Tu opisujemy protokół dotyczący ex vivo nagrań z wysoko gęstej matrycy mikroelektrody z ostrych kroi móżdżku u modelu chomika z dystonią, który otrzymał in vivo ciągłą stymulację głęboką mózgu w zakresie 11 dni.
Artykuł metodologiczny
Badanie mechanizmów działania stymulacji głębokiej mózgu obszaru ciemieniowego za pomocą wysokoczułowych mikroelektrodowych tablic
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Dystonia to neurologiczne zaburzenie ruchowe charakteryzujące się nieprawidłową kontrolą mięśni, wpływające na ruch dowolny i utrzymanie postawy. Chociaż dystonia wiąże się z dysfunkcją jąder podstawy, rosnące dowody sugerują, że móżdżek jest zaangażowany w jej patofizjologię. Protokół ten przedstawia in vivo głęboką stymulację mózgu (DBS) w obszarze blachy szarej w modelu chomika z dystonią (chomik dtsz) w połączeniu z ex vivo rejestracjami z wysokogęstościową tablicą mikrooporów (HD-MEA) w celu zbadania aktywności móżdżku. Protokół obejmuje (1) chirurgię DBS w celu implantacji elektrody i stymulatora, (2) przygotowanie ostrzy móżdżku, (3) wysokiej rozdzielczości rejestracji elektrofizjologicznych i (4) analizę danych. Wyniki reprezentatywne wskazują, że 11 dni stymulacji DBS w obszarze blachy szarej przywróciło aktywność spike’ów do normalnych poziomów w warstwach molekularnych, Purkiniego i ziarnistych, zgodnie z zaangażowaniem sieci móżdżku w dystonię. Protokół ten umożliwia szczegółową analizę aktywności móżdżku i jego modulację przez DBS, zapewniając platformę do badania mechanizmów na poziomie sieci leżących u podstaw terapii neuromodulacyjnych.
Wprowadzenie
Dystonia jest trzecim najczęstszym zaburzeniem ruchowym1 charakteryzującym się wyraźnymi objawami klinicznymi2,3, choć czasami może być mylona z innymi zaburzeniami motorycznymi4,5,6. Najbardziej wyraźnymi objawami klinicznymi są mimowolne skurcze mięśni, powtarzające się ruchy i nieprawidłowe i/lub skręcone położenie ciała7. Objawy te mogą towarzyszyć objawom takim jak ból, upośledzona sprawność motoryczna i zmęczenie, które mogą się pogarszać w okresach stresu, niepokoju lub wyczerpania fizycznego8,9,10,11. Patofizjologia dystonii nie jest w pełni zrozumiała12,13. Chociaż badania tradycyjnie koncentrowały się na jądrach podstawy, coraz więcej dowodów przemawia za pojęciem zaburzenia na poziomie sieci, obejmującym wiele obszarów mózgu, w tym móżdżek14,15,16,17. Niniejszy protokół ma na celu zbadanie aktywności sieci zewnątrzkomórkowej w różnych warstwach kory móżdżku, aby wyjaśnić ich rolę w patofizjologii dystonii oraz zrozumieć mechanizmy działania głębokiej stymulacji mózgu (DBS) na poziomie sieci.
Głęboka stymulacja mózgu (DBS), która ma na celu globus pallidus internus (GPi) lub jądro podwzgórzowe (STN), jest często stosowana w leczeniu niektórych form dystonii18,19, szczególnie tych opornych na leki. Dodatkowo, wyniki leczenia są zróżnicowane i nieprzewidywalne, ponieważ pacjenci z podobnymi objawami klinicznymi mogą reagować różnie na ten sam zabieg20. Bardziej kompleksowe zrozumienie sieci neuronowej leżącej u podstaw dystonii mogłoby poprawić wyniki leczenia21. Dlatego potrzebne są duże i eksperymentalne podejścia, które można osiągnąć jedynie poprzez badania przedkliniczne na modelach zwierzęcych. Łączenie eksperymentów in vivo z DBS z zapisami ex vivo wysokogęstościowych tablic mikroelektrodowych (HD-MEA) umożliwia wysokorozdzielcze monitorowanie działalności sieci neuronowej (prawie) fizjologicznej, aby lepiej zrozumieć patofizjologię dystonii i mechanizmy DBS.
Jądra podstawy i móżdżek wpływają na kontrolę ruchów, przynajmniej częściowo, poprzez swoje połączenia z pierwotną korą ruchowo-czuciową (M1)22. Anatomiczne badanie z uszkodzeniem zwojów czuciowych i chirurgicznym usunięciem móżdżku potwierdza tę hipotezę23. W naszym badaniu wykorzystujemy model zwierzęcy dystonicznego chomika dtsz24,25, który wykazuje nieprawidłowości w móżdżku związane z dystonią26. Za pomocą tablic mikroelektrodowych o wysokiej gęstości (HD-MEA) badaliśmy aktywność sieci korowej móżdżku u dystonicznych i zdrowych chomików. Jednak konwencjonalne podejścia elektrofizjologiczne nie mają odpowiedniej rozdzielczości przestrzennej, aby uchwycić dynamiki sieci specyficzne dla warstwy, podczas gdy ta metoda radzi sobie z tym ograniczeniem. Z drugiej strony, badaliśmy wpływ głębokiej stymulacji mózgu w globus pallidus internus na korowe sieci móżdżku.
System HD-MEA oferuje zaletę szczegółowych zapisów elektrofizjologicznych w sposób równoległy, umożliwiając analizę w warstwach kory móżdżku (warstwa ziarnista, Purkinje i warstwa cząsteczkowa), przy czym każda warstwa odgrywa istotną rolę w przetwarzaniu sekwencji ruchowych27. Warstwa ziarnista, gęsto wypełniona komórkami granulowanymi, odbiera i przekazuje informacje czuciowe i motoryczne z włókien mozzowych, umożliwiając początkową integrację sygnału przed dalszym przetwarzaniem27. Warstwa Purkinje, zawierająca komórki Purkinje, przekazuje sygnały hamujące do głębokich jąder móżdżku, gdzie warstwa ziarnista i cząsteczkową modulują wychodzący sygnał. Warstwa cząsteczkową, bogata w dendryty i interneurony, wspomaga złożoną modulację poprzez interakcje synaptyczne z komórkami Purkinje, precyzyjnie dostosowując wydajność motoryczną28. HD-MEA, w przeciwieństwie do innych technik rejestracji, nie jest ograniczony rozdzielczością przestrzenną ani obszarem próbkowania, co pozwala na uchwycenie unikalnych wkładów każdej warstwy w zmienionej dynamice neuronowej obserwowanej w dystonii15. To podejście zapewnia wyższą rozdzielczość przestrzenną i możliwości rejestracji równoległej w porównaniu z metodami rejestracji jednoelektrodowych lub o niskiej gęstości. Istnieją systemy HD-MEA oparte
Protokół
Użyj chorobotrwalych chomikó
1. Zwierzęta
- Hodować zwierzęta w standardowych warunkach GV Solas33 przy cyklu 14 h światło/10 h ciemność, z dostępem do wody i pokarmu (standardowa dieta dla chomików, Altromin).
- Wykrywać objawy dystonii u chomików dtsz mutantów za pomocą techniki potrójnej stymulacji26, w wieku 20 ± 1 i 27 ± 4 dni
UWAGA: Ta standaryzowana procedura łagodnego stresu polega na wyjęciu chomika z klatki i przeniesieniu do nowej pustej klatki, po czym podanie dożylne lub podskórne fizjologicznego roztworu soli i krótkotrwała deprywacja snu. Ta sekwencja łagodnych bodźców wywołujących lęk niezawodnie indukuje ataki dystonii o odtwarzalnym opóźnieniu i dlatego jest używana do fenotypownego przesiewania przed włączeniem do grup eksperymentalnych. Chomiki niechorobotrwałe przechodzą tę samą procedurę, aby zapewnić porównywalne warunki eksperymentalne między grupami. - W celu przeciwbólu traktować zwierzęta z grupy dtsz-Sham i dtsz-DBS peroralnie (p.o.) preparatem metamizolu w dawce 100 mg·kg-1. Implantować obie grupy zgodnie z opisanym poniżej zabiegiem chirurgicznym.
2. Kapsułowanie układu stymulacji STELLA
- Systemy stymulacji STELLA są kapsułkowane za pomocą biokompatybilnego podejścia w celu ochrony urządzeń przed przenikaniem płynów podczas przewlekłej implantacji. Część elektroniczna umieszczona jest w niestandardowej, 3D-drukowanej kapsule z PETG.
- Uszczelnić między pokrywą a kapsułą za pomocą silikonu.
- Dodatkowo uszczelnić obudowę silikonem przy wyjściu kabla.
- Jeśli po wyschnięciu widoczne są luki w silikonie, powtórzyć kroki 1 i 2.
- Po całkowitym zestaleniu silikonu przygotować żywicę epoksydową w proporcji mieszania 100:35 (wagowo).
- Usunąć bąble powietrza z żywicy w próżni (Vevor RS-1.5).
- Przed sklejeniem formy, nałożyć cienką warstwę wazeliny na powierzchnię stykową niestandardowej silikonowej formy, aby poprawić uszczelnienie i ułatwić odformowanie po wytwardzeniu epoksydu. Umieścić kapsułę stymulatora w silikonowej formie i powoli napełnić formę żywicą epoksydową, aż stymulator i połączenia kabli będą całkowicie zakryte. Unikać bąbelków powietrza podczas napełniania.
- Po wytwardzeniu żywicy usunąć kapsułę z formy i wygładzić powierzchnię epoksydową za pomocą drobnej pilniczki lub narzędzia do polerowania, aby wyeliminować ostre krawędzie.
- Naładować ostatnią cienką warstwę silikonu na wytwardzoną kapsułę epoksydową, zanurzając kapsułę w płynnym silikonie. Za pomocą plastikowej pipety nałożyć dodatkową warstwę silikonu wokół kabla w pobliżu obszaru połączenia. Nadmiar silikonu należy usunąć za pomocą patyczka przed wytwardzeniem, aby uniknąć zbyt grubokiej warstwy powłoki.
- W końcu przeprowadzić test funkcjonalności po enkapsulacji, aby zweryfikować poprawne działanie stymulacji przed implantacją lub użyciem eksperymentalnym. Umieścić system stymulacji STELLA w roztworze Ringera i aktywować funkcję BIST magnetyczną. Potwierdzić poprawny wzorzec migania diody LED (2 × 2), wskazujący na prawidłowe działanie stymulacji i brak zwarć, rozwarć lub niskiego poziomu naładowania baterii34.
3. Zabieg chirurgiczny implantacji układu stymulacji
- Przygotować instrumenty chirurgiczne (Rysunek 1) oraz system stymulacji STELLA (oprogramowana implantowalna modularna platforma)34.
- Sterylizować metalowe instrumenty z Rysunku 1 przez około 5 min w temperaturze 200 °C, np. w sterylizatorze FST 250. Pamiętaj, że instrumenty są gorące po wyjęciu.
- Dezynfekować system stymulacji STELLA z dwoma elektrodami DBS 70% etanolem. Umieścić wysuszony system stymulacji w Falconie (50 mL stożkowym probówce) wypełni
Wyniki
Pallidalna DBS zwiększyła liczbę spike'ów do normalnych poziomów w warstwach kory między grupami.
Analizę przeprowadziliśmy na całkowitą liczbę spike'ów w trzech warstwach kory móżdżku — warstwa molekularna (ML), warstwa komórek Purkiniego (PL) i warstwa komórek granulowanych (GL) — w czterech grupach eksperymentalnych: typu dzikiego (WT, N = 8), dtsz (N = 8), dtsz-Sham (N = 7) oraz dtsz-DBS (N = 7), z analizami przeprowadzonymi na kawałkach uzyskanymi od tych zwierząt.
Chociaż tkanki dystoniczne (dtsz) generowały znacznie mniej spike'ów, pallidalna DBS zwiększyła liczbę spike'ów do poziomów porównywalnych z tymi zdrowymi kontrolami (Tabela 3). Test Kruskal-Wallisa H potwierdził to, wykazując statystycznie istotny wzrost liczby spike'ów w ML w grupie dtsz DBS w porównaniu z grupą dtsz i dtsz-Sham (χ2(3) = 20.728, p = 0.001; Rysunek 6A). Grupa dtsz-DBS wykazała również podobny wzrost liczby spike'ów w PL (χ2(3) = 16.855, p = 0.001; Rysunek 6B) i GL (χ2(3) = 13.164, p. = 0.004; Rysunek 6C), osiągając wartości porównywalne z grupą WT (Tabela 3).
