Artykuł metodologiczny

Produkcja i chirurgiczne zastosowanie wzbogaconych żeli żelatynowych przekształconych światłem i riboflawiny do naprawy ran rogówki u królików

DOI:

10.3791/70579

⸱

24 kwietnia 2026

 ,  ,  , 
1Department of Cell Biology and Histology, School of Medicine and Nursing, University of the Basque Country UPV/EHU, 2BEGIKER Ophthalmology Research Group, IIS Biobizkaia, 3Department of Ophthalmology, University Hospital of Cruces

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przedstawiono protokół powtarzalny do przygotowania, wzbogacania i zastosowania in situ żelu żelatynowo-ryboflawinowego krzyżowalnego światłem niebieskim do naprawy ran stromalnych rogówki u królików, w tym kroki proceduralne dotyczące postępowania chirurgicznego, częściowej tarzoraphii i opieki pooperacyjnej.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten artykuł przedstawia krok po kroku protokół do wytwarzania, uzupełniania i chirurgicznego stosowania in situ niebieskiego światła — żelowego żelu żelatynowego krzyżującego się dla naprawy rany stromy rogówki u królików. Prekursor żelu zawiera żelatynę w stężeniu 5% (w/v) i fosforan ryboflawiny w stężeniu 0.01% (w/v), przygotowane w sterylnