Artykuł metodologiczny

Selektywne i trwałe zatorowanie środkowej tętnicy mózgowej u szczurów: eksperymentalne podejście do badania niedoborów motorycznych i przestrzennej pamięci

195 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/70519

⸱

20 marca 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Endocrine Physiology and Metabolism Laboratory, State University of Western Paraná, 2Laboratory of Experimental Morphology, State University of Western Paraná

W tym artykule

Podsumowanie

Celem niniejszej pracy było ustalenie reprodukowalnej metody wykonywania kraniektomii z późniejszym trwałym, selektywnym zamknięciem tętnicy mózgowej środkowej u szczurów dla zastosowania w badaniach eksperymentalnych nad deficytami ruchowymi i przestrzenną pamięcią.

Streszczenie

Mając na uwadze duże znaczenie kliniczne, udar niedokrwienny (IS) wymaga podejść eksperymentalnych, które umożliwiają opracowanie nowych terapii wspomagających. Ze względu na podobieństwo anatomii naczyń mózgowych do ludzkich, szczury są szeroko stosowane jako modele eksperymentalne US. Jednakże istnieje potrzeba metod zdolnych do wygenerowania środowiska niedokrwiennego, które bardziej przypomina to obserwowane u ludzi, stosując podejście, które priorytetowo wykorzystuje selektywne zamknięcie tętnic. W tym kontekście, celem niniejszego badania było ustanowienie metody powtarzalnej wykonania czaszkowej operacji z następczym trwałym i selektywnym zamknięciem tętnicy mózgowej środkowej (MCA) u szczurów, aby standaryzować model i zmniejszyć wyzwania techniczne dla zastosowania w badaniach nad deficytami motorycznymi i przestrzenną pamięcią. Szczury Wistar (N = 28) zostały równo podzielone na dwie grupy, jedna przechodziła operację czaszki (SHAM), a druga operację czaszki z następczym selektywnym zamknięciem MCA (MCAO). W siódmy i ósmy dzień pooperacyjny odpowiednio wykonano test postawy i test rozpoznawania lokalizacji obiektów. Po eutanazji zebrano próbki mózgu i przygotowano pokrojone histologicznie tkanki wybarwione metodą Nissla. Aby wykazać wykonalność i skuteczność metody, opracowano szczegółowy protokół chirurgiczny, obejmujący przygotowanie przedoperacyjne, znieczulenie, pozycjonowanie, operację czaszki, MCAO i zamknięcie. Zastosowana metoda wykazała deficyty w grupie MCAO, co potwierdził test postawy (p = 0,015) i test rozpoznawania lokalizacji obiektów (p < 0,001). Analiza histologiczna potwierdziła selektywność podejścia, z uszkodzeniem obszarów związanych z hipokampem, takich jak kortex peryrenalny, entrorinalny i piriformowy, oraz kapsułą zewnętrzną, podczas gdy głębsze struktury mózgu pozostały zachowane. Ten protokół okazał się metodą powtarzalną i skuteczną w indukcji selektywnej niedokrwieni MCA u szczurów i reprezentuje ważne i technicznie dostępne narzędzie do badań eksperymentalnych dotyczących mechanizmów patofizjologicznych i terapeutycznych w udarach niedokrwiennych.

Wprowadzenie

Penumbra niedokrwienna otaczająca obszar zawałowy w udarze niedokrwiennym (IS) jest zdolna do regeneracji, jeśli leczenie zostanie podane w odpowiednim czasie, mając na celu zapobieganie lub łagodzenie upośledzeń motorycznych i pamięci1. Jednakże terapie takie jak chemiczna trombolityza i mechaniczna trombektomia pozostają słabo dostępne w praktyce klinicznej dla dużego segmentu populacji2, co potwierdza potrzebę eksperymentalnych modeli do badania bardziej dostępnych strategii leczenia. Badania na zwierzętach są niezbędne ze względu na ich powtarzalność i możliwość analizy krążenia kolateralnego3, przy czym szczury są szeroko stosowane w modelach IS4. Ze względu na jego ścisłą korelację z ludzkim IS5 i średnicę naczyń, główna tętnica mózgowa (MCA) jest głównym naczyniem docelowym w eksperymentalnych badaniach zamknięcia tętnic6,7,8.