Rysunek 1. Przegląd instrumentów chirurgicznych. Obraz przedstawia ułożoną tackę zawierającą zestaw narzędzi chirurgicznych i mikrochirurgicznych zaprojektowanych specjalnie do procedur związanych z implantacją głębokich elektrod i stymulatorów. Narzędzia są uporządkowane w sekwencyjnej kolejności użycia, co poprawia efektywność procedury. Są umieszczane na tkankach, aby zachować czystość i zapewnić łatwy dostęp podczas zabiegu. Ta aranżacja koncentruje się na precyzji, sterylności i gotowości do złożonych przebiegów chirurgicznych. (1) Nożyczki tępe/tępe, (2) Nożyczki do szycia, (3) Nożyczki ostre/ostre, (4) Uchwyt na igły, (5) Pincety do wiązania szwów, (6) Pincety do szczątków/zakrzywione, (7) Pincety ząbkowane, (8) Pincety standardowe krótkie, (9) Pincety standardowe, długie, (10) Mikroszpatułka, (11) Ponownie użyte elektroda, (12) Śruby, (13) Akcesoria do wiertła, (14) Końcówka retraktora/zaciśnięcia, (15) Szklany blok komory do wypełnienia 0,9 % NaCl i xylokainą. Aby uzyskać więcej informacji, sprawdź listę materiałów. Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.
Rysunek 2. Ustanowienie eksperymentalne do znieczulenia i pozycjonowania zwierzęcia w urządzeniu stereotaktycznym w celu implantacji elektrod DBS i stymulatora. (A) Zwierzę jest delikatnie umieszczane w niestandardowej komorze indukcyjnej, aby rozpocząć znieczulenie. (B) Komora indukcyjna jest podłączona do maski oddechowej, aby zapewnić prawidłowe podawanie znieczulenia (indukcja za pomocą izofluranu w stężeniu 4%), zapewniając jednocześnie bezpieczeństwo podczas obsługi. (C) Po znieczuleniu zwierzę jest przenoszone na podgrzewaną płytę z podłączoną maską oddechową (podtrzymanie z izofluanem w stężeniu 3%), aby zapobiec hipotermii i zapewnić ciągłe znieczulenie podczas golenia. (D) Zwierzę jest starannie pozycjonowane w ramie stereotaktycznej. Wykonuje się podłużne nacięcie i stosuje się zacięcia do odsunięcia skóry. Cztery kropki wskazują miejsce umieszczenia śrub. Śruby są wstawiane w zaznaczone miejsca, a dwie dodatkowe kropki są zaznaczone dla umieszczenia elektrod. (E) Elektroda jest wstawiana do GPi i zabezpieczana klejem przed usunięciem uchwytu stereotaktycznego. Aby uzyskać lepsze mocowanie, cement jest nakładany wokół elektrod. Przerywane szwowanie podłużne jest używane do zamknięcia miejsca operacji, a (F) stymulator jest umieszczany w podskórnej okolicy boku zwierzęcia. Zwierzę pozostaje przy życiu po operacji, a strzałka wskazuje lokalizację stymulatora. Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.
Dyskusja
Opisaliśmy metodologiczne podejście do badania mechanizmów stymulacji głębokiej mózgu (DBS) w patofizjologicznej dystonicznej sieci neuronowej u chomika dtsz. Krytyczne kroki obejmują precyzyjne wszczepienie elektrod, szybkie przygotowanie przekrojów móżdżku oraz stabilne warunki rejestracji HD-MEA, aby zapewnić niezawodne pozyskiwanie danych. Przedstawiamy procedurę chirurgiczną, przygotowanie przekrojów móżdżku, techniki rejestracji i analizy, aby zbadać ex vivo aktywność móżdżku i jego modulacja przez DBS. Pomiary elektrofizjologiczne za pomocą HD-MEA zapewniają rejestrację aktywności samoistnej móżdżku w czasie rzeczywistym z wysoką rozdzielczością czasową i przestrzenną36, które uważamy za konieczne do zbadania mechanizmów stymulacji głębokiej mózgu w leczeniu dystonii.
Dystonię obecnie zna się jako zaburzenie sieciowe charakteryzujące się nieprawidłową aktywnością motoryczną wynikającą z dysfunkcyjnych interakcji między zwojami bazalnymi, móżdżkiem i korą37,38. Zaburzenia móżdżku okazały się odgrywać istotną rolę w dystonii, co potwierdzają zarówno badania kliniczne jak i eksperymentalne15,22,39. Ponadto anatomiczne badanie z wykorzystaniem wstrzyknięcia wirusa wścieklizny (RV) do kory móżdżku u małp Cebus pokazuje, że jądro podwzgórzowe zwojów bazalnych ma znaczne projekcje do kory móżdżku40. Te odkrycia podkreślają znaczenie badania obwodów móżdżku obok sieci zwojów bazalnych podczas badania mechanizmów terapeutycznych DBS40,41,42. Ta metoda jest szczególnie odpowiednia do badań nad interakcjami neuronów i efektami neuromodulacji w zaburzeniach ruchowych.
Jeśli chodzi o mechanizmy DBS na poziomie sieci, badania wykazały, że DBS wewnętrznego segmentu jądra blaszki środkowej (GPi) wywołuje rozległe zmiany w aktywności mózgu, nie tylko w obrębie zwojów bazalnych, ale także w rejonach połączonych, takich jak sieć kortyko-wzgórze43, wzgórze44 i móżdżek15. Te obserwacje potwierdzają hipotezę, że DBS jądra blaszki środkowej może modulować aktywność w całej sieci zwojów bazalnych i móżdżku, co przyczynia się do jego terapeutycznej skuteczności w leczeniu dystonii. To pokazuje potrzebę badań przedklinicznych w celu zbadania mechanizmów DBS i zalety rejestracji HD-MEA w rejestrowaniu zmian elektrofizjologicznych na poziomie sieci. Ponadto badanie Kotyry i wsp. (2025) potwierdza obecność długotrwałej remodelacji neuroplastycznej wywołanej dłuższym DBS jądra blaszki środkowej w obrębie dystonicznej sieci ruchowej45. Wyniki in vivo pokazały, że stymulacja jądra blaszki środkowej stopniowo zmniejszała nasilenie dystonii u chomika dtsz i że korzystny efekt utrzymywał się po zaprzestaniu stymulacji, co sugeruje, że efekty wywołane przez DBS nie ograniczają się tylko do ostrej stymulacji45. Ponadto ostatnie badania elektrofizjologiczne wykazały rozległą modulacje plastyczności synaptycznej i wzorców wyładowań po dłuższym DBS, w tym zwiększoną aktywność móżdżku15, wzmożone pobudzeniowe wejścia do neuronów wzgórzowych i bardziej zgrupowane pobudzeniowe wejście do kory M146.
Reprezentatywne wyniki wskazują na wpływ stymulacji głębokiej mózgu (DBS) na całej sieci, co potwierdza normalizacja aktywności wyładowań w warstwach molekularnych, Purkinje'a i granulowanych komórek kory móżdżku u chomika dystonicznego (Rysunek 6). Zwiększona aktywność wyładowań obserwowana w grupie dtsz DBS osiągnęła poziomy porównywalne z kontrolami typu dzikiego. Ta normalizacja aktywności wyładowań potwierdza potencjał terapeutyczny DBS w leczeniu dystonii. Warto zauważyć, że grupa dtsz-Sham wykazała wartości wyładowań pośrednie w porównaniu z grupą WT na wszystkich warstwach kory móżdżku, co sugeruje, że samo wszczepienie elektrod może wpływać na aktywność sieci móżdżku. Ta interpretacja jest zgodna z klinicznie opisanym efektem mikrolezji w dystonii, gdzie samo wszczepienie elektrod może przejściowo poprawić objawy przed rozpoczęciem stymulacji47. Chociaż chomik dtsz odtwarza kluczowe cechy paroksysmalnej ogólnej dystonii, nie odzwierciedla w pełni klinicznej heterogeniczności obserwowanej w zespołach dystonii u ludzi. Dlatego należy zachować ostrożność przy translacji tych wyników na dystonię u ludzi.
Niniejsza praca dotyczy wyzwań technicznych związanych z enkapsulacją stymulatora, operacją DBS, przygotowaniem przekrojów i analizą danych elektrofizjologicznych na dużą skal
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
To badanie jest wspierane przez Fundację Badań Niemieckich (DFG) w ramach Wspólnego Centrum Badań Naukowych (SFB 1270/1,2 ELAINE 299150580).
