem próbek wyjściowych.
  5. W pierwszej kolejności usunąć widoczną płytkę naddziąsłową za pomocą gazika i strumienia wody, a następnie usunąć kamień naddziąsłowy przy użyciu skalera ultradźwiękowego pod ciągłym chłodzeniem wodnym, stosując lekki nacisk boczny i ruchy zamiatające, utrzymując końcówkę w ruchu, aby uniknąć przegrzania.
  6. Dokończyć usuwanie pozostałego kamienia naddziąsłowego za pomocą skalerów ręcznych, stosując krótkie, kontrolowane ruchy, a następnie, w razie potrzeby, wypolerować obszary retencyjne dla płytki za pomocą kubka profilaktycznego i pasty niskociiernej.
  7. Ponownie sprawdzić brzegi dziąseł zębów przeznaczonych do pomiarów i pobrania próbek, a następnie powtórzyć krótki opracowanie naddziąsłowe aż do usunięcia widocznych osadów naddziąsłowych.
  8. Sporządzić pełny schemat uzębienia (Sekcja 10) i pobrać wyjściowe próbki mikrobiologiczne (Sekcja 8) z określonych miejsc przed jakimkolwiek płukaniem poddziąsłowym, które mogłoby zakłócić pobieranie próbek.
  9. Przekazać identyczne instrukcje dotyczące pielęgnacji domowej po wizycie wszystkim grupom w celu zachowania trafności wewnętrznej, a następnie udokumentować otrzymanie i zrozumienie tych instrukcji przez pacjenta.

6. Standaryzowane SRP (wszystkie grupy)

  1. Zastosuj znieczulenie miejscowe zgodnie z potrzebami. W razie potrzeby przeprowadź miejscowe znieczulenie błony śluzowej przez 1 min, a następnie wykonaj infiltrację miejscową i/lub blokadę nerwu odpowiednio do ćwiartki.
    UWAGA: Przed wstrzyknięciem wykonaj aspirację i wstrzykuj lek powoli, aby zmniejszyć ryzyko podania do naczynia krwionośnego. Monitoruj uczestników pod kątem natychmiastowych reakcji niepożądanych.
  2. Wykonaj aspirację przed wstrzyknięciem i podawaj lek powoli. Odnotuj klasę środka znieczulającego (np. miejscowy lek znieczulający z grupy amidów), obecność/brak naczyniozwężającego, całkowitą objętość (mL), miejsca wstrzyknięcia oraz wszelkie natychmiastowe reakcje.
  3. Przed przystąpieniem do instrumentacji potwierdź odpowiednie znieczulenie, stosując delikatny bodziec powietrzny lub sondowanie.
  4. Przeprowadź oczyszczanie całej jamy ustnej, stosując ustandaryzowaną sekwencję i punkty końcowe operatora.
  5. Rozpocznij od naddziąsłowego oczyszczania ultradźwiękowego całej ćwiartki, a następnie wykonaj poddziąsłowe SRP ząb po zębie, używając kuretek specyficznych dla danego obszaru.
  6. Używaj ruchów rozpoznawczych w celu wykrycia kamienia, a następnie stosuj nakładające się ruchy robocze z odpowiednim kątem nachylenia i umiarkowanym naciskiem bocznym, aby usunąć złoża i wygładzić powierzchnię korzenia.
  7. Zachowaj adaptację, utrzymując trzpień końcowy równolegle do powierzchni zęba w każdym miejscu, i często zmieniaj pozycję, aby podążać za morfologią korzenia. Kontynuuj instrumentację do momentu, gdy powierzchnia korzenia w ocenie taktylnej wyda się gładka i twarda, a przejście sondą nie wykryje pozostałości lub wypolerowanego kamienia.
  8. Zadokumentuj leczone ćwiartki, czas zabiegu oraz informację, czy SRP zostało ukończone w jednej sesji, czy w sesjach podzielonych, zależnie od tolerancji pacjenta.
  9. Przepłucz leczone kieszonki sterylnym roztworem soli fizjologicznej za pomocą tępego końcówki do irygacji, a następnie delikatnie osusz tylko brzeg dziąsła powietrzem beztłuszczowym, aby ułatwić późniejszą retencję żelu.
    UWAGA: Unikaj agresywnego osuszania powietrzem, które mogłoby urazić tkanki lub wywołać krwawienie, co może utrudnić aplikację żelu.
  10. Zakończ SRP przed aplikacją jakiegokolwiek żelu. Nałóż żel podczas tej samej wizyty leczniczej natychmiast po zakończeniu SRP u uczestnika oraz po irygacji/osuszaniu (Krok 6.9), chyba że protokół określa osobną wizytę; udokumentuj czas pomiędzy zakończeniem SRP a aplikacją żelu.
  11. Nie powtarzaj instrumentacji w miejscach leczonych żelem w ciągu 7 dni, aby uniknąć przemieszczenia żelu, a każde nieumyślne sondowanie lub ponowną instrumentację odnotuj jako odchylenie od protokołu.
  12. Punkt przerwy: Po zakończeniu SRP (i aplikacji żelu dla Grup A/B w Sekcji 7), uczestnicy mogą zostać zwolnieni i zapisani na wizyty kontrolne za 1, 3 i 6 miesięcy. Przed zakończeniem wizyty zweryfikuj dokumentację wyjściową, kody miejsc zębowych, zapisy randomizacji (jeśli dotyczy) oraz dzienniki SRP/aplikacji żelu.

7. Aplikacja żelu przy fotelu stomatologicznym dla grupy A lub B

  1. Izoluj ząb za pomocą wałków bawełnianych i ssaka wysokoprzepływowego, aby utrzymać względnie suche pole zabiegowe.
  2. Usuń widoczne skupiska śliny i staraj się zminimalizować zanieczyszczenie krwią w obrębie brzegu dziąsła; jeśli krwawienie przesłania brzeg, zastosuj delikatny ucisk gazikiem przez 30–60 sekund i oceń sytuację ponownie.
  3. Zidentyfikuj wcześniej określone kwalifikujące się miejsca do aplikacji żelu i udokumentuj kody ząb-miejsce przed otwarciem strzykawki z żelem.
  4. Aplikuj żel wyłącznie w miejscach kwalifikujących się, a nie we wszystkich lokalizacjach. Stosuj spójną zasadę wyboru miejsc dla wszystkich uczestników, wybierając, jeśli to możliwe, cztery miejsca indeksowe na uczestnika, priorytetowo traktując miejsca międzyzębowe z wyjściowym PPD ≥ 6 mm i dodatnim wynikiem BOP, rozlokowane w różnych kwadrantach, o ile jest to możliwe.
    UWAGA: Jeśli kwalifikuje się więcej niż cztery miejsca, wybierz cztery najgłębsze z nich; w przypadku takich samych wartości priorytetowo traktuj miejsca z dodatnim wynikiem BOP i lokalizacją międzyzębową. Jeśli kwalifikuje się mniej niż cztery miejsca, poddaj zabiegowi wszystkie miejsca kwalifikujące się i udokumentuj przyczynę zmniejszonej liczby miejsc.
  5. Użyj tych samych miejsc indeksowych jako głównych miejsc pobierania próbek mikrobiologicznych dla Grup A i B (Sekcja 8).
  6. Wprowadź tępą kaniulę do dna kieszonki.
  7. Przesuwaj ją delikatnie wzdłuż powierzchni korzenia, aż opór wskaże wierzchołkowy zasięg kieszonki, a następnie aplikuj żel, powoli wycofując kaniulę tak, aby kieszonka wypełniała się od dna do brzegu. Przerwij aplikację, gdy przy brzegu dziąsła pojawi się lekki menisk.
  8. Stosuj typową objętość około 0.1–0.2 mL na miejsce, jednak priorytetem jest całkowite wypełnienie kieszonki bez nadmiernego wyciśnięcia preparatu. Zapisz liczbę leczonych miejsc oraz całkowitą objętość zużytego żelu.
  9. Ustabilizuj żel przy brzegu, delikatnie formując menisk za pomocą mikrobrusha lub opuszka palca w rękawiczce, unikając nadmiernej manipulacji, która mogłaby usunąć materiał z wejścia do kieszonki. W ramach kontroli jakości aplikacji potwierdź, że żel pozostaje widoczny przy brzegu bezpośrednio po aplikacji. Odnotuj każdą natychmiastową utratę materiału.
  10. Utrzymuj tę samą sekwencję wideo do dokumentacji dla wszystkich uczestników, zgodnie z Rysunkiem 2 (Kroki aplikacji żelu przy fotelu), i rejestruj krytyczne punkty kontrolne, w tym głębokość wprowadzenia kaniuli, ruch wycofywania z jednoczesnym wypełnianiem oraz końcowy wygląd menisku.
  11. Poinformuj uczestników, aby nie sondowali leczonych miejsc przez 7 dni po aplikacji, a wszelkie zdarzenia związane z przedwczesnym sondowaniem lub zgłoszenia utraty żelu odnotuj w dzienniku odchyleń.