Jednym z najczęściej stosowanych modeli zwierzęcych do indukowania niedokrwienia mózgu jest okluzja intraluminalna na bazie filamentu, po której następuje reperfuzja9,10. Niemniej jednak, zmienność związana z precyzyjnym umieszczeniem filamentu w MCA, przypadkowe zamknięcie sąsiednich naczyń koła tętniczego Willisa, efekty kolateralne związane z ligowaniem tętnicy szyjnej zewnętrznej (ECA) wymaganej do przeprowadzenia zabiegu oraz czas trwania okluzji wszystko to przyczynia się do sprzecznych wyników w metaanalizach11,12.

W warunkach klinicznych większość pacjentów cierpiących na IS nie osiąga reperfuzji mózgu i nie wykazuje uszkodzenia podwzgórza lub następstw związanych z zamknięciem ECA, co podkreśla potrzebę eksperymentalnych podejść, które wywołują selektywne niedokrwienie bez późniejszej reperfuzji. Alternatywą jest trwałe zamknięcie MCA (MCAO) wykonane poprzez czaszkowanie. Dzięki bezpośredniej wizualizacji MCA, selektywne zamknięcie zapobiega uszkodzeniu związanemu z ligowaniem ECA oraz uszkodzeniu przednich tętnic chłoniakowych, podwzgórzowych i tylnych tętnic mózgu13, co prowadzi do efektu niedokrwiennego bardziej zbliżonego do tego obserwowanego w zawale lakunarnym.

Ostatnie badania wskazują, że modele zwierzęce IS powinny wykazywać bliższą korelację między obszarem niedokrwienia a niekorzystnymi wynikami klinicznymi14,15. Opracowywanie alternatyw technicznych, które umożliwiają selektywne wywołanie niedokrwienia z minimalnymi komplikacjami zakłócającymi wyniki, wydaje się być najbardziej odpowiednią strategią. W tym kontekście, celem tego protokołu było ustanowienie reprodukowalnej metody wykonywania czaszkowania, po którym następuje trwałe i selektywne zamknięcie MCA u szczurów, w celu standaryzacji modelu i zmniejszenia wyzwań technicznych, do zastosowania w badaniach nad upośledzeniami motorycznymi i przestrzenną pamięcią. To podejście zostało zaadaptowane z klasycznych badań16,17,18,19 które wykazały wysokie współczynniki przeżywalności, umożliwiające długoterminowe oceny.

Wykorzystując dolną żyłę mózgową (ICV) jako punkt odniesienia anatomicznego, ten protokół stara się rozwiać trudności techniczne historycznie cytowane jako główna ograniczenia tego podejścia, umożliwiając badanie selektywnego niedokrwienia mózgu zarówno w fazie ostrej, jak i przewlekłej. Funkcję motoryczną i przestrzenną pamięć oceniono w celu zweryfikowania upośledzeń wywołanych proponowanym modelem uszkodzenia, oprócz analizy histologicznej niedokrwiennych obszarów mózgu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Protokół przestrzegał wytycznych dotyczących opieki nad zwierzętami laboratoryjnymi ustanowionych przez Krajową Radę ds. Kontroli Eksperymentów na Zwierzętach (CONCEA) i został zatwierdzony przez Komitet Etyczny ds. Eksperymentów na Zwierzętach (CEUA) Uniwersytetu Stanowego Zachodniego Parany (UNIOESTE), numer protokołu 25-23.

1. Przygotowanie przedoperacyjne

  1. Przygotuj instrumenty chirurgiczne, gazę, waciki i ustawiaj stereomikroskop (Rysunek 1).
  2. Wyczyść stół chirurgiczny i sprzęt 70% etanolem. Przygotuj sterylne instrumenty chirurgiczne i wykonuj wszystkie zabiegi chirurgiczne stosując technikę aseptyczną.

