Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Zielona synteza nanocząsteczek magnezu z rodzimych neotropikalnych roślin sawanny do skalowalnych formuł nanofitokosmetycznych

123 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/70521

⸱

29 maja 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1S-Inova Biotech, Programa de Pós-Graduação em Biotecnologia, Universidade Católica Dom Bosco, 2Centro de Análises Proteômicas e Bioquímicas, Programa de Pós-graduação em Ciências Genômicas e Biotecnologia, Universidade Católica de Brasília

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Praca ta opisuje protokół do zielonej syntezy nanocząstek magnezu przy użyciu ekstraktu roślinnego Stryphnodendron adstringens , gatunku z rodzimej sawanny neotropikalnej, a następnie ich włączenie i ocenę w formulacji surowicy kosmetycznej.

Streszczenie

Niniejsze badanie opisuje protokół zielonej syntezy nanocząstek na bazie magnezu przy użyciu ekstraktów etanolowych z adstringenów Stryphnodendron, gatunku rośliny pochodzącego z neotropikalnej sawanny, oraz ich włączenie do formuł nanofitokosmetycznych. Procedura obejmuje zbieranie i przygotowanie materiału roślinnego, a następnie ekstrakcji etanolem, w której fitochemikalia działają jako środki redukcyjne i stabilizujące jony magnezu. Nanocząstki są syntetyzowane w kontrolowanych warunkach, z użyciem chlorku magnezu i ekstraktów roślinnych, co umożliwia przyjazny środowisku proces bez użycia toksycznych środków redukcyjnych. Właściwości nanocząstek charakteryzuje się za pomocą dynamicznego rozpraszania światła oraz mikroskopii siły atomowej w celu oceny rozkładu rozmiarów, morfologii i zachowania koloidalnego. Protokół opisuje ponadto włączenie syntetyzowanych nanocząstek do formuły surowicy kosmetycznej. Stabilność ocenia się w warunkach kontrolowanego przechowywania poprzez monitorowanie właściwości organoletycznych, pH i lepkości. Metoda ta zapewnia powtarzalne i zrównoważone podejście do produkcji roślinnych nanocząstek magnezu oraz oceny ich zastosowania w preparatach kosmetycznych.

Wprowadzenie

Fitogeograficzna domena Cerrado, która obejmuje największą neotropikalną formację sawanny w Ameryce Południowej, stanowi najbardziej bioróżnorodny region tropikalnej sawanny na świecie. Ten ekosystem kryje tysiące gatunków roślin bogatych w metabolity wtórne, takie jak flawonoidy, polifenole, terpeny i kwasy fenolowe, z których wiele wykazuje udokumentowane działanie antyoksydacyjne, przeciwzapalne i fotoprotekcyjne, interesujące dla przemysłu kosmetycznego i farmaceutycznego 1,2,3,4 . Fitochemikalia te są szeroko wykorzystywane jako wartościowe składniki aktywne w funkcjonalnych preparatach kosmetycznych. Oprócz aktywności biologicznej, grupy funkcyjne hydroksylu i karbonylu obecne w wielu polifenolach i flawonoidach umożliwiają im działanie jako naturalne środki redukujące i stabilizujące jony metali w roztworze 5,6. Ta właściwość chemiczna jest coraz częściej badana w zielonej nanotechnologii do syntezy nanocząstek metali, co stanowi obiecującą i niedostatecznie wykorzystaną szansę na opracowanie zrównoważonych formuł kosmetycznych pochodzących z neotropikalnej bioróżnorodności 2,3,4,5,6.

Tradycyjnie nanocząstki (NP) powstawały metodą podejścia odgórnego, w którym materiały masowe rozkładano na nanocząstki za pomocą metod fizycznych, takich jak laserowa ablacja czy sputtering, oraz podejścia oddolne, gdzie NP budowane są z mniejszych jednostek przy użyciu dróg chemicznych lub biologicznych7. Chociaż metody chemiczne i fizyczne są skuteczne, często opierają się na toksycznych odczynnikach, wysokim zużyciu energii i złożonym sprzęcie. To doprowadziło do rozwoju podejść zielonej chemii, które kładą nacisk na zrównoważony rozwój, przyjazność dla środowiska i bezpieczeństwo w produkcji nanomateriałów6.