8. Pobieranie próbek mikrobiologicznych

  1. Należy prospektywnie określić miejsca pobierania próbek i zachować ich spójność podczas kolejnych wizyt. W grupach A i B jako główne miejsca pobierania próbek należy wykorzystać leczone miejsca indeksowe. W grupie C należy wybrać dopasowane miejsca referencyjne, stosując – w miarę możliwości – ten sam typ zęba i tę samą warstwę wyjściowego PPD (≥ 6 mm), oraz udokumentować zasadę dopasowania.
  2. Należy określić, czy sformułowanie „miejsca referencyjne (n = 4)” odnosi się do miejsc poboru prób mikrobiologicznych, miejsc pomiarów klinicznych, czy do obu tych kategorii, a następnie konsekwentnie stosować tę samą definicję w całym tekście rękopisu oraz na rycinach.
  3. Należy zachować te same kody lokalizacji zębów w punkcie wyjścia oraz po 1, 3 i 6 miesiącach, chyba że nastąpi utrata zęba lub nieuniknione zmiany kliniczne; w przypadku konieczności zastąpienia zęba należy zastosować wcześniej określoną zasadę zastępowania i udokumentować przyczynę.
  4. Podczas każdej wizyty (wyjściowej oraz po 1, 3 i 6 miesiącach) należy odizolować miejsce badania, usunąć płytkę naddziąsłową za pomocą sterylnej kurety bez wchodzenia w kieszeń i delikatnie osuszyć strumieniem powietrza. Przed pobraniem próbek należy unikać irygacji poddziąsłowej, sondowania poddziąsłowego oraz wprowadzania końcówki strumienia powietrza i wody do kieszeni.
  5. Wprowadź sterylne papierowe punkty (#30) do dna kieszonki i pozostaw je w tym miejscu na 10 sekund. Umieść 2–3 punkty z każdego miejsca w anaerobowym medium transportowym, a probówki opisz, podając identyfikator uczestnika, kod miejsca w zębie, punkt czasowy wizyty oraz znacznik czasu.
  6. Wyizoluj DNA, stosując zwalidowaną procedurę ekstrakcji DNA bakterii, i przeprowadź jedną próbę ślepą ekstrakcji dla każdej partii. W celu zapobiegania kontaminacji zachowaj jednokierunkowy przepływ pracy poprzez fizyczne oddzielenie obszarów przygotowywania odczynników przed PCR, manipulacji DNA oraz amplifikacji.
    UWAGA: Próbki płytki nazębnej pochodzenia klinicznego należy traktować jako potencjalnie niebezpieczne biologicznie. Należy stosować odpowiednie środki ochrony indywidualnej, używać końcówek odpornych na aerozole oraz dezynfekować powierzchnie robocze przed i po procesowaniu. Aby zminimalizować ryzyko kontaminacji amplikonami, należy ściśle rozdzielić obszary przed-PCR i po-PCR oraz otwierać probówki wyłącznie w wyznaczonych strefach czystych.
  7. Przeprowadź reakcję PCR w czasie rzeczywistym z wykorzystaniem chemii opartej na barwniku SYBR w celu ilościowego oznaczenia Porphyromonas gingivalis (P. gingivalis), Tannerella forsythia (T. forsythia)i Treponema denticola (T. denticola) z parami starterów (5’ → 3’) wymienione poniżej. Reakcje należy przeprowadzić w systemie real-time PCR (patrz Tabela materiałów (podając producenta i model).
    UWAGA: P. gingivalis forward GCGAGAGCCTGAACCAGCCA i reverse ACTCGTATCGCCCGTTATTCCCGTA; T. forsythia forward CGATGATACGCGAGGAACCTTACCC oraz reverse CCGAAGGGAAGAAAGCTCTCACTCT; T. denticola forward TAAGGGACAGCTTGCTCACCCCTA i reverse CACCCACGCGTTACTCACCAGTC.
  8. Przygotuj 20 µL reakcje zawierające 10 µL z 2 × master mix do qPCR (chemia oparta na SYBR), 0.4 µM każdego startera oraz 2 µL matrycowego DNA, a następnie dopełnić objętość wodą wolną od nukleaz. Reakcje należy przeprowadzić w dwóch powtórzeniach dla każdego celu w każdej próbce, uwzględniając kontrole bez matrycy dla każdego zestawu starterów.
  9. Należy zastosować warunki termocyklowania odpowiednie dla chemii opartej na SYBR: wstępna denaturacja w 95 °C przez 10 min, a następnie 40 cykli 95 °C przez 15 s i 60 °C przez 60 s.
  10. Przeprowadź analizę krzywej topnienia (np. 65–95 °C z 0.5 °C przyrosty), aby potwierdzić pojedynczą, specyficzną amplifikację.
  11. Należy użyć krzywej wzorcowej z plazmidu lub syntetycznego DNA obejmującej zakres 102–108 liczba kopii na reakcję; akceptuj serie tylko wtedy, gdy R2 ≥ 0,99, a wydajność amplifikacji wynosi 90%–110%.
  12. Powtórz pomiary wykraczające poza te granice oraz wszelkie pary powtórzeń, w których odchylenie standardowe Ct jest zbyt wysokie > 0.35. Wyniki należy przedstawić jako log10 kopii na miejsce.
  13. Ogranicz czas od pobrania próbek do zamrożenia do ≤ 2 h. Przechowywać próbki i ekstrakty w temperaturze -80 °Coraz rejestrować czas manipulacji, warunki transportu i logi zamrażarki.
    MOMENT PRZERWANIA: Po przechowywaniu próbek (i/lub wyekstrahowanego DNA) w temperaturze -80 °Cnastępcze etapy obróbki laboratoryjnej (ekstrakcja DNA i real-time PCR) mogą być przeprowadzane partiami w późniejszym terminie, pod warunkiem zweryfikowania etykietowania próbek, dokumentacji łańcucha nadzoru oraz dzienników zamrażarki.

9. Instrukcje po umieszczeniu

  1. Poinstruuj uczestników, aby przez 7 dni unikali nitkowania lub stosowania pomoce interdentalnych w miejscach poddanych zabiegowi, jednocześnie delikatnie szczotkując zęby szczoteczką o miękkim włosiu.
  2. Zalecaj dietę miękką przez 24–48 h oraz unikanie twardych lub ciągnących pokarmów w miejscach poddanych zabiegowi, aby zminimalizować przemieszczenie mechaniczne.
  3. W razie potrzeby podaj leki przeciwbólowe zgodnie z protokołem klinicznym i poinstruuj uczestników, aby niezwłocznie zgłaszali ból, obrzęk, wysypkę, zapalenie jamy ustnej lub nadwrażliwość na światło. Dokumentuj wszystkie zgłoszenia objawów oraz podjęte działania.