2. Znieczulenie

  1. Wprowadź znieczulenie mieszanką ketaminy (3,75 mL), ksylazyny (2,5 mL) i 0,9% chlorku sodu (3,75 mL). Podawaj 0,2 mL mieszanki na 100 g masy ciała dootrzewnowo. Potwierdź głębokość znieczulenia za pomocą ściśnięcia tylnej łapy lub ogona.
  2. Jeśli to konieczne, podawaj dodatkowe dawki odpowiadające jednej trzeciej maksymalnej dawki, aby uniknąć przedawkowania.
  3. Podawaj profilaktyczną antybiotykę enrofloksacynę (20 mg/kg) i przeciwbólowy tramadolu siarczan (12 mg/kg) dootrzewnowo.
  4. Zmierzyj temperaturę rektalną i utrzymuj temperaturę ciała na poziomie 37°C (± 2°C) za pomocą podgrzewanego podkładka przez cały zabieg.

3. Pozycjonowanie

  1. Umieść szczura w pozycji bocznej na waciku na scenie mikroskopu (Rysunek 1A). Podtrzymaj głowę małą miękką rolką i wyrównaj ją pod kątem 180°, aby odsłonić lewą boczną powierzchnię czaszki. Zabezpiecz głowę taśmą samoprzylepną (Rysunek 2A).
  2. Nałóż smarujące krople do oczu i zaklej powieki taśmą.
  3. Sprawdź ponownie temperaturę rektalną i dostosuj źródło ciepła w razie potrzeby.

4. Kraniektomia

  1. Wykonaj trychotomię między bocznym kątem oka a małżowiną uszną (około 1,6 cm x 0,5 cm) za pomocą mini trychotomizera lub ostrza golącego (Rysunek 1B).
  2. Zdezynfekuj ogolony obszar 2% chlorowodorem chlorhexydyny, a następnie 0,2% wodnym chlorowodorem chlorhexydyny.
  3. Wykonaj 1-cm skórną i podskórną incję za pomocą prostych nożyczek (Rysunek 1C), zachowując 0,3-cm margines z tyłu bocznego kąta oka i z przodu małżowiny usznej (Rysunek 2B).
    ​UWAGA: Wyciągnij tę warstwę za pomocą kleszczy Adson (Rysunek 1D) lub kleszczy hemostatycznych.
  4. Zidentyfikuj i skręć gałąź środkową skroniową powierzchownej naczynia skroniowego za pomocą elektrokoagulacji (Rysunek 1E).
  5. Palpatowana łuk jarzmowy za pomocą wolnego elewatora (Rysunek 1F) i nacij fascję mięśnia skroniowego wzdłużnie.
  6. Dysekuję mięsień skroniowy w kierunku kraniowym i ogonowym, aby odsłonić kości skroniowe i czołowe oraz część mięśnia żwacza. Izoluj łuk jarzmowy wzdłużnie i usuń około 0,5-cm segment (Rysunek 2C).
    1. Środki ostrożności:
      1. Kontroluj krwotok z przedniej głębokiej gałęzi naczyń szczękowych za pomocą kompresji lub elektrokoagulacji.
      2. Unikaj pochyłych nacięć tylnych, aby uniknąć uszkodzenia stawu skroniowo-żuchwowego.
      3. Unikaj uszkodzenia gruczołu łzowego pozaoczodołowego znajdującego się pod łukiem.
      4. Unikaj otwierania jamy oczodołowej.
  7. Wywierć boczną kość skroniową tuż za miejscem usunięcia łuku jarzmowego (Rysunek 2D) za pomocą 3,5-mm średnicy okrągłego obrotowego pilnika pokrytego diamentem zamontowanego na niskoprężnym silniku obrotowym (Rysunek 1G). Okresowo nawadniaj 0,9% roztworem chlorku sodu, aby zapobiec oparzeniom termicznym. Pozostaw małe fragmenty kości przymocowanie do oponu miękkiego (Rysunek 2E) i delikatnie usuń je za pomocą kleszczy Halsteada (Rysunek 1H).
    ​UWAGA: Kraniektomia za pomocą mniejszego wiertła jest alternatywą, ale zwiększa ryzyko uszkodzenia opon i mózgu.