W tym kontekście zielona synteza NP zyskała znaczną uwagę. Zdolność fitochemikaliów roślinnych do jednoczesnego działania jako środki redukujące, stabilizujące i pokrywające, umożliwiając efektywną syntezę metali i tlenku metalu NP, w połączeniu z ograniczeniami konwencjonalnych metod, które wymagają specjalistycznego sprzętu, ekstremalnych warunków i generują toksyczne odpady, uzasadnia opracowanie protokołu zielonej syntezy działającego w umiarkowanych warunkach i jest skalowalna. i nie produkuje niebezpiecznych produktówubocznych 6,7,8,9. Wśród NP tlenku metalu badanych w tej strategii, nanocząstki magnezu (MgNP) oferują istotne przewagi nad nanocząstkami srebra (AgNP) i nanocząstkami tlenku cynku (ZnO NP), ponieważ MgNP nie wykazują tendencji do bioakumulacji, wykazują niższą cytotoksyczność w komórkach ludzkich i są uznawane przez Amerykańską Agencję ds. Żywności i Leków (FDA) za ogólnie bezpieczne substancje dla ludzi10, 11. Dodatkowo, MgNP syntetyzowane z ekstraktów roślinnych Cerrado mają łączyć właściwości antyoksydacyjne i antybakteryjne magnezu z bioaktywnymi fitochemikaliami obecnymi w ekstrakcie, zwiększając tym samym ich kosmetyczną wartość funkcjonalną w porównaniu do konwencjonalnie syntetyzowanychodpowiedników 10.

W przemyśle kosmetycznym zastosowanie nanotechnologii zrewolucjonizowało rozwój produktów, poprawiając dostarczanie, stabilność i skuteczność składników aktywnych11. NP mogą przenikać głębiej w skórę, zapewniać kontrolowane uwalnianie i chronić wrażliwe związki przed degradacją, co czyni je bardzo cennymi w formułach skierowanych na starzenie się skóry, pigmentację, trądzik i ochronę przed słońcem10. Pomimo tych udokumentowanych zalet, zielona synteza MgNP wykorzystujących rodzime rośliny z sawann neotropikalnych jako środków redukcyjnych do zastosowań kosmetycznych pozostaje w dużej mierze niezbadana i brakuje jej standaryzacji metodologicznej. w przeciwieństwie do powszechnie zgłaszanych informacji o roślinach z Azji, Afryki i Europy 11,12,13,14. Większość istniejących badań poświęca ograniczoną uwagę włączeniu NP do funkcjonalnych formuł kosmetycznych oraz ich stabilności w warunkach kontrolowanego przechowywania 11,14,15. Obecny protokół pomaga wypełnić tę lukę metodologiczną, integrując w jednej, powtarzalnej metodologii zieloną syntezę MgNP z neotropikalnej flory, ich włączenie do nanofitokosmetycznej surowicy twarzy oraz kompleksową ocenę ich stabilności fizykochemicznej i funkcjonalnej.

Głównym celem tego protokołu jest opisanie standaryzowanej, powtarzalnej i skalowalnej metodologii zielonej syntezy MgNP z wykorzystą adstringenów Stryphnodendron, rośliny rodzimej dla sawann neotropikalnych Cerrado, jako czynnika redukującego i stabilizującego, wykorzystując tym samym jej wewnętrzne właściwości bioaktywne w formulacji surowicy twarzy. Rozwój MgNP syntetyzowanych z adstringenów S. do zastosowań miejscowych u ludzi stanowi nowatorską nanoformułę obecnie chronioną na podstawie brazylijskiego zgłoszenia patentowego (BR 10 2025 015416 1). Proponowany projekt eksperymentalny stanowi zrównoważone i biokompatybilne podejście do produkcji NP, unikające stosowania toksycznych środków redukcyjnych powszechnie stosowanych w konwencjonalnej syntezie NP, jednocześnie ułatwiając włączenie fitochemikaliów o potencjalnej aktywności biologicznej. Protokół ten jest szczególnie odpowiedni dla badaczy poszukujących przyjaznych środowisku metod wytwarzania nanocząsteczek do zastosowań kosmetycznych, farmaceutycznych lub biomedycznych, zwłaszcza gdy dostępne są ekstrakty roślinne bogate w flawonoidy i polifenole. Ponieważ związki te działają jako naturalne środki redukujące i stabilizujące, protokół ten można łatwo dostosować do innych gatunków roślin o podobnych profilach fitochemicznych, co pozwala na zastosowanie do rodzimej flory z różnych regionów biogeograficznych w oparciu o lokalną dostępność materiału roślinnego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Materiał roślinny