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| 3% H2O2 | Caelo | 15301730 | |
| 50 ml conical tube | Greiner Bio-One | Falcon-type conical tube | |
| Agar Petri dish | Handmade | ||
| Anaesthesia Unit | BioMedical Instruments | Univentor 1200 | |
| BioCam DupleX | 3Brain | BioCAM DupleX | CMOS-HD-MEA platform |
| Blade (5*) | Apollo Herkenrath | 09-025-056 | |
| Brainwave Software 5 | 3Brain | Version 5 | CMOS-HD-MEA platform |
| Breathing mask | Narishige | GM-4 | |
| Bulk Fill Flowable: Compula Refill | Dentsply Sirona | 267-0195 | For cement |
| Capsule Dispenser Gun | Dentsply Sirona | 296-0003 | For cement |
| Carbogen | Air Liquide | Air Liqiuide (House system) | |
| Cavity Block Glass | AIM | AIM | 40 mm x 40 mm |
| Clamp (3*) | DIEFFENBACH | 12-1003-04 | stainless steel 4cm |
| Computer | Dell | Precission 3431 | |
| CorePlateTM 1W 38/60 | 3Brain | Accura HD-MEA | CMOS-HD-MEA chip |
| Drill accessory (13) | FST | 19007-07 | Tip: 7mm |
| Drill accessory (13) | FST | 19007-09 | Tip: 9mm |
| Eco wipes - wipe dispenser | Dr Schumacher | 00-915SE001 (1x1) | |
| Eco wipes - wipe rolls | Dr Schumacher | 00-915SE001 (6x1) | |
| ELASTOSIL | Wacker | RT 601 A/B | |
| Electrode | Microprobes | SNEX-100 | |
| Ethanol | Carl Roth GmbH + Co. KG | Art-Nr. T913.3 | |
| Excavator (10) | HLW Dental-Instruments Germany | S-10.28-6 | |
| Forceps (5) | FST | 18025-10 | Stainless Steel 10cm |
| Forceps (6) | Aesculap | BD311R | 9cm |
| Forceps (7) | FST | 91100-12 | Stainless Steel 12cm |
| Forceps (8) | FST | 11231-20 | Stainless Steel 11cm |
| Forceps (8*) | Karl Hammacher | 9.160 160 | Wironit 10,5cm |
| Forceps (9) | FST | 11200-33 | Dumoxel 13,5cm |
| Forceps (9) | FST | 11200-33 | Dumoxel 13,5cm |
| Heated surgical table+integrated gas exhaust | BioMedical Instruments | BioMedical Instruments | |
| heliobond | Ivoclar Vivadent | 42040 | |
| Ice Machine | Scotsman | AF 80 AS / WS | |
| Inflow and outflow needles | BD Microlance | 1,25 x70mm | |
| Isathal 10mg/g | Dechra | Zul.-Nr. 400216.00.00 | Fucidin |
| Isoflurane | Sedana medical | N001254 | |
| Mili-Q Water Filter | Elga | PURELAB flex 3 | |
| Needle Holder (4) | FST | 12501-13 | Tungsten Carbide 13cm |
| Octenisept | Schülke & Mayr | Antiseptic solution | |
| Paper Filter (4*) | Carl Roth GmbH + Co. KG | AP75.1 | |
| Parafilm | Sigma Aldrich | HS234526C | |
| Platinum anchor | 3Brain | 3Brain | |
| Retractor Tip (14) | FST | 18200-10 | 2.5mm |
| Reused Electrode (11) | Microprobes | SNEX-100 | For Coordinates |
| Ringer | B. Braun | 3570030 | |
| Scissor (1) | FST | 14078-10 | Stainless Steel 10cm |
| Scissor (2) | Aesculap | BC144R | |
| Scissor (3) | FST | 14058-09 | Stainless Steel 9cm |
| Scissor (9*) | FST | 91401-12 | Stainless Steel 12cm |
| Screw (12) | Online-Schrauben.de | DIN 84 A2 M 1x2 | |
| Shaver | Exacta | GT415 | |
| STELLA (software defined implantable modular platform) stimulation system | non-commercial; developement of the University of Rostock | open source (https://github.com/SFB-ELAINE/STELLA) | battery-driven DBS stimulator |
| Sterelizer 250 | FST | 18000-45 | |
| Stereotaxic | Narishige | Model SR-AR | |
| Super glue | UHU | 64212 | |
| Tear cream (Panthenol Nose Cream) | Jenapharm | 5541249 | |
| Vibratome | Laica | VT12005 | |
| Xylocain Gel 2% | Aspen Pharma | 1138060 | |
| Weigh Boat | Carl Roth GmbH + Co. KG | HYT9.1 | |
| Weigher | Voltcraft | TS-5000/1 | |
| Compounds used for solutions preparation | |||
| Calcium chloride (CaCl2) | Sigma-Aldrich | 10043-52-4 | |
| D-Glucose(C6H12O6) | Sigma-Aldrich | 50-99-7 | |
| Magnesium Chloride (MgCl2) | Sigma-Aldrich | 7786-30-3 | |
| Potassium Chloride(KCl) | Sigma-Aldrich | 7447-40-7 | |
| Sodium Bicarbonate (NaHCO3) | Sigma-Aldrich | 144-55-8 | |
| Sodium Chloride (NaCl) | Sigma-Aldrich | 7647-14-5 | |
| Sodium phosphate monobasic (NaH2PO4) | Sigma-Aldrich | 7558-80-7 | |
| Sucrose | Sigma-Aldrich | 57-50-1 |
Bibliografia
- Beylergil, S. B., et al. Tremor in cervical dystonia. Dystonia. , (2024).
- Stephen, C. D., et al. Dystonias: Clinical recognition and the role of additional diagnostic testing. Semin Neurol. , (2023).
- Fung, V. S. C., Jinnah, H. A., Bhatia, K., Vidailhet, M. Assessment of the patient with isolated or combined dystonia: An update on dystonia syndromes. Mov Disord. , (2013).
- Klepitskaya, O., Neuwelt, A. J., Nguyen, T., Leehey, M. Primary dystonia misinterpreted as Parkinson disease. Neurol Clin Pract. , (2013).
- Drivenes, B., et al. A child with myoclonus-dystonia (DYT11) misdiagnosed as atypical opsoclonus myoclonus syndrome. Eur J Paediatr Neurol. , (2015).
- Valeriani, D., Simonyan, K. A. Microstructural neural network biomarker for dystonia diagnosis identified by a DystoniaNet deep learning platform. Proc Natl Acad Sci U S A, , (2020).
- Albanese, A., et al. Definition and classification of dystonia. Mov Disord. , (2025).
- Balint, B., et al. Dystonia. Nat Rev Dis Primers. , (2018).
- Bohne, P., et al. Cerebellar α1D-adrenergic receptors mediate stress-induced dystonia in totteringtg/tg mice. Cell Mol Life Sci. , (2025).
- Gwinn-Hardy, K. A., et al. Effect of hormone variations and other factors on symptom severity in women with dystonia. Mayo Clin Proc, , (2000).
- Kim, J. E., et al. Cerebellar 5HT-2A receptor mediates stress-induced onset of dystonia. Sci Adv. , (2021).
- Vitek, J. L. Pathophysiology of dystonia: A neuronal model. Mov Disord. , (2002).
- Rissardo, J. P., et al. Neurobiology of dystonia: Review of genetics, animal models, and neuroimaging. Brain Sci. , (2025).
- Bologna, M., Berardelli, A. The cerebellum and dystonia. Handb Clin Neurol. , (2018).
- Kragelund, F. S., et al. Network-wide effects of pallidal deep brain stimulation normalised abnormal cerebellar cortical activity in the dystonic animal model. Neurobiol Dis. , (2025).
- Löscher, W., Hörstermann, D. Abnormalities in amino acid neurotransmitters in discrete brain regions of genetically dystonic hamsters. J Neurochem. , (1992).
- Lüttig, A., et al. Short-term stimulations of the entopeduncular nucleus induce cerebellar changes of c-Fos expression in an animal model of paroxysmal dystonia. Brain Res. , (2024).
- Yousef, O., et al. Subthalamic nucleus versus globus pallidus internus deep brain stimulation in the treatment of dystonia: A systematic review and meta-analysis of safety and efficacy. J Clin Neurosci. , (2025).
- Lin, S., et al. Globus pallidus internus versus subthalamic nucleus deep brain stimulation for isolated dystonia: A 3-year follow-up. Eur J Neurol. , (2023).
- Liker, M. A., et al. Stereotactic awake basal ganglia electrophysiological recording and stimulation (SABERS): A novel staged procedure for personalized targeting of deep brain stimulation in pediatric movement and neuropsychiatric disorders. J Child Neurol. , (2024).
- Hock, A. N., et al. A randomised double-blind controlled study of deep brain stimulation for dystonia in STN or GPi: A long-term follow-up after up to 15 years. Parkinsonism Relat Disord. , (2022).