5. Okluzja MCA (Rysunek 3)

  1. Otwórz opony miękkie za pomocą 6 mm x 0,25 mm ultracienkiej igły.
    UWAGA: Unikaj uszkodzenia sąsiednich naczyń kory.
  2. Zidentyfikuj dolną żyłę mózgową (ICV) poniże

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Łącznie 28 samców szczurów Wistar (w wieku 10–12 tygodni, średnia masa ciała 349 g) podzielono losowo i w równych częściach na dwie grupy: MCAO (poddane pełnemu opisanemu protokołowi) oraz SHAM (poddane jedynie etapowi kraniektomii). W badaniu 3 zwierzęta wykluczono w trakcie operacji i zastąpiono podczas zabiegu z powodu krwawienia żylnego (2 MCAO) lub minimalnego uszkodzenia kory podczas kraniektomii (1 SHAM). Jedno dodatkowe zwierzę z grupy MCAO padło w 5. dobie pooperacyjnej. Ogólny wskaźnik śmiertelności w modelu wy...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Model MCAO u szczurów jest stosowany od 1975 roku16,17 jako paradygmat eksperymentalny niedokrwienia mózgu i był udoskonalany przez lata, wykazując skuteczność w wywoływaniu uszkodzeń neurologicznych8,22,23,24,25,26,27,

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie deklarują żadnych konfliktów interesów.

Podziękowania

To prace została wspierana przez Program Wsparcia dla Absolwentów (PROAP) poprzez Wsparcie Finansowe dla Projektu Edukacyjnego lub Badawczego, numer procesu 88881.594204/2020-01, numer grantu 1359/2020. Dziękujemy profesorom, technikom i studentom Laboratoriów Fizjologii, Metabolizmu i Anatomii Człowieka UNIOESTE (Universidade Estadual do Oeste do Paraná, Cascavel, Brazylia) za ich wsparcie techniczne i akademickie w trakcie projektu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Adson toothed forcepsABC stainlessL47-P4-164Inne opcje mogą być dostępne od różnych firm
Castroviejo needle holderGolgran135-3Inne opcje mogą być dostępne od różnych firm
ElectrocauteryChunguang medical128Inne opcje mogą być dostępne od różnych firm
Freer elevatorABC stainless47P4-819Inne opcje mogą być dostępne od różnych firm
Halsted curvedABC stainlessAI1055Inne opcje mogą być dostępne od różnych firm
Micro drillNail drillZS-710Inne opcje mogą być dostępne od różnych firm
Mini trichotomizerKemeiKM-666Inne opcje mogą być dostępne od różnych firm
ProleneEthicon 8730HSzycie 8-0
StereomicroscopeAlltionASM-112Inne opcje mogą być dostępne od różnych firm
Straight scissorABC stainlessL23-W4Inne opcje mogą być dostępne od różnych firm
Surgical compresseCremer158595Inne opcje mogą być dostępne od różnych firm
Surgical gauzeCremer198669Inne opcje mogą być dostępne od różnych firm
ThermometerG-TechDMT-2027Inne opcje mogą być dostępne od różnych firm
VicrylEthicon VCP346HSzycie 4-0

Bibliografia

  1. Fisher, M. The ischemic penumbra: identification, evolution and treatment concepts. Cerebrovasc Dis. 17 (1), 1-6 (2004).
  2. Tawil, S. E., Muir, K. W. Thrombolysis and thrombectomy for acute ischaemic stroke. Clin Med (Lond). 17 (2), 161-165 (2017).
  3. Murray, C. J., et al. Disability-adjusted life years (DALYs) for 291 diseases and injuries in 21 regions, 1990–2010: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2010. Lancet. 380 (9859), 2197-2223 (2012).
  4. Pontén, U., Ratcheson, R. A., Salford, L. G., Siesjö, B. K. Optimal freezing conditions for cerebral metabolites in rats. J Neurochem. 21 (5), 1127-1138 (1973).
  5. Bogousslavsky, J., Melle, G. V., Regli, F. The Lausanne Stroke Registry: analysis of 1,000 consecutive patients with first stroke. Stroke. 19 (9), 1083-1092 (1988).
  6. Koizumi, J., Yoshida, Y., Nakazawa, T., Ooneda, G. Experimental studies of ischemic brain edema: a new experimental model of cerebral embolism in which recirculation can be introduced into the ischemic area. Jpn J Stroke. 8 (1), 1-8 (1986).
  7. Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats. Stroke. 20 (1), 84-91 (1989).
  8. Tamura, A., Graham, D. I., McCulloch, J., Teasdale, G. M. Focal cerebral ischaemia in the rat: 1. Description of technique and early neuropathological consequences following middle cerebral artery occlusion. J Cereb Blood Flow Metab. 1 (1), 53-60 (1981).
  9. Sommer, C. J. Ischemic stroke: experimental models and reality. Acta Neuropathol. 133, 245-261 (2017).
  10. Howells, D. W., et al. Different strokes for different folks: the rich diversity of animal models of focal cerebral ischemia. J Cereb Blood Flow Metab. 30, 1412-1431 (2010).
  11. Li, Y., et al. Distinctions between the Koizumi and Zea Longa methods for middle cerebral artery occlusion (MCAO) model: a systematic review and meta-analysis of rodent data. Sci Rep. 13, 10247(2023).
  12. Jin, X., et al. Determinants of outcome after endovascular middle cerebral artery occlusion in rats in the SPAN trial. Stroke. 56 (9), 2734-2747 (2025).
  13. Komatsu, T., et al. A novel model of ischemia in rats with middle cerebral artery occlusion using a microcatheter and zirconia ball under fluoroscopy. Sci Rep. 11, 12806(2021).
  14. Lyden, P. D. A multi-laboratory preclinical trial in rodents to assess treatment candidates for acute ischemic stroke. Sci Transl Med. 20 (15), eadg8656(2023).
  15. Bonkhoff, A. K., Karch, A., Weber, R., Wellmann, J., Berger, K. Female stroke: sex differences in acute treatment and early outcomes of acute ischemic stroke. Stroke. 52, 406-415 (2021).
  16. Robinson, R. G., et al. Effect of experimental cerebral infarction in rat brain on catecholamines and behavior. Nature. 255 (5506), 332-334 (1975).
  17. Robinson, R. G. Differential behavior and biochemical effects of right and left hemispheric infarction in the rat. Science. 205 (4407), 707-710 (1979).
  18. Lindemann, J., et al. Vagus nerve stimulation reduces spreading depolarization burden and cortical infarct volume in a rat model of stroke. PLoS One. 15 (7), e0236444(2020).
  19. Yang, Y., et al. Non-invasive vagus nerve stimulation reduces blood-brain barrier disruption in a rat model of ischemic stroke. Brain Stimul. 11 (4), 689-698 (2018).
  20. Paxinos, G., Watson, C. The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. , Academic Press. San Diego. (1997).
  21. Bederson, J. B., et al. Rat middle cerebral artery occlusion: evaluation of the model and development of a neurologic examination. Stroke. 17 (3), 472-476 (1986).
  22. Markgraf, C. G., et al. Sensorimotor and cognitive consequences of middle cerebral artery occlusion in rats. Brain Res. 575 (2), 238-246 (1992).
  23. Marcuzzo, S., et al. Different effects of anoxia and hind-limb immobilization on sensorimotor development and cell numbers in the somatosensory cortex in rats. Brain Dev. 32 (4), 323-331 (2010).
  24. Piazza, F. V., et al. Enriched environment prevents memory deficits in type 1 diabetic rats. Behav Brain Res. 217 (1), 16-20 (2011).
  25. Dos Santos, A. S., et al. Characterization of a cerebral palsy-like model in rats: analysis of gait pattern and of brain and spinal cord motor areas. Int J Dev Neurosci. 60, 48-55 (2017).