  1. Wybór i dokumentacja
    1. W celu zbioru kory należy wybrać zdrowe rośliny S. adstringens rosnące na reprezentatywnych obszarach środowiska naturalnego. Należy odnotować miejsce poboru prób, datę zbioru, współrzędne geograficzne za pomocą urządzenia GPS oraz lokalne warunki środowiskowe w momencie zbioru.
    2. Przeprowadzić identyfikację botaniczną z wykorzystaniem specjalistycznej literatury taksonomicznej dotyczącej gatunków sawanny neotropikalnej. Identyfikację należy potwierdzić w konsultacji z wykwalifikowanym taksonomem17.
    3. Zebrać i oddzielić reprezentatywny materiał roślinny do dokumentacji zielnikowej, obejmujący struktury wegetatywne i reprodukcyjne (np. liście, kwiaty, owoce i małe gałązki).
      UWAGA: Materiał zielnikowy należy zbierać oddzielnie od kory wykorzystywanej w procedurach doświadczalnych. Materiał roślinny należy prasować i suszyć zgodnie ze standardowymi technikami zielnikowymi, przygotować okazy voucherowe i zdeponować je w uznanym zielniku w celu zapewnienia możliwości identyfikacji wstecznej.
  2. Zbiór kory
    1. Korę należy zebrać z pnia drzewa S. adstringens w stadiach BBCH (Biologische Bundesanstalt, Bundessortenamt, and Chemische Industrie) 31–39, odpowiadających fazie wzrostu wegetatywnego, zgodnie z opisami w poprzednich badaniach fenologicznych16,17.
      UWAGA: Zebrany materiał należy przechowywać w ciemnej torbie, aby zapobiec degradacji metabolitów wtórnych.
  3. Oznaczanie wilgotności
    1. Próbki kory należy zważyć przy użyciu wagi analitycznej. Materiał należy podzielić na trzy powtórzenia i odnotować masy początkowe.
    2. Próbki kory należy umieścić w suszarce w temperaturze 105 °C. Próbki suszyć do osiągnięcia stałej masy.
      UWAGA: Stałą masę uznaje się za osiągniętą, gdy dwa kolejne pomiary różnią się nie więcej niż o 1 mg, co wskazuje na całkowite usunięcie wilgoci.
    3. Próbki należy wyjąć z suszarki, pozwolić im ostygnąć do temperatury pokojowej i odnotować masę końcową. Wilgotność oraz suchą masę należy obliczyć za pomocą następujących równań:
      Wzór na obliczenie wilgotności, równanie przedstawiające procent z masami W1, W2 i W3.
      Sucha masa (%) = 100 - Wilgotność (%)
      Gdzie:
      W1 = masa pustego naczynia
      W2 = masa naczynia + próbki przed suszeniem
      W3 = masa naczynia + próbki po suszeniu

2. Przygotowanie ekstraktu

UWAGA: Wszystkie procedury obejmujące materiały niebezpieczne były przeprowadzane zgodnie z uznanymi międzynarodowymi wytycznymi dotyczącymi bezpieczeństwa chemicznego18.

  1. Opłucz świeżo zebraną korę pod bieżącą wodą, aby usunąć ziemię, kurz i zanieczyszczenia powierzchniowe.
  2. Umieść próbki kory w suszarce w temperaturze 36 °C na 72 h. Zmiel wysuszoną korę za pomocą młyna nożowego, aby uzyskać drobny proszek.
  3. Odważ 200 g sproszkowanej kory i przenieś ją do kolby Erlenmeyera. Dodaj 1000 mL 98% etanolu.
    OSTRZEŻENIE: Etanol jest wysoce łatwopalny. Należy go obchodzić z dala od źródeł zapłonu i pracować w dobrze wentylowanym pomieszczeniu.
  4. Zamknij kolbę i przechowuj w temperaturze pokojowej przez 72 h, chroniąc przed światłem. Mieszaj zawiesinę raz na 24 h.
  5. Przefiltruj ekstrakt najpierw przez metalową siatkę, a następnie przez watę, używając lejka, aby usunąć pozostałe zanieczyszczenia.

3. Ocena aktywności przeciwutleniającej

  1. Przygotuj 100 mM roztwór DPPH (2,2-diphenyl-1-picrylhydrazylu) w metanolu.
    OSTRZEŻENIE: Metanol jest toksyczny i wysoce łatwopalny. Należy z niego korzystać w komorze z wyciągiem i stosować odpowiednie środki ochrony osobistej. DPPH jest substancją drażniącą i może być szkodliwy w przypadku wdychania lub połknięcia. Należy unikać bezpośredniego kontaktu i wdychania.
    UWAGA: Chroń roztwór przed światłem, wykonując analizę w warunkach słabego oświetlenia; zachowaj ostrożność podczas pracy z metanolem i DPPH, zawsze używając rękawiczek.
  2. Rozcieńcz etanolowy ekstrakt z kory S. adstringens w metanolu, aby uzyskać stężenia w zakresie od 0,1% do 5% (v/v). Przygotuj roztwory witaminy C o tych samych stężeniach jako kontrolę pozytywną.
  3. Pipetuj 100 µL roztworu DPPH do każdej studzienki płytki 96-dołkowej.
  4. Dodaj 50 µL ekstraktu lub roztworu witaminy C do każdej studzienki.
    UWAGA: Jako kontrolę negatywną zastosuj DPPH + metanol, a jako próbę ślepą sam metanol. Wszystkie pomiary wykonaj w czterech powtórzeniach.
  5. Inkubuj płytkę przez 30 min w temperaturze pokojowej w ciemności.
  6. Zmierz absorbancję przy 515 nm za pomocą spektrofotometru.
  7. Oblicz aktywność wymiatywania rodników, korzystając z następującego równania:
    Równanie wymiatywania rodników dla analizy aktywności przeciwutleniającej, obejmujące pomiar absorpcji DPPH.
    Gdzie:
    ABS control = absorbancja DPPH + metanol
    ABS sample = absorbancja DPPH + ekstrakt