10. Pomiary kliniczne

  1. Zmierz PPD za pomocą sondy periodontalnej w sześciu punktach na ząb (mezjobuccalnym, buccalnym, distobuccalnym, mezjolingwalnym, lingwalnym i distolingwalnym).
  2. Zastosuj zestandaryzowaną siłę sondowania wynoszącą 20–25 g, zweryfikowaną podczas kalibracji poprzez wielokrotne dociskanie końcówki sondy do wagi, aż do momentu uzyskania powtarzalnej siły docelowej.
  3. Wprowadź sondę równolegle do osi długiej zęba, utrzymując końcówkę w kontakcie z jego powierzchnią, a następnie „przemieszczaj” sondę w krokach 1 mm wokół każdego punktu, aby zidentyfikować najgłębszy odczyt; zapisz najwyższą wartość w milimetrach dla każdego z sześciu punktów.
  4. Zmierz CAL w tych samych sześciu punktach, zapisując odległość od połączenia cementowo- razãoemielowego do końcówki sondy. W przypadku, gdy połączenie cementowo-raziemielowe jest zasłonięte, zlokalizuj je za pomocą detekcji dotykowej i odnotuj wszelkie brzegi wypełnień, które mogłyby wpłynąć na ten punkt orientacyjny; stosuj tę samą zasadę wyznaczania punktu orientacyjnego konsekwentnie podczas wszystkich wizyt.
  5. Oceń GI w skali 0–3, korzystając z wcześniej określonego przewodnika punktacji, a BOP odnotuj jako krwawienie występujące w ciągu 15 sekund po sondowaniu w każdym punkcie. Podczas każdej wizyty stosuj tę samą kolejność sondowania, aby zestandaryzować czas obserwacji BOP.
  6. Wykorzystaj skalibrowanych badaczy oślepionych względem przydziału do grup. Powtórz pomiary dubletowe na 10% podzbiorze podczas każdej wizyty, aby monitorować dryf i przeprowadzić ponowne szkolenie, gdy niezawodność spadnie poniżej wartości docelowych (PPD ICC ≥ 0.90; CAL ICC ≥ 0.80). Podsumuj demografię wyjściową oraz kliniczne wyniki dla całego uzębienia (PPD, CAL, GI i BOP) z wizyt studyjnych w Tabeli 2.
  7. Podczas wizyty kontrolnej po 1 miesiącu zminimalizuj potencjalne zakłócenia procesu gojenia tkanek, unikając ocen opartych na sondowaniu i ograniczając procedury do wcześniej określonych punktów końcowych. Podczas tej wizyty pobierz próbki mikrobiologiczne z zdefiniowanych wcześniej punktów (Sekcja 8), udokumentuj zdarzenia niepożądane i przestrzeganie protokołu oraz wzmocnij OHI.
    UWAGA: Nie wykonuj pomiarów PPD, CAL, GI ani BOP w 1. miesiącu; pełne pomiary kliniczne całego uzębienia zarezerwuj na wizyty w 3. i 6. miesiącu, aby zmniejszyć ryzyko, że wczesna manipulacja wpłynie na gojenie w miejscach z umiarkowanym do ciężkim uszkodzeniem. Zastosuj tę samą zasadę oceny w 1. miesiącu dla wszystkich uczestników i udokumentuj wszelkie odstępstwa.

11. Harmonogram obserwacji i oceny

  1. Ponownie oceń PPD, CAL, GI oraz BOP w 3. i 6. miesiącu. Powtórz badania mikrobiologiczne w punkcie wyjściowym oraz w 1., 3. i 6. miesiącu zgodnie z Sekcją 8, stosując te same kody lokalizacji.
  2. Wzmacniaj OHI podczas każdej wizyty, rejestruj przestrzeganie zaleceń na podstawie samosprawozdania i oceny widocznej płytki oraz systematycznie dokumentuj zdarzenia niepożądane (AE/SAE).
  3. Postępuj w przypadku przemieszczenia żelu lub znacznego dyskomfortu zgodnie z wcześniej zdefiniowanymi kryteriami. Zarejestruj czas wystąpienia zdarzenia, podjęte działania kliniczne oraz wynik, a w stosownych przypadkach zaklasyfikuj zdarzenie jako AE.
  4. Podsumuj okna wizyt w Tabeli 3 i przedstaw skonsolidowany harmonogram na Rysunku 1.

12. Zarządzanie danymi i maskowanie

  1. Należy stosować wydrukowane formularze raportów przypadków z podwójnym wprowadzaniem danych i rozstrzyganiem rozbieżności oraz prowadzić dziennik zmian z datami edycji i kodami przyczyn.
  2. W miarę możliwości należy maskować etykiety grup przed analitykami, stosując zanonimizowane kody, oraz prowadzić dzienniki odchyleń w przypadku pominiętych wizyt, przedwczesnego sondowania, utraty żelu oraz odstępstw od protokołu.
  3. Zdepersonalizowane dane należy przechowywać w repozytorium tylko do odczytu z sumami kontrolnymi plików, a także zachować zapisy wersji aparatury i oprogramowania wykorzystanego do analizy oraz procesów laboratoryjnych.

13. Analiza statystyczna

  1. Przeprowadź analizy statystyczne przy użyciu oprogramowania statystycznego (patrz Tabela materiałów (podając producenta i wersję). Oceń normalność rozkładu za pomocą testu Shapiro-Wilka i przeanalizuj wykresy rozkładu.
  2. Oceń zmiany podłużne w obrębie grupy, stosując analizę wariancji z powtarzanymi pomiarami (ANOVA) dla danych o rozkładzie normalnym; w przeciwnym razie zastosuj test Friedmana. W stosownych przypadkach przeprowadź porównania post hoc z korektą Bonferroniego.
  3. Porównaj grupy w każdym punkcie czasowym, stosując testy t dla prób niezależnych/jednoczynnikową analizę wariancji (ANOVA) dla danych o rozkładzie normalnym; w przeciwnym razie zastosuj test U Manna-Whitneya/test Kruskala-Wallisa. W przypadku zmiennych kategorycznych zastosuj testy chi-kwadrat.
  4. Przeprowadzić analizę głównych punktów końcowych (PPD i CAL) podczas każdej wizyty po wyjściu z badania, wykorzystując model ANCOVA z wartościami wyjściowymi jako współzmiennymi. Podać skorygowane różnice średnich wraz z 95-procentowymi przedziałami ufności oraz dwustronnymi wartościami p.
  5. Zarządzaj brakującymi danymi zgodnie z wcześniej określonym podejściem (np. przeniesienie ostatniej obserwacji – LOCF) i przeprowadź analizy wrażliwości tam, gdzie jest to możliwe. Zdefiniuj wcześniej populację analizowaną (zgodnie z protokołem vs zmodyfikowana analiza w zamiarze leczenia – mITT) i stosuj ją konsekwentnie we wszystkich punktach końcowych.

14. Monitorowanie bezpieczeństwa

  1. Zdefiniować i aktywnie monitorować zdarzenia niepożądane (AE) oraz poważne zdarzenia niepożądane (SAE), w tym fotowrażliwość, reakcje alergiczne i zapalenie błony śluzowej jamy ustnej. Określić stopień nasilenia, odnotować związek przyczynowy oraz udokumentować podjęte działania, takie jak przerwanie leczenia lub opieka ratunkowa.
  2. Zastosować zdefiniowane wcześniej kryteria przedwczesnego wycofania, takie jak ciężka alergia lub konieczność stosowania antybiotyków ogólnoustrojowych, oraz udokumentować procedury obserwacyjne dla uczestników wycofanych z badania.
  3. Zgłaszać SAE do IRB zgodnie z harmonogramem instytucjonalnym i prowadzić dokumentację zgłoszeń w segregatorze bezpieczeństwa.