  26. Tamura, A., Assano, T., Sano, K., Tsumagari, T., Nakagima, A. Protection from cerebral ischemia by a new imidazole derivative (Nizofenone) and pentobarbital: a comparative study in chronic middle cerebral artery occlusion in rats. Stroke. 10 (2), 126-134 (1979).
  27. Jiren, Z., et al. A rat model of middle cerebral artery occlusion/reperfusion without damaging the anatomical structure of cerebral vessels. J Vis Exp. (207), e66635(2024).
  28. Garcia, M. D. R., Quintanar, J. L. Acute cerebral ischemia-reperfusion model by endovascular occlusion of the middle cerebral artery in the rat: technical improvements. Biomed J Sci Tech Res. 32 (2), 24907-24911 (2020).
  29. Yang, S. H., et al. Endovascular middle cerebral artery occlusion in rats as a model for studying vascular dementia. Age (Dordr). 28 (3), 297-307 (2006).
  30. Chiang, T., Messing, R. O., Chou, W. H. Mouse model of middle cerebral artery occlusion. J Vis Exp. (48), e2761(2011).
  31. Themistoklis, K. M., et al. Transient intraluminal filament middle cerebral artery occlusion stroke model in rats: a step-by-step guide and technical considerations. World Neurosurg. 168, 43-50 (2022).
  32. Zhao, J. J., et al. The mechanisms through which auricular vagus nerve stimulation protects against cerebral ischemia/reperfusion injury. Neural Regen Res. 17 (3), 594-600 (2022).
  33. Van der Eecken, H. M. The Anastomoses between the Leptomeningeal Arteries of the Brain: Their Morphological Pathological and Clinical Significance. , CC Thomas. Springfield, IL. (1959).
  34. Symon, L., Dorsch, N. W., Crockard, H. A. The production and clinical features of a chronic stroke model in experimental primates. Stroke. 6 (5), 476-481 (1975).
  35. Coyle, P. Arterial patterns of the rat rhinencephalon and related structures. Exp Neurol. 49, 671-690 (1975).
  36. Coyle, P. Middle cerebral artery occlusion in the young rat. Stroke. 13 (6), 855-859 (1982).
  37. Yamori, Y., et al. Pathogenic similarity of stroke in stroke prone spontaneously hypertensive rats and humans. Stroke. 7 (1), 46-53 (1976).
  38. Li, F., Omae, T., Fisher, M. Spontaneous hyperthermia and its mechanism in the intraluminal suture middle cerebral artery occlusion model of rats. Stroke. 30 (11), 2464-2471 (1999).
  39. Hossmann, K. A. The two pathophysiologies of focal brain ischemia: implications for translational stroke research. J Cereb Blood Flow Metab. 32 (7), 1310-1316 (2012).
  40. Dittmar, M., Spruss, T., Schuierer, G., Horn, M. External carotid artery territory ischemia impairs outcome in the endovascular filament model of middle cerebral artery occlusion in rats. Stroke. 34 (9), 2252-2257 (2003).
  41. Morais, A., et al. Biological and procedural predictors of outcome in the Stroke Preclinical Assessment Network (SPAN) trial. Circ Res. 16 (5), 575-592 (2024).
  42. Li, Z., et al. Secondary degeneration of white matter after focal sensorimotor cortical ischemic stroke in rats. Front Neurosci. 18 (14), 611-696 (2021).
  43. Modianos, D. T., Pfaff, D. W. Brain stem and cerebellar lesions in female rats: I. Tests of posture and movement. Brain Res. 106 (1), 31-46 (1976).
  44. Bartko, S. J., Winters, B. D., Cowell, R. A., Saksida, L. M., Bussey, T. J. Perirhinal cortex is necessary for object-place associative memory. J Neurosci. 27 (10), 2548-2554 (2007).
  45. Barker, G. R. I., Warburton, E. C. When is the hippocampus involved in recognition memory. J Neurosci. 31 (29), 10721-10731 (2011).
  46. Aggleton, J. P., Nelson, A. J. D. Distributed interactive brain circuits for recognition memory. Eur J Neurosci. 51 (4), 1-17 (2020).
  47. Hales, J. B., Olivas, L., Abouchedid, D., Blaser, R. E. Contribution of the medial entorhinal cortex to performance on the traveling salesperson problem in rats. Behav Brain Res. 463, 114883(2024).
  48. Cindy, P., Agarwal, G., Bonacchi, N., Mainen, Z. F. Spatial maps in piriform cortex during olfactory navigation. Nature. 601, 595-599 (2022).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

udar niedokrwiennyszczurzy model udaruselektywna okluzja t tnicydeficyty motoryczneprotok kraniektomiipami lokalizacji obiekt wbarwienie Nisslauszkodzenie hipokampa

Powiązane artykuły