4. Analiza żywotności komórek

  1. Hodować normalne ludzkie fibroblasty skóry (NHDF) w pożywce RPMI-1640 uzupełnionej o 10% płodowej surowicy bydlęcej oraz 1% penicyliny i streptomycyny. Komórki utrzymywać w temperaturze 37 °C w atmosferze 5% CO₂.
  2. Wysiać komórki do płytek 96-dołkowych w zagęszczeniu 3 × 104 komórek/dołek i inkubować przez 24 h.
  3. Wymienić pożywkę na 100 µL świeżej pożywki i dodać 50 µL roztworu ekstraktu. Inkubować przez 24 h.
  4. Usunąć pożywkę i dodać 10 µL roztworu MTT do każdego dołka. Inkubować przez 4 h w celu umożliwienia tworzenia się formazanu.
    OSTROŻNIE: Odczynnik MTT jest toksyczny i należy go obsługiwać w rękawiczkach oraz z zastosowaniem odpowiedniego sprzętu ochronnego. Unikać kontaktu ze skórą i oczami.
  5. Dodać 60 µL roztworu solubilizującego (HCl w izopropanolu), aby rozpuścić kryształy.
    OSTROŻNIE: Kwas solny jest żrący i może powodować ciężkie oparzenia. Należy go obsługiwać przy użyciu odpowiedniego sprzętu ochronnego i pracować w dygestorium. Izopropanol jest łatwopalny i powinien być obsługiwany z dala od źródeł zapłonu w dobrze wentylowanym pomieszczeniu.
  6. Zmierzyć absorbancję przy 540 nm za pomocą spektrofotometru.
    UWAGA: Testy żywotności komórek przeprowadzono z grupami kontrolnymi traktowanymi i nietraktowanymi, przy czym każdy warunek analizowano w czterech powtórzeniach w osobnych dołkach.
  7. Obliczyć żywotność komórek według wzoru:
    Żywotność komórek (%) = (ABS ekstraktu z próbki/ABS kontroli komórkowej) x 100
    Gdzie:
    ABS kontroli komórkowej = absorbancja nietraktowanych dołków kontrolnych zawierających wyłącznie komórki i pożywkę hodowlaną.
    ABS ekstraktu z próbki = absorbancja dołków zawierających komórki traktowane ekstraktem roślinnym.

5. Zielona synteza nanocząsteczek magnezu

  1. Do sterylnej probówki reakcyjnej dodać 9890 µL wody destylowanej.
  2. Dodać 100 µL ekstraktu roślinnego.
  3. Dodać 10 µL 1 M MgCl₂, aby uzyskać stężenie końcowe 10 mM.
    UWAGA: Chlorek magnezu może powodować podrażnienia. Należy go używać z odpowiednim sprzętem ochronnym i unikać kontaktu z oczami oraz skórą.
    UWAGA: Podstawowa reakcja składa się z 1% (v/v) ekstraktu + 10 mM MgCl₂ w całkowitej objętości 10 mL. W celu optymalizacji tworzenia NP można dostosować stężenie ekstraktu, zachowując końcową objętość oraz stężenie MgCl₂.
  4. Wymieszać dokładnie w celu homogenizacji roztworu.
  5. Inkubować w temperaturze 75 °C przez 18 h.
    UWAGA: Wysokie temperatury mogą spowodować oparzenia. Podczas pracy z podgrzanymi próbkami należy stosować odpowiedni sprzęt ochronny.
    UWAGA: Zmiana barwy może wskazywać na tworzenie się nanocząstek.
  6. Pozostawić mieszaninę do ochłodzenia do temperatury pokojowej przed przeprowadzeniem charakterystyki.

6. Charakterystyka nanocząsteczek

  1. Dynamiczne rozpraszanie światła (DLS)
    1. Przenieść ~750 µL zawiesiny nanocząstek do kuwety pomiarowej.
    2. Umieścić kuwetę w urządzeniu i przeprowadzić pomiary w temperaturze 25 °C.
    3. Pozyskać dane o rozmiarze cząstek, korzystając z odpowiedniego trybu detekcji.
    4. Przeanalizować każdą próbkę w trzech powtórzeniach, wykonując pięć pomiarów cząstkowych dla każdego pomiaru.
  2. Mikroskopia sił atomowych (AFM)
    1. Nanieść 10 µL zawiesiny nanocząstek na świeżo łupaną mikę.
    2. Suszyć próbkę w eksykatore dla 2 h.
    3. Delikatnie wypłukać arkusz miki trzykrotnie, używając 20 µL filtrowanej wody destylowanej. Ponownie umieścić próbkę w eksykatorze i pozostawić do wyschnięcia w temperaturze pokojowej przez kolejne 2 h.
      UWAGA: Płukanie usuwa nadmiar soli i poprawia jakość obrazu.
    4. Skonfigurować mikroskop sił atomowych, wykonując ustawienie instrumentu i wyrównanie laserów zgodnie z instrukcjami producenta. Pozyskać obrazy powierzchniowe NP z obszarem skanowania 500 × 500 nm.
      UWAGA: AFM jest wykorzystywany do jakościowej oceny chropowatości powierzchni oraz wizualizacji cech morfologicznych MgNPs zsyntetyzowanych z S. adstringens, co pozwala na generowanie trójwymiarowych obrazów powierzchni o wysokiej rozdzielczości.

7. Formułowanie nanofitokosmetyku

  1. Faza podgrzewana
    1. Odważyć 29,7 g oczyszczonej wody, 0,50 g hydroksyetylocelulozy (HEC) i 3 g gliceryny do oddzielnych pojemników.
    2. Umieścić wodę w mieszadle magnetycznym i podgrzać do 70–75 °C przy łagodnym mieszaniu.
    3. Stopniowo dodawać HEC do podgrzanej wody, mieszając w celu uniknięcia grudek.
      UWAGA: Hydratacja może wymagać 15–30 min.
    4. Dodać glicerynę i mieszać do uzyskania homogenicznej mieszaniny.
  2. Faza chłodzenia
    1. W oddzielnych zlewkach odważyć 30 g oczyszczonej wody, 3 g niacynamidu, 33,3 g MgNPs zsyntetyzowanych z S. adstringens, 0,3 g niskocząsteczkowego kwasu hialuronowego oraz 0,2 g alkoholu benzylowego i kwasu dehydrooctowego, aby utworzyć fazę chłodzenia.
    2. Całkowicie rozpuścić niacynamid w wodzie w temperaturze pokojowej.
    3. Dodać kwas hialuronowy i mieszać do uzyskania jednolitej konsystencji.
    4. Dodać MgNPs z S. adstringens i delikatnie wymieszać.
    5. Dodać konserwant i wymieszać.
  3. Mieszanie
    1. Ostudzić fazę podgrzewaną do ~40 °C.
    2. Powoli dodawać fazę chłodzenia do fazy podgrzewanej podczas mieszania.
    3. Zmierzyć pH formulacji. Dla formulacji serum zawierających niacynamid odpowiednie jest docelowe pH w zakresie 5,0–6,5.
      UWAGA: Niacynamid jest stabilny w pH od obojętnego do lekko kwasowego. W razie potrzeby użyć niewielkich ilości kwasu cytrynowego lub wodorotlenku sodu w celu skorygowania pH.

8. Ocena stabilności kosmetyku

  1. Wstępna stabilność (12 dni)
    1. Przygotować cztery powtórne próbki serum kosmetycznego w szczelnych pojemnikach.
    2. Poddać próbki sześciu kolejnym cyklom zamrażania i rozmrażania. Przechowywać próbki w temperaturze 50 °C przez 24 h, a następnie w temperaturze −5 °C przez 24 h, kończąc jeden pełny cykl co 48 h.
    3. Po każdym cyklu odnotować cechy organoleptyczne, wizualnie sprawdzając formulację pod kątem zmian wyglądu, koloru, zapachu oraz rozwarstwienia faz.
    4. Zmierzyć pH czterech próbek w temperaturze pokojowej, używając skalibrowanego cyfrowego pH-metru. Określić lepkość za pomocą wiskozymetru rotacyjnego zgodnie z instrukcją producenta urządzenia.
      UWAGA: Odchyłki ≤10% są dopuszczalne. Zmiany przekraczające ten próg mogą wskazywać na niestabilność formulacji i powinny zostać poddane dalszej analizie. Jeśli formulacja przejdzie badanie wstępne, należy przeprowadzić przyspieszone badanie stabilności.
  2. Przyspieszona stabilność (90 dni)
    1. Przygotować osiem próbek formulacji kosmetycznej. Przechowywać cztery próbki w temperaturze 50 °C i cztery próbki w temperaturze 4 °C.
    2. Przeprowadzić ocenę w dniach: 0, 1, 7, 15, 30, 60 i 90.
    3. Ocenić i odnotować cechy organoleptyczne, wizualnie sprawdzając formulację pod kątem zmian wyglądu, koloru, zapachu oraz rozwarstwienia faz.
    4. Zmierzyć pH próbek w temperaturze pokojowej, używając skalibrowanego cyfrowego pH-metru. Określić lepkość za pomocą wiskozymetru rotacyjnego zgodnie z instrukcją producenta urządzenia.
      UWAGA: Ocena stabilności została przeprowadzona zgodnie z wytycznymi ustalonymi przez brazylijską Agencję Nadzoru Sanitarnego19. W Stanach Zjednoczonych testy stabilności odbywają się zgodnie z zaleceniami FDA20. W Unii Europejskiej ocena stabilności jest zgodna z rozporządzeniem (WE) nr 1223/200921, które nakłada obowiązek dołączenia Raportu Bezpieczeństwa Produktu Kosmetycznego (CPSR). Załącznik I do tego rozporządzenia wymaga udokumentowanych danych dotyczących stabilności w celu potwierdzenia bezpieczeństwa i okresu trwałości formulacji kosmetycznej, przy czym testy są zazwyczaj przeprowadzane zgodnie z zharmonizowaną normą ISO/TR 18811:201822, „Guidelines on stability testing of cosmetic products”.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Proces suszenia kory roślinnej jest kluczowym etapem w zachowaniu związków bioaktywnych i zapewnieniu ich przydatności w przemyśle spożywczym, farmaceutycznym i kosmeceutycznym. Z kolei niewłaściwe suszenie może prowadzić do nadmiernego ciemnienia, utraty aromatu, kontaminacji mikrobiologicznej oraz degradacji związków bioaktywnych, co obniża jakość surowca kory. Tabela 1 podsumowuje kryteria stosowane do rozróżnienia prawidłowo i nieprawidłowo wysuszonego materiału roślinnego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Przedstawiony tutaj protokół opisuje powtarzalny sposób pracy dla zielonej syntezy MgNP z wykorzystaniem ekstraktu S. adstringens oraz ich włączenia do formuły surowicy nanofitokosmetycznej. Kilka kroków jest niezbędnych, aby zapewnić wiarygodne rezultaty. Po pierwsze, zbieranie i dokumentacja materiału roślinnego musi być starannie ustandaryzowana, w tym dokładne rejestrowanie współrzędnych geograficznych, warunków środowiskowych i stadium fenologicznego, ponieważ zmienność fizjologii rośliny i wtórnej zawartoś...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy deklarują brak konfliktu interesów. Źródła finansowania nie miały żadnej roli w projektowaniu badania, zbieraniu danych, analizie, interpretacji ani decyzji o publikacji wyników.