15. Zapewnienie jakości i wierność

  1. Przed włączeniem każdej kohorty należy skorzystać z listy kontrolnej gotowości ośrodka, potwierdzając dostępność materiałów, poprawność etykietowania, przygotowanie mediów transportowych, dostępność wagi do kalibracji siły oraz dzienniki sterylizacji.
  2. Należy przeprowadzać comiesięczne kontrole międzytesterami na reprezentatywnym podzbiorze uczestników (co najmniej 10%), aby wykryć rozbieżności w badaniu palpacyjnym, i ponownie przeszkolić badaczy, jeśli współczynnik ICC spadnie poniżej założonych progów.
  3. Dla każdej partii qPCR należy przeprowadzić zewnętrzne kontrole laboratoryjne i zastosować zdefiniowane kryteria akceptacji, w tym R2, wydajność amplifikacji oraz progi odchylenia standardowego dla powtórzeń Ct.
  4. Po zablokowaniu bazy danych należy przeprowadzić kontrolę integralności zaślepienia, prosząc badaczy o odgadnięcie przydziału i raportując dokładność tych odpowiedzi, a raport z zaślepienia należy dołączyć do końcowego ścieżki audytu.

Wyniki

Przydział uczestników (CONSORT)
Przepływ uczestników przebiegał zgodnie z wcześniej określonym randomizowanym schematem trójramiennym i został przedstawiony na Rysunku 3 (schemat blokowy CONSORT). Spośród 151 przesiewowo zbadanych osób, 97 kwalifikujących się uczestników zostało zrandomizowanych w stosunku 1:1:1 do grupy A (SRP + 14% żel z doksycykliną), grupy B (SRP + żel placebo) oraz grupy C (tylko SRP). Wizyty kontrolne zaplanowano w odstępach 1, 3 i 6 miesięcy. Końcowe grupy analizowe obejmowały n = 31 (grupa A), n = 34 (grupa B) oraz n = 32 (grupa C). Utraty z obserwacji wynikały głównie z braku kontaktu oraz wykluczeń opartych na protokole (np. wycofanie zgody lub choroba współistniejąca). Analizy przeprowadzono zgodnie z wcześniej określonymi populacjami analizy, a brakujące obserwacje potraktowano zgodnie z definicją zawartą w protokole.

Wyniki kliniczne (PPD, CAL, GI, BOP)
Trajektorie dla współpierwotnych punktów końcowych przedstawiono na Rysunku 4 (PPD w czasie) oraz Rysunku 5 (CAL w czasie), natomiast wskaźniki związane ze stanem zapalnym pokazano na Rysunku 6 (GI i BOP). Opisowe wartości dla całego uzębienia dla każdego punktu czasowego podsumowano w Tabeli 2. We wszystkich grupach odnotowano poprawę wewnątrzgrupową od poziomu wyjściowego do 3. i 6. miesiąca.

W zbiorze danych odpowiadającym Table 2, średnia wartość PPD (mm) zmniejszyła się z 5.28 ± 0.45 (Grupa A), 5.12 ± 0.42 (Grupa B) i 5.36 ± 0.48 (Grupa C) w punkcie wyjściowym do odpowiednio 4.22 ± 0.55, 4.31 ± 0.52 i 4.23 ± 0.51 w 3. miesiącu oraz do 3.91 ± 0.48, 3.87 ± 0.46 i 3.90 ± 0.49 w 6. miesiącu. W przypadku CAL (mm) odnotowano analogiczne zmiany: z 5.93 ± 0.64 (Grupa A), 5.77 ± 0.59 (Grupa B) i 6.02 ± 0.67 (Grupa C) w punkcie wyjściowym do 5.02 ± 0.52, 5.08 ± 0.53 i 5.01 ± 0.50 w 3. miesiącu oraz do 4.77 ± 0.51, 4.81 ± 0.50 i 4.72 ± 0.54 w 6. miesiącu. Zapalenie dziąseł również uległo poprawie w czasie. Średnia wartość GI zmniejszyła się z 1.92 ± 0.45 (Grupa A), 1.87 ± 0.42 (Grupa B) i 1.98 ± 0.47 (Grupa C) w punkcie wyjściowym do 1.52 ± 0.43, 1.56 ± 0.44 i 1.50 ± 0.42 w 3. miesiącu oraz do 1.35 ± 0.39, 1.40 ± 0.40 i 1.30 ± 0.38 w 6. miesiącu. Odsetek dodatnich wyników BOP uległ podobnemu spadkowi: z 22/31 (70.97%), 19/34 (55.88%) i 21/32 (65.63%) w punkcie wyjściowym do 9/31 (29.03%), 8/34 (23.53%) i 7/32 (21.88%) w 3. miesiącu oraz do 5/31 (16.13%), 6/34 (17.65%) i 4/32 (12.50%) w 6. miesiącu (Table 2).

Porównania międzygrupowe dla współpierwotnych punktów końcowych (PPD i CAL) w 3. i 6. miesiącu oceniono za pomocą modeli skorygowanych o wartości wyjściowe i przedstawiono jako skorygowane różnice średnich (AMD), 95% przedziały ufności (CI) oraz wartości p. Dla PPD w 3. miesiącu: AMD(A–B) = −0,10 mm (95% CI −0,24 do 0,04; p = 0,164; d Cohena = 0,22) oraz AMD(A–C) = −0,05 mm (95% CI −0,19 do 0,09; p = 0,476; d = 0,11). Dla PPD w 6. miesiącu: AMD(A–B) = 0,03 mm (95% CI −0,10 do 0,16; p = 0,656; d = 0,06) oraz AMD(A–C) = 0,01 mm (95% CI −0,12 do 0,14; p = 0,884; d = 0,02). Dla CAL w 3. miesiącu: AMD(A–B) = −0,08 mm (95% CI −0,24 do 0,08; p = 0,324; d = 0,16) oraz AMD(A–C) = 0,02 mm (95% CI −0,14 do 0,18; p = 0,806; d = 0,04). Dla CAL w 6. miesiącu: AMD(A–B) = −0,05 mm (95% CI −0,20 do 0,10; p = 0,512; d = 0,10) oraz AMD(A–C) = 0,06 mm (95% CI −0,10 do 0,22; p = 0,462; d = 0,12).

Ponieważ punkty końcowe oparte na sondowaniu mogą być wrażliwe na wczesną dynamikę gojenia, w wizycie po 1 miesiącu nie zbierano pełnych pomiarów PPD, CAL, GI ani BOP. Wizyta po 1 miesiącu została zarezerwowana na pobieranie próbek mikrobiologicznych oraz ustandaryzowany monitoring bezpieczeństwa i przestrzegania protokołu (zdarzenia niepożądane, odchylenia od protokołu oraz wzmocnienie opieki domowej) zgodnie z wcześniej określonym harmonogramem wizyt. W związku z tym międzygrupowe porównania statystyczne dla klinicznych wyników całego uzębienia są raportowane dla punktów czasowych kontroli po 3 i 6 miesiącach.

Predefiniowane kontrasty dla głębokich kieszonek (leczone miejsca indeksowe vs dopasowane miejsca referencyjne)
Osobno przeanalizowano predefiniowane kontrasty skupiające się na kwalifikujących się głębokich miejscach (wyjściowy PPD ≥ 6−7 mm; odpowiadający leczonym miejscom indeksowym w grupach A i B oraz dopasowanym miejscom referencyjnym w grupie C). W 3. miesiącu redukcja PPD w głębokich miejscach skorygowana o wartość wyjściową była większa w grupie A niż w grupie B: AMD(A−B) = -0.32 mm (95% CI -0.58 do -0.06; p = 0.016; d = 0.52); kontrast w stosunku do grupy C był mniejszy: AMD(A−C) = -0.21 mm (95% CI -0.49 do 0.07; p = 0.140; d = 0.34). W 6. miesiącu zaobserwowano podobny wzorzec dla PPD w głębokich miejscach: AMD(A−B) = -0.28 mm (95% CI -0.55 do -0.01; p = 0.042; d = 0.45). CAL w głębokich miejscach wykazał zgodny kierunek w 6. miesiącu: AMD(A − B) = -0.25 mm (95% CI -0.48 do -0.02; p = 0.034; d = 0.41).