- Shakkottai, V. G., et al. Current opinions and areas of consensus on the role of the cerebellum in dystonia. Cerebellum. , (2017).
- Neychev, V. K., et al. The basal ganglia and cerebellum interact in the expression of dystonic movement. Brain. , (2008).
- Fredow, G., Löscher, W. Effects of pharmacological manipulation of GABAergic neurotransmission in a new mutant hamster model of paroxysmal dystonia. Eur J Pharmacol. , (1991).
- Löscher, W., et al. The sz mutant hamster: A genetic model of epilepsy or of paroxysmal dystonia? Mov Disord. , (1989).
- Richter, A., Löscher, W. Pathophysiology of idiopathic dystonia: Findings from genetic animal models. Prog Neurobiol. , (1998).
- Hull, C., Regehr, W. G. The cerebellar cortex. Annu Rev Neurosci. , (2022).
- van der Heijden, M. E., Sillitoe, R. V. Interactions between Purkinje cells and granule cells coordinate the development of functional cerebellar circuits. Neuroscience. , (2021).
- Emery, B. A., et al. High-resolution CMOS-based biosensor for assessing hippocampal circuit dynamics in experience-dependent plasticity. Biosens Bioelectron. , (2023).
- Viswam, V., et al. Impedance spectroscopy and electrophysiological imaging of cells with a high-density CMOS microelectrode array system. IEEE Trans Biomed Circuits Syst. , (2018).
- Imfeld, K., et al. Large-scale, high-resolution data acquisition system for extracellular recording of electrophysiological activity. IEEE Trans Biomed Eng. , (2008).
- Berdondini, L., et al. Extracellular recordings from locally dense microelectrode arrays coupled to dissociated cortical cultures. J Neurosci Methods. , (2009).
- Busch, M., et al. Species-appropriate housing of laboratory rats. , GV-SOLAS Committee for Laboratory Animal Husbandry. (2019).
- Plocksties, F., et al. The software defined implantable modular platform (STELLA) for preclinical deep brain stimulation research in rodents. J Neural Eng. , (2021).
- Kragelund, F. S. Illustration of brain sectioning and slicing. , BioRender. (2026).
- Schröter, M., et al. Advances in large-scale electrophysiology with high-density microelectrode arrays. Lab Chip. , (2025).
- Paap, M., et al. Deep brain stimulation by optimized stimulators in a phenotypic model of dystonia: Effects of different frequencies. Neurobiol Dis. , (2021).
- Takada, M., et al. Two separate neuronal populations of the rat subthalamic nucleus project to the basal ganglia and pedunculopontine tegmental region. Brain Res. , (1988).
- Filip, P., Lungu, O. V., Bareš, M. Dystonia and the cerebellum: A new field of interest in movement disorders? Clin Neurophysiol. , (2013).
- Bostan, A. C., Strick, P. L. The basal ganglia and the cerebellum: Nodes in an integrated network. Nat Rev Neurosci. , (2018).
- Bostan, A. C., Dum, R. P., Strick, P. L. The basal ganglia communicate with the cerebellum. Proc Natl Acad Sci U S A, , (2010).
- Middleton, F. A., Strick, P. L. Basal ganglia and cerebellar loops: Motor and cognitive circuits. Brain Res Rev. , (2000).
- Heerdegen, M., et al. Mechanisms of pallidal deep brain stimulation: Alteration of cortico-striatal synaptic communication in a dystonia animal model. Neurobiol Dis. , (2021).
- Pralong, E., et al. Effect of deep brain stimulation of GPI on neuronal activity of the thalamic nucleus ventralis oralis in a dystonic patient. Neurophysiol Clin. , (2003).
- Kotyra, M., et al. Effects of longer-term pallidal stimulation on the severity of dystonia in a phenotypic animal model. Exp Neurol. , (2026).
- Franz, D., et al. Network-wide modulation of synaptic plasticity and spike patterns in motor circuits after pallidal deep brain stimulation in a dystonia model. Neurobiol Dis. , (2025).
- Cersosimo, M. G., et al. Micro lesion effect of the globus pallidus internus and outcome with deep brain stimulation in patients with Parkinson disease and dystonia. Mov Disord. , (2009).
- Blotter, M. L., et al. High-quality seizure-like activity from acute brain slices using a complementary metal-oxide-semiconductor high-density microelectrode array system. J Vis Exp. (211), e67065(2024).
Przedruki i uprawnienia
Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE
Poproś o pozwolenie