Podziękowania

Autorzy pragną podziękować Universidade Católica Dom Bosco oraz Universidade Católica Brasília za wsparcie podczas budowy tego dzieła. Prace te były również wspierane przez Conselho Nacional de Pesquisa (CNPq), Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (CAPES), Fundação de Apoio à Pesquisa do Distrito Federal (FAPDF), Financiadora de Estudos e Projetos (FINEP) oraz Fundação de Apoio à Pesquisa do Mato Grosso do Sul (FUNDECT).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Płyty z 96 dołamiSigma-AldrichM0812Testy komórkowe
Benzylalkohol i Kwas dehydrooctowySigma-Aldrich1,09,626Konserwant
Rurki wirówkowe (15 mL / 50 mL)Sokół (Corning)430766Obsługa próbek
Kwas cytrynowySigma-AldrichC0759Regulacja pH
Inkubator CO2ThermoFisher Scientific3110Inkubator CO2 stosowany do hodowli komórek
Materiał do filtrów bawełnianychLokalny dostawcaLH R/260Filtracja
Suszarkamerck BAF424002141Suszenie
DPPH (2,2-difenyl-1-pikrylhydrazyl)Sigma-AldrichD9132Badanie antyoksydacyjne
SuszarkaNovaÉ tica400/5NDRPiec do suszenia materiału roślinnego
Łatwy piekarnikSolidSteelSSE-85LPiekarnik używany do testów stabilności kosmetycznej
Kolby Erlenmeyera 1000 mLPRACA SAMOWIDRYCZNA76200B01000Ekstrakcja
Etanol (98%)Dinamica-Quimica contemporaneaS.10.0051.015.36Rozpuszczalnik ekstrakcyjny
Serum bydła płodu (FBS)Gibco (Thermo Fisher)ES-009-CSuplementacja
ZamrażarkaGeloparGTPC-575Zamrażarka używana do testów stabilności
GlicerynaBottica botanikaTBV084.003904.086Nawilżacz
Kwas hialuronowy (niskiej masy cząsteczkowej)Bottica botanikaJ201220136Środek nawadniający
Kwas solny (HCl)Sigma-Aldrich1,00,317Rozpuszczalność MTT
Hydroksyetyloceluloza (HEC)Bottica botanikaAH230641697Zagęszczacz
IzopropanolSigma-Aldrich100995 Rozpuszczalność MTT
Młyn noży7LAB920Willye 4& razy; 4 OstrzaMielenie liści, korzeni, nasion i bulw
Chlorek magnezu (MgCl2)Sigma-Aldrich1,01,872Synteza nanocząstek
mieszadło magnetyczne– Płyta grzewczaIKA5030000Miksowanie
MetanolSigma-Aldrich900641Badanie DPPH
Arkusze mikiThermoFisher ScientificNC9655733Przygotowanie do AFM
Czytnik mikropłytThermoFisher ScientificMultiskan GO 1510-03581Czytnik mikropłyt
Odczynnik MTTSigma-AldrichCT01-5Badanie żywotności komórki
Komórki NHDFBCRJ0089Ludzkie fibroblasty skórne
NiacynamidBottica botanika211847Składnik aktywny
PiekarnikTermo ScientificPR305225MSuszenie
Penicylina– StreptomycynaGibco (Thermo Fisher)15140122Antybiotyk
pHmeterDigimedDM-220Stosowany do monotorowania pH w testach stabilności
Pipety i wskazówki Eppendorf30078551Obsługa cieczy
Woda oczyszczona / destylowanaMerck (Milli-Q)ZIX7010T0COgólne zastosowanie
LodówkaMetalfrioVB40W Lodówka używana do testów stabilności
Wiskometr obrotowyNovotestVISC-5SAWykorzystywane do pomiaru widoczności w testach stabilności
RPMI-1640 średniGibco (Thermo Fisher)  11875093Hodowla komórkowa
SkalaBEL InżynieriaHPBG-2285Waga do ważenia materiałów
Mikroskop sondowy skanującySHIMADZUSPM-9700HTAFM, mikroskop sondowy skanujący
Wodorotlenek sodu (NaOH)Dinamica-Quimica contemporaneaP.10.0594.024.00Regulacja pH
SpektrofotometrThermoFisher ScientificA51119700CAbsorpcja
Witamina C (kwas askorbinowy)Sigma-AldrichPHR1008Kontrola dodatnia
Zetasizer ProMalvern PanalyticalZetasizer ProDla dynamicznego rozpraszania światła i rozmiaru zety