Wyniki mikrobiologiczne (qPCR)
Ilość celów z kompleksu czerwonego (P. gingivalis, T. forsythia i T. denticola) określono za pomocą qPCR w punkcie wyjścia oraz po 1, 3 i 6 miesiącach (Rycina 7). Obciążenie bakteryjne przedstawiono jako log10 kopii na miejsce. Od punktu wyjścia do 6. miesiąca mediany redukcji (Δlog10 kopii na miejsce, mediana [IQR]) wynosiły: dla P. gingivalis 1,35 [0,90–1,80] w Grupie A, 0,92 [0,55–1,30] w Grupie B oraz 0,88 [0,50–1,25] w Grupie C (test Kruskala–Wallisa p = 0,012; testy parowe Dunna–Holma: A vs B p = 0,018, A vs C p = 0,026, B vs C p = 0,742). Dla T. forsythia redukcje wynosiły odpowiednio 1,20 [0,80–1,65], 0,81 [0,45–1,20] i 0,77 [0,40–1,15] (test Kruskala–Wallisa p = 0,020; testy parowe: A vs B p = 0,031, A vs C p = 0,044, B vs C p = 0,801). Dla T. denticola redukcje wynosiły odpowiednio 0,98 [0,60–1,40], 0,80 [0,45–1,15] i 0,78 [0,40–1,10] (test Kruskala–Wallisa p = 0,168; porównania parowe nie były istotne statystycznie po korekcie na wielokrotne porównania).

Do każdej partii zastosowano zdefiniowane wcześniej kryteria kontroli jakości. Każdy przebieg obejmował próbki ślepe ekstrakcji oraz kontrole bez matrycy (NTC), a reakcje przeprowadzano w duplikacie, powtarzając testy w przypadku, gdy zmienność duplikatów przekroczyła próg akceptacji. Akceptacja partii wymagała uzyskania współczynnika R2 ≥ 0,99 dla krzywej wzorcowej, wydajności amplifikacji w zakresie 90–110% oraz odchylenia standardowego Ct dla duplikatów ≤ 0,35.

Wizualne markery odpowiedzi (opcjonalnie)
W przypadku ich dostępności, zestandaryzowane zdjęcia wewnątrzjamy wykonane w punkcie wyjścia oraz podczas kontroli mogą zostać przedstawione w celu zilustrowania zmniejszenia rumienia i obrzęku, poprawy czystości brzeżnej oraz zmniejszenia głębokości sondowania przy minimalnym krwawieniu. Jeśli zostaną uwzględnione, należy przedstawić te obrazy jako Rycina uzupełniająca S1, stosując spójne oświetlenie, kąt widzenia oraz opisy pozycji zębów, unikając przy tym wprowadzania nowych twierdzeń wykraczających poza wyniki ilościowe.

figure-results-1
Rysunek 1: Harmonogram leczenia. Wstępnej kontroli płytki naddziąsłowej i pełnego badania klinicznego jamy ustnej towarzyszy zstandaryzowane skaling i root planing (SRP) poddziąsłowy. W grupach A i B żel jest aplikowany bezpośrednio po zakończeniu SRP podczas tej samej wizyty w określonych, kwalifikujących się miejscach indeksowych. Wizyty kontrolne odbywają się po 1, 3 i 6 miesiącach. Podczas wizyty w 1. miesiącu należy pobrać próbki mikrobiologiczne oraz przeprowadzić zstandaryzowany monitoring bezpieczeństwa i przestrzegania protokołu (zdarzenia niepożądane, odstępstwa od protokołu i wzmocnienie opieki domowej) zgodnie z przedstawionym harmonogramem; pełne oceny kliniczne jamy ustnej zostają zarezerwowane na wizyty w 3. i 6. miesiącu. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

figure-results-2
Rysunek 2: Etapy aplikacji żelu przy fotelu stomatologicznym. Odizolować pole zabiegowe za pomocą wałków bawełnianych i ssaka wysokoprzepływowego, a następnie wprowadzić tępe kaniulę do dna kieszonki. Wyciskać żel, jednocześnie wycofując kaniulę, aby wypełnić kieszonkę od dna do brzegu, a następnie delikatnie ustabilizować menisk brzeżny w celu zapewnienia retencji. Przez 7 dni po aplikacji nie należy sondować ani ponownie instrumentować miejsc poddanych zabiegowi. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

figure-results-3
Rycina 3: Schemat przepływu CONSORT. Przedstawiono etapy przesiewowe, ocenę kwalifikowalności, randomizację (1:1:1), obserwację oraz zestawy analityczne dla Grupy A (SRP + żel z doksycykliną 14%), Grupy B (SRP + żel placebo) i Grupy C (tylko SRP), wraz z przyczynami wykluczeń i utraty pacjentów z obserwacji. Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tej ryciny.

figure-results-4
Rycina 4: Głębokość kieszonki dziąsłowej (PPD) w czasie. Średnia (± 95% CI) wartość PPD (mm) dla całej jamy ustnej w punkcie wyjściowym, po 3 oraz 6 miesiącach dla każdej grupy. Wszystkie ramiona badania wykazują zależną od czasu poprawę po standaryzowanej terapii. Przedstawiono również z góry określony kontrast na poziomie miejsc dla głębokich miejsc indeksowych (wyjściowe PPD ≥ 6–7 mm; leczone miejsca indeksowe w grupach A i B oraz dopasowane miejsca referencyjne w grupie C), aby ocenić, czy terapia wspomagająca prowadzi do większej zmiany w głębszych kieszonkach. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

figure-results-5
Rycina 5: Poziom przyzębia (CAL) w czasie. Średnia (± 95% CI) CAL dla całego uzębienia (mm) w punkcie wyjściowym oraz po 3 i 6 miesiącach dla każdej grupy. Przyrosty CAL przebiegają równolegle do redukcji PPD w okresie obserwacji. Różnice między grupami na poziomie całego uzębienia należy interpretować ostrożnie, a interpretację na poziomie poszczególnych miejsc opierać na uprzednio określonych głębokich miejscach indeksowych. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.

figure-results-6
Rysunek 6: Wskaźnik dziąseł (GI) oraz krwawienie podczas badania sondowaniem (BOP). Trajektorie GI (skala 0–3) i BOP w poszczególnych grupach, wyrażone jako procent miejsc krwawiących w ciągu 15 s po zestandaryzowanym sondowaniu, w punkcie wyjściowym oraz po 3 i 6 miesiącach. Ocenę GI i BOP należy przeprowadzić zgodnie z określonym przewodnikiem punktacji i zestandaryzowaną sekwencją sondowania, aby zapewnić porównywalność wyników pomiędzy wizytami. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

figure-results-7
Rysunek 7: Obciążenie mikrobiologiczne oznaczone metodą qPCR. Poddziasłowasowe cele kompleksu czerwonego (P. gingivalis, T. forsythia oraz T. denticola) ilościowo określone za pomocą qPCR w punkcie wyjścia oraz po 1, 3 i 6 miesiącach, przedstawione jako log10 kopii na miejsce. Próbki pobrano z wcześniej określonych miejsc (leczone miejsca indeksowe w Grupach A i B; dopasowane miejsca referencyjne w Grupie C) i monitorowano podłużnie podczas wizyt. Reprezentatywne dane wykazują redukcję po zabiegu SRP we wszystkich grupach, przy czym największe spadki mediany dla P. gingivalis i T. forsythia odnotowano w ramieniu z doksycykliną do 6. miesiąca, co jest zgodne z supresją bakteryjną na poziomie miejsc zgodnie z opisanymi kryteriami kontroli jakości. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Ogólna uwaga statystyczna do rysunków. Analizy podłużne należy przeprowadzić z wykorzystaniem wcześniej określonego modelu (np. modeli mieszanych i/lub analizy ANCOVA z korektą o wartość wyjściową), przyjmując poziom istotności α = 0.05 (obustronny), oraz upewnić się, że wszystkie raportowane wartości p oraz przedziały ufności są zgodne z wyeksportowanymi wynikami statystycznymi. Należy unikać sformułowań sugerujących przewagę jednej grupy nad drugą w przypadku p ≥ 0.05.

Tabela 1: Kryteria kwalifikacji. Lista kontrolna kryteriów włączenia i wyłączenia stosowana podczas przesiewowej oceny dorosłych pacjentów z paradontozą w stadium III/IV, obejmująca przedział wiekowy, progi kwalifikacyjne na poziomie konkretnych miejsc do terapii wspomagającej, przeciwwskazania medyczne, niedawną ekspozycję na antybiotyki ogólnoustrojowe oraz historię alergii. Kliknij tutaj, aby pobrać tę tabelę.

Tabela 2: Charakterystyka wyjściowa i parametry kliniczne dla całego uzębienia w trakcie obserwacji. Dane demograficzne przy baseline, stratyfikacja PPD w miejscach indeksowych przy baseline oraz wyniki dla całego uzębienia (PPD, CAL, GI, BOP) zostały zestawione dla Grupy A (SRP + żel z doksycykliną 14%), Grupy B (SRP + żel placebo) oraz Grupy C (tylko SRP) w punkcie wyjściowym, po 3 miesiącach i po 6 miesiącach. Porównania międzygrupowe dla PPD i CAL w 3. i 6. miesiącu, skorygowane o wartości wyjściowe, przedstawiono jako skorygowane różnice średnich (AMD) z 95% przedziałami ufności (CI), wartościami p oraz d Cohena. Kliknij tutaj, aby pobrać tę tabelę.

Tabela 3: Harmonogram ocen i dopuszczalne okna czasowe. Przegląd ocen przeprowadzanych w punkcie wyjściowym oraz po 1, 3 i 6 miesiącach, wraz z dopuszczalnymi oknami wizyt. Podczas wizyty w 1. miesiącu należy przeprowadzić pobieranie próbek mikrobiologicznych oraz standaryzowany monitoring bezpieczeństwa i przestrzegania protokołu (zdarzenia niepożądane, odstępstwa od protokołu i wzmocnienie opieki domowej) i nie należy zbierać pełnych klinicznych indeksów jamy ustnej (PPD, CAL, GI i BOP). Należy udokumentować wszelkie odstępstwa od określonej zasady oceny w 1. miesiącu. Prosimy kliknąć tutaj, aby pobrać tę tabelę.

Rycina uzupełniająca S1. Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.

Dyskusja

W tym zrandomizowanym, podwójnie ślepym badaniu z kontrolą placebo oceniano, czy 14% żel z doksycykliną do stosowania miejscowego zapewnia dodatkową korzyść podczas aplikacji gabinetowej jako uzupełnienie standaryzowanego SRP u dorosłych z przewlekłym przyzęblem w stadium III/IV. We wszystkich grupach wskaźniki dla całego uzębienia (PPD, CAL, GI i BOP) uległy poprawie w 3. i 6. miesiącu, co jest zgodne z oczekiwanymi odpowiedziami na skuteczną terapię niechirurgiczną. Na tym tle wstępnie określone analizy głębokich kiesonek wykazały tendencję do silniejszej odpowiedzi w grupie z doksycykliną do 6. miesiąca, podczas gdy różnice między grupami na poziomie całego uzębienia w tym zbiorze danych były niewielkie18. Interpretacja oparta na poszczególnych miejscach jest spójna klinicznie, ponieważ miejscowe środki o kontrolowanym uwalnianiu mają na celu celowanie w pozostałe głębokie kieszonki, w których samo SRP może być mniej przewidywalne, a nie zmianę średnich dla całego uzębienia, gdy SRP jest wykonane z wysoką jakością19. W związku z tym interpretowalność zależy od zachowania ścisłego rozdzielenia wyników dla całego uzębienia od wstępnie określonych kwalifikujących się miejsc, wraz ze spójną techniką aplikacji i podłużnym śledzeniem tych miejsc w trakcie obserwacji.

Pod względem operacyjnym, analiza rozwiązywania problemów powinna ograniczać się do kwestii wpływających na retencję i porównywalność. Jeśli płyn przdziąsłowy lub krwawienie marginalne utrudniają aplikację, miejsce to należy ponownie odizolować, a leczenie odroczyć do czasu uzyskania atraumatycznej hemostazy; niewielką ekstruzję marginalną można usunąć delikatnie, bez stosowania dodatkowych instrumentów. W przypadku zgłoszenia przedwczesnej utraty żelu, czas i prawdopodobną przyczynę należy udokumentować i zarządzać tym zgodnie z wcześniej określonymi zasadami odchyleń, a nie poprzez doraźną ponowną aplikację.

W protokole zrezygnowano z punktów końcowych opartych na pełnym badaniu sondowaniem podczas wizyty w 1. miesiącu, aby ograniczyć potencjalne zakłócenia związane z pomiarami w dynamice wczesnego gojenia. Wizytę tę zarezerwowano na pobieranie próbek mikrobiologicznych oraz standaryzowane monitorowanie stanu zapalnego i bezpieczeństwa, opierając kliniczną interpretację opartą na sondowaniu na ocenach w 3. i 6. miesiącu.

Pod względem mechanistycznym, miejscowe podawanie doksycykliny pozwala na osiągnięcie wysokich stężeń na poziomie kieszonki przy jednoczesnym ograniczeniu ekspozycji systemowej, a doksycyklina może wywierać efekty modulujące odpowiedź gospodarza, które wspierają stabilność przyzębia w trudnych miejscach20. Zgodnie z tym uzasadnieniem, trajektorie qPCR wykazujące silniejszą supresję P. gingivalis oraz T. forsythia w grupie z doksycykliną do 6. miesiąca dostarczają biologicznego uzasadnienia dla wzorca odpowiedzi w głębszych kieszonkach21,22, a istotność organizmów kompleksu czerwonego oraz ilościowego oznaczania opartego na qPCR jest dobrze udokumentowana23,24.

Wielkość i lokalizacja każdej dodatkowej korzyści powinny być również interpretowane w kontekście strategii wspomagających ocenianych równocześnie z SRP. W badaniach klinicznych nad żelami podawanymi miejscowo (w tym preparatami niezawierającymi doksycykliny) efekty dodatkowe — gdy występują — są często skoncentrowane w głębszych lub bardziej zapalnych miejscach i wydają się zależne od wyboru miejsca oraz techniki podania, zamiast powodować znaczne zmiany w średnich dla całej jamy ustnej25. Prace porównawcze nad wspomagającymi żelami w podobny sposób podkreślają, że widoczne zalety zależą od rygoru metodologicznego podczas SRP, wyboru kieszonek oraz spójności etapów aplikacji, co wspiera zastosowanie punktów kontrolnych techniki w celu poprawy powtarzalności26. W przeciwieństwie do nich, wspomagające środki przeciwdrobnoustrojowe podawane w formie płynów do płukania jamy ustnej mogą zmniejszać stan zapalny dziąseł, ale zazwyczaj są mniej ukierunkowane na konkretne miejsca i w większym stopniu zależne od przestrzegania zaleceń przez pacjenta, co czyni je pojęciowo odmiennymi od podawania żelu do kieszonek, skierowanego do pozostałych głębokich kieszonek27.

Podczas interpretacji i rozszerzania niniejszego protokołu należy wziąć pod uwagę kilka ograniczeń. Ze względu na to, że w tym zbiorze danych wartości p dla porównań międzygrupowych w obrębie całego uzębienia były ograniczone, wnioski dotyczące dodatkowych korzyści powinny opierać się na wcześniej określonych kontrastach dla głębokich kieszonek i być przekazywane za pomocą wielkości efektu z przedziałami ufności, unikając kategorycznych stwierdzeń o wyższości28,29. Heterogeniczność uczestników (np. status palenia tytoniu i cukrzycy) może osłabiać efekty wspomagające; choć czynniki te zostały odnotowane, badanie nie posiadało wystarczającej mocy statystycznej do przeprowadzenia rzetelnych testów moderacji30. Panel mikrobiologiczny skupiał się na kanonicznych celach31; szersze przesunięcia w obrębie mikroflory oraz dynamika gatunków kluczowych nie zostały ocenione i wymagałyby zastosowania metod sekwencjonowania 16S lub shotgun w celu bardziej kompleksowego uchwycenia przebudowy ekologicznej32,33. Wreszcie, kwestie racjonalnej antybiotykoterapii, w tym selekcja oporności i wzorce nawrotów, wykraczały poza obecny zakres badań i powinny zostać uwzględnione w przyszłych wdrożeniach ukierunkowanych na translację kliniczną34.