Bibliografia

  1. Overbeck, G. E., et al. Placing Brazil’s grasslands and savannas on the map of science and conservation. Perspect Plant Ecol Evol Syst. 56, 125687 (2022).
  2. Carvalho, H. J. M., et al. Underexploited fruits from the Brazilian Cerrado: Biodiversity, phenolic composition and biological activities. Food Biosci. 66, 106269 (2025).
  3. Ariyanta, H. A., et al. Current and future outlook of research on renewable cosmetics derived from biomass. Chem Biodivers. 22 (7), e202402249 (2025).
  4. Chrzanowska, E., et al. Metabolites obtained from Boraginaceae plants as potential cosmetic ingredients: A review. Molecules. 29 (21), 5088 (2024).
  5. Antunes Filho, S., et al. Biosynthesis of nanoparticles using plant extracts and essential oils. Molecules. 28 (7), 3060 (2023).
  6. Gupta, D., et al. Green and sustainable synthesis of nanomaterials: Recent advancements and limitations. Environ Res. 231, 116316 (2023).
  7. Alsaiari, N. S., et al. Plant and microbial approaches as green methods for the synthesis of nanomaterials: Synthesis, applications, and future perspectives. Molecules. 28 (1), 463 (2023).
  8. Gour, A., Jain, N. K. Advances in green synthesis of nanoparticles. Artif Cells Nanomed Biotechnol. 47 (1), 844-851 (2019).
  9. Huston, M., et al. Green synthesis of nanomaterials. Nanomaterials (Basel). 11 (8), 2130 (2021).
  10. Younis, I. Y., et al. Green synthesis of magnesium nanoparticles mediated from Rosa floribunda charisma extract and its antioxidant, antiaging and antibiofilm activities. Sci Rep. 11 (1), 16868 (2021).
  11. Proniewicz, E., et al. Plant-assisted green synthesis of MgO nanoparticles as a sustainable material for bone regeneration. Int J Mol Sci. 25 (8), 4242 (2024).
  12. Raszewska-Famielec, M., et al. Nanoparticles for topical application in the treatment of skin dysfunctions: An overview of dermo-cosmetic and dermatological products. Int J Mol Sci. 23 (24), 15980 (2022).
  13. Paiva-Santos, A. C., et al. Plant-mediated green synthesis of metal-based nanoparticles for dermopharmaceutical and cosmetic applications. Int J Pharm. 597, 120311 (2021).
  14. Sisubalan, N., et al. Eco-friendly synthesis of MgO nanoparticles for biomedical applications: Advances, challenges, and future prospects. Nanoparticles in Modern Antimicrobial and Antiviral Applications. , 201-226 (2024).
  15. Kumar, R., et al. Advances in nanotechnology and nanomaterials-based strategies for neural tissue engineering. J Drug Deliv Sci Technol. 57, 101617 (2020).
  16. Souza, I. M., Funch, L. S. Fenologia e modos de polinização e dispersão de Fabaceae em floresta ciliar, Chapada Diamantina, Nordeste do Brasil [Phenology and pollination and dispersal modes of Fabaceae in riparian forest, Chapada Diamantina, Northeastern Brazil]. Sitientibus Ser Cienc Biol. 15, (2015).
  17. Hazrati, S., et al. Harvest time optimization for medicinal and aromatic plant secondary metabolites. Plant Physiol Biochem. 212, 108735 (2024).
  18. United Nations. . Globally Harmonized System of Classification and Labelling of Chemicals (GHS). , (2023).
  19. Agência Nacional de Vigilância Sanitária (ANVISA). . Guia de Estabilidade de Produtos Cosméticos [Guide to the Stability of Cosmetic Products]. , (2004).
  20. . Guidance for industry: Cosmetic product stability (general recommendations) Available from: https://www.fda.gov (n.d.)
  21. European Parliament, Council of the European Union. Regulation (EC) No 1223/2009 on cosmetic products. Off J Eur Union. L342, 59-209 (2009).
  22. International Organization for Standardization (ISO). . ISO/TR 18811:2018: Cosmetics — Guidelines on stability testing of cosmetic products. , (2018).
  23. Mianda, S. M., et al. Impact of drying on phytonutritional compounds, in vitro antioxidant activity and cytotoxicity of spiny saltbush (Rhagodia spinescens). Antioxidants. 13 (11), 1382 (2024).
  24. Rohit, , et al. TOPSIS-based evaluation of drying methods on polyphenolic contents and antioxidant activity of Moringa oleifera leaves. Discover Food. 5 (1), 127 (2025).
  25. Saifullah, M., et al. Effect of drying techniques on phenolics and antioxidant properties of Leptospermum petersonii leaves. J Food Process Preserv. 45 (3), e15257 (2021).
  26. Khan, H., et al. Harnessing plant extracts for green nanoparticle synthesis: Toward a sustainable future. Mater Today Sustain. 31, 101195 (2025).
  27. Apak, R., et al. Methods to evaluate the scavenging activity of antioxidants toward reactive oxygen and nitrogen species (IUPAC technical report). Pure Appl Chem. 94 (1), 87-144 (2022).
  28. Tumilaar, S. G., et al. A comprehensive review of oxidative stress and antioxidant mechanisms of flavonoids. J Chem. 2024, 5594386 (2024).
  29. Michalak, M., et al. Phenolic profile and biological activities of Borago officinalis extracts on skin cells. Molecules. 28, 868 (2023).
  30. Abdallah, W. E., et al. Phytochemical analysis and biological activities of Casuarina equisetifolia extracts. BMC Complement Med Ther. 24, 128 (2024).
  31. Arunachalam, K., Sreeja, P. S. MTT assay protocol. Advanced Cell and Molecular Techniques. , 271-276 (2025).
  32. Choi, B. H., et al. Interference of porphyrin-related compounds in MTT assays. Int J Mol Sci. 24 (1), 562 (2022).
  33. Ramezani Farani, M., et al. Green synthesis of magnesium oxide nanoparticles for antimicrobial applications. Catalysts. 13 (4), 642 (2023).
  34. Miu, B. A., Dinischiotu, A. New green approaches in nanoparticles synthesis: An overview. Molecules. 27 (19), 6472 (2022).
  35. Jeevanandam, J., et al. Biosynthesis and characterization of MgO nanoparticles from plant extracts. New J Chem. 41, 2800-2814 (2017).
  36. Carvalho, P., et al. Application of light scattering techniques to nanoparticle characterization. Front Chem. 6, 237 (2018).
  37. Eaton, P., et al. A direct comparison of experimental methods to measure nanoparticle dimensions. Ultramicroscopy. 182, 179-190 (2017).
  38. Hoo, C., et al. Comparison of AFM and DLS for nanoparticle size characterization. J Nanopart Res. 10 (1), 89-96 (2008).
  39. Alharbi, N. S., et al. Green synthesis of silver nanoparticles using medicinal plants. J Radiat Res Appl Sci. 15 (3), 109-124 (2022).
  40. U.S. Food and Drug Administration (FDA). . Cosmetic Good Manufacturing Practice Guidelines/Inspection Checklist. , (2013).
  41. International Organization for Standardization (ISO). . ISO 22716:2007: Cosmetics — Good Manufacturing Practices (GMP): Guidelines on Good Manufacturing Practices. , (2007).
  42. Semenzato, A., et al. Formulating O/W emulsions with plant-based actives: A stability challenge. Cosmetics. 5, 59 (2018).
  43. Besrour, N., et al. Valorization of Juglans regia leaves as cosmeceutical ingredients. Antioxidants. 11 (4), 677 (2022).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Ekstrakty roślinneekstrakcja etanolemStryphnodendron adstringensdynamiczne rozpraszanie światłamikroskopia sił atomowychstabilność koloidalnaserum kosmetyczne

Ten artykuł został opublikowany

Film wkrótce dostępny

Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.