Podsumowując, przy zastosowaniu w formie uzupełnienia SRP z wykorzystaniem ustandaryzowanego, wymagającego precyzji podejścia gabinetowego, 14% żel z doksycykliną do stosowania miejscowego wiązał się z dodatkową poprawą, która była najbardziej widoczna w określonych wcześniej głębokich kieszeniach, podczas gdy różnice międzygrupowe dla całego uzębienia w tym zbiorze danych były niewielkie35. Przyszłe badania powinny potwierdzić te obserwacje w wieloośrodkowych, odpowiednio zasilonych badaniach randomizowanych z określonymi wcześniej analizami głębokich kieszeni, dłuższym okresem obserwacji (12–24 miesiące), systematycznym nadzorem nad stosowaniem leku i monitorowaniem bezpieczeństwa, a także uwzględnieniem punktów końcowych zorientowanych na pacjenta i ekonomicznych, aby wesprzeć decyzje o wdrożeniu tej metody36.

Oświadczenia

Autorzy deklarują brak konfliktów interesów.

Podziękowania

Chcielibyśmy podziękować wszystkim współpracownikom, którzy przyczynili się do tych badań i wspierali je.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
ATMAnaerobe SystemsAS-911probówki 6 mL; do transportu papierowych punktów poddziasłowych
Wkładki z anestetykiem (2% lidokaina z epinefryną 1:100 000)Septodont99167Znieczulenie miejscowe do SRP w razie potrzeby
Stosowana strzykawka stomatologiczna z aspiracjąHu-FriedyASPIDo podawania miejscowego znieczulenia stomatologicznego
Waga (do kalibracji siły sondowania)OhausSPX2201Waga przenośna; stosowana do weryfikacji siły sondowania 20–25 g
Wałeczki bawełniane, średnie, niesterylneHenry Schein5703767Izolacja pola podczas nakładania żelu i pobierania próbek
Kureta Gracey 1/2Hu-FriedySG1/2Instrumentacja SRP (przednie)
Kureta Gracey 11/12 (sztywna)Hu-FriedySGR11/12RInstrumentacja SRP (mezjalne powierzchnie trzonowców)
Kureta Gracey 13/14Hu-FriedySG13/14Instrumentacja SRP (dystalne powierzchnie trzonowców)
Roztwór do dekontaminacji (10% roztwór roboczy wybielacza)*Fisherbrand (Thermo Fisher Scientific)23640500Dekontaminacja powierzchni dla obszarów przed- i po-PCR (przygotować/stosować zgodnie z instytucjonalną SOP)
Jednorazowa maseczka ochronna (3-warstwowa, z pętlami za uszy)Fisherbrand12-888-001ARutynowe użycie przy fotelu/w laboratorium zgodnie z wymogami SOP dotyczącymi bezpieczeństwa biologicznego
Jednorazowe nitrylowe rękawiczki do badaniaKimberly-Clark55082Nitrylowe rękawiczki bezpudrowe
Zestaw do ekstrakcji DNAQIAGEN51304QIAamp DNA Mini Kit (ekstrakcja bakteryjnego DNA)
Sonda stomatologiczna (TU17/23)Hu-FriedyEXTU17/236Wykrywanie pozostałości kamienia; taktylna weryfikacja punktu końcowego
Żel z doksycykliną, 14% (żel periodontologiczny)Kulzer397309Ligosan Slow Release; do miejscowego podawania w Grupie A
Końcówki do pipet z filtrem, 20 µLAxygen (Corning)TF-20-R-SSterylne końcówki z barierą przeciw aerozolom
Końcówki do pipet z filtrem, 200 µLAxygen (Corning)TF-200-R-SSterylne końcówki z barierą przeciw aerozolom
Końcówki do pipet z filtrem, 1000 µLAxygen (Corning)TF-1000-R-SSterylne końcówki z barierą przeciw aerozolom
Gazy jałowe, 4 × 4MedlinePRM21408Izolacja przy fotelu/hemostaza w razie potrzeby
Sól fizjologiczna do irygacji, sterylna 0,9%Baxter2F7124Irygacja kieszonek po SRP
Aplikatory MicrobrushMicrobrush InternationalMB-400Do kształtowania/stabilizacji menisku żelu
MikrowirówkaEppendorf5404000013Centrifuge 5424 R (lub odpowiednik)
Mikropipeta, 0,5–10 µLEppendorf3123000020Research plus (jednokanałowa)
Mikropipeta, 10–100 µLEppendorf3123000055Research plus (jednokanałowa)
Mikropipeta, 100–1000 µLEppendorf3123000063Research plus (jednokanałowa)
Woda wolna od nukleazInvitrogen (Thermo Fisher Scientific)AM9937Do przygotowania qPCR i rozcieńczeń
Papierowe punkty, sterylne rozmia r 30Dentsply SironaA022T00003000Pobieranie próbek poddziasłowych; 2–3 na miejsce
Płyta do PCR, optyczna 96-dołkowa (fast clear)Applied Biosystems (Thermo Fisher Scientific)4483485Optyczne płyty 96-dołkowe
Baza żelu placebo: glicerol (klasa do biologii molekularnej)Sigma-Aldrich (Merck)G5516Substancja pomocnicza żelu placebo w przypadku sporządzania
Baza żelu placebo: hydroksyetylocelulozaMerck822068Zagęstnik żelu placebo w przypadku sporządzania
Baza żelu placebo: solanka fosforanowaSigma-Aldrich (Merck)P4474Rozcieńczalnik żelu placebo w przypadku sporządzania (sterylnie filtrowany PBS)
Sonda periodontologiczna (UNC-15)Hu-FriedyPCPUNC15Pomiar PPD/CAL w sześciu miejscach na ząb
Instrument qPCR (system PCR w czasie rzeczywistym)Applied Biosystems (Thermo Fisher Scientific)A28139QuantStudio 5, 96-dołkowy, blok 0,2 mL
Master mix do qPCR (SYBR Green)Applied Biosystems (Thermo Fisher Scientific)K0221PowerUp SYBR Green Master Mix (lub odpowiednik)
Oprogramowanie do analizy qPCR (oprogramowanie instrumentu)Applied Biosystems (Thermo Fisher Scientific)N/AQuantStudio Design & Analysis Software (wersja zainstalowana)
Materiały do zapieczętowanych kopert (ukrywanie alokacji)Tyvek (DuPont)S-10562Nieprzezroczyste koperty do randomizacji (lub odpowiednik)
Oprogramowanie statystyczneIBMN/AIBM SPSS Statistics, wersja 26.0
Dezynfektant powierzchniowy (70% roztwór etanolu)*Decon Labs04-355-122SaniHol™ 70 Ethanol Solution (gotowy do użycia)
Sterylna strzykawka, 1 mL (do obsługi żelu w razie potrzeby)BD309659Luer-Lok; przygotowanie przy fotelu
Poddziasłowa kaniula tępokoniczna (irygacja/podawanie)Cardinal Health (Monoject)8881202397Kaniula z tępym końcem do podawania do kieszonek
Skaler ultradźwiękowyDentsply Sirona81302Cavitron Select SPS (lub odpowiednik)
Mieszalnik VortexScientific IndustriesN/AMieszalnik laboratoryjny do homogenizacji próbek

Bibliografia

  1. Papapanou, P. N., et al. Periodontitis: Consensus report of workgroup 2 of the 2017 World Workshop on the Classification of Periodontal and Peri-Implant Diseases and Conditions. J Clin Periodontol. 45 (20), S162-S170 (2018).
  2. Chen, M. X., Zhong, Y. J., Dong, Q. Q., Wong, H. M., Wen, Y. F. Global, regional, and national burden of severe periodontitis, 1990-2019: An analysis of the Global Burden of Disease Study 2019. J Clin Periodontol. 48 (9), 1165-1188 (2021).
  3. Wu, L., Zhang, S. Q., Zhao, L., Ren, Z. H., Hu, C. Y. Global, regional, and national burden of periodontitis from 1990 to 2019: Results from the Global Burden of Disease study 2019. J Periodontol. 93 (10), 1445-1454 (2022).
  4. Sanz, M., et al. Treatment of stage I-III periodontitis: The EFP S3 level clinical practice guideline. Clin Periodontol. 47 (22), 4-60 (2020).
  5. Budală, D. G., et al. Are Local Drug Delivery Systems a Challenge in Clinical Periodontology. J Clin Med. 12 (12), 4137(2023).
  6. Cobb, C. M., Sottosanti, J. S. A re-evaluation of scaling and root planing. Periodontol. 92 (10), 1370-1378 (2021).
  7. Cobb, C. M. Clinical significance of non-surgical periodontal therapy: an evidence-based perspective of scaling and root planing. Clin Periodontol. 29, 22-32 (2002).
  8. Tonetti, M. S., Greenwell, H., Kornman, K. S. Staging and grading of periodontitis: Framework and proposal of a new classification and case definition. J Periodontol. 89 (1), S159-S172 (2018).
  9. Herrera, D., et al. Adjunctive effect of locally delivered antimicrobials in periodontitis therapy: A systematic review and meta-analysis. Clin Periodontol. 47 (22), 239-256 (2020).
  10. American Academy of Periodontology. Statement on local delivery of sustained or controlled release antimicrobials as adjunctive therapy in the treatment of periodontitis. J Periodontol. 77 (8), 1458(2006).
  11. Gegout, P. Y., Stutz, C., Huck, O. Gels as adjuvant to non-surgical periodontal therapy: A systematic review and meta-analysis. Heliyon. 9 (7), (2023).
  12. Eickholz, P., et al. Non-surgical periodontal therapy with adjunctive topical doxycycline: a double-blind randomized controlled multicenter study. Clin Periodontol. (2), 108-117 (2002).
  13. Bonito, A. J., Lux, L., Lohr, K. N. Impact of local adjuncts to scaling and root planing in periodontal disease therapy: a systematic review. J Periodontol. 76 (8), 1227-1236 (2005).
  14. Smiley, C. J., et al. Systematic review and meta-analysis on the nonsurgical treatment of chronic periodontitis by means of scaling and root planing with or without adjuncts. Am Dent Assoc. 146 (7), 508-524 (2015).
  15. Drisko, C. H. The use of locally delivered doxycycline in the treatment of periodontitis, Clinical results. J Clin Periodontol. 25 (11 Pt 2), 947-979 (1998).
  16. Proye, M., Caton, J., Polson, A. Initial healing of periodontal pockets after a single episode of root planing monitored by controlled probing forces. J Periodontol. 53 (5), 296-301 (1982).
  17. Ratka-Krüger, P., et al. Non-surgical periodontal therapy with adjunctive topical doxycycline: a double-masked, randomized, controlled multicenter study. II. Microbiological results. Periodontol. 76 (1), 66-74 (2005).
  18. Ilyes, I., Rusu, D., Rădulescu, V., et al. A placebo-controlled trial to evaluate two locally delivered antibiotic gels (piperacillin plus tazobactam vs. doxycycline) in stage III-IV periodontitis patients. Medicina (Kaunas). 59 (2), 303(2023).
  19. Greenstein, G. Local drug delivery in the treatment of periodontal diseases: assessing the clinical significance of the results. J Periodontol. 77 (4), 565-578 (2006).
  20. Lee, H. -M., et al. Subantimicrobial dose doxycycline efficacy as a matrix metalloproteinase inhibitor in chronic periodontitis patients is enhanced when combined with a non-steroidal anti-inflammatory drug. J Periodontol. 75 (3), 453-463 (2004).
  21. Cosgarea, R., et al. Clinical and microbiological evaluation of local doxycycline and antimicrobial photodynamic therapy during supportive periodontal therapy: A randomized clinical trial. Antibiotics (Basel). 10 (3), 277(2021).
  22. Kuboniwa, M., et al. Quantitative detection of periodontal pathogens using real-time polymerase chain reaction with TaqMan probes. Microbiol Immunol. 19 (3), 168-176 (2004).
  23. Holt, S. C., Ebersole, J. L. Porphyromonas gingivalis, Treponema denticola, and Tannerella forsythia: the “red complex”, a prototype polybacterial pathogenic consortium in periodontitis. Periodontol 2000. 38, 72-122 (2005).
  24. Marín, M. J., et al. Validation of a multiplex qPCR assay for detection and quantification of Aggregatibacter actinomycetemcomitans, Porphyromonas gingivalis and Tannerella forsythia in subgingival plaque samples. A comparison with anaerobic culture. Arch Oral Biol. 102, 199-204 (2019).
  25. Boyapati, R., et al. Efficacy of local drug delivery of Achyranthes aspera gel in the management of chronic periodontitis: A clinical study. Indian Soc Periodontol. 21 (1), 46-49 (2017).
  26. Zhang, C., Liu, B., Hu, J., Zhao, L., Zhao, H. The Effect of Local Application of Tea Tree Oil Adjunctive to Daily Oral Maintenance and Nonsurgical Periodontal Treatment: A Systematic Review and Meta-Analysis of Randomised Controlled Studies. Oral Health Prev Dent. 22, 211-222 (2024).
  27. Boyapati, R., et al. Comparative evaluation of the efficacy of probiotic, Aloe vera, povidone-iodine, and chlorhexidine mouthwashes in the treatment of gingival inflammation: A randomized controlled trial. Dent Med Probl. 61 (2), 181-190 (2024).
  28. Schulz, K. F., et al. CONSORT 2010 statement: updated guidelines for reporting parallel group randomised trials. BMJ. 340, c332(2010).
  29. Cumming, G. The new statistics: why and how. Psychol Sci. 25 (1), 7-29 (2014).
  30. Grossi, S. G., et al. Response to periodontal therapy in diabetics and smokers. J Periodontol. 67 (10), 1094-1102 (1996).
  31. Socransky, S. S., et al. Microbial complexes in subgingival plaque. J Clin Periodontol. 25 (2), 134-144 (1998).
  32. Hajishengallis, G., Darveau, R. P., Curtis, M. A. The keystone-pathogen hypothesis. Rev Microbiol. 10 (10), 717-725 (2012).
  33. Griffen, A. L., et al. Distinct and complex bacterial profiles in human periodontitis and health revealed by 16S pyrosequencing. ISME J. 6 (6), 1176-1185 (2012).
  34. Soysa, N. S., Jayakody, S. L., Alles, N. R. The Long-Term Efficacy of Tetracycline Class Antimicrobials as Local Adjuncts in the Treatment of Chronic Periodontitis: A Systematic Review and Meta-analysis. Front Dent Med. 6, 1658720(2025).
  35. Kim, T. -S., et al. Comparison of the pharmacokinetic profiles of two locally administered doxycycline gels in crevicular fluid and saliva. J Clin Periodontol. 31 (4), 286-292 (2004).
  36. Chapple, I. L. C., et al. Periodontal health and gingival diseases and conditions on an intact and a reduced periodontium: Consensus report of workgroup 1 of the 2017 World Workshop on the Classification of Periodontal and Peri-Implant Diseases and Conditions. J Periodontol. 89 (1), S74-S84 (2018).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Terapia periodontalnapomocnicze środki przeciwdrobnoustrojowekieszonka periodontalnakliniczny poziom przyczepugłębokość sondowania kieszonkipobieranie próbek mikrobiologicznychorganizmy kompleksu czerwonego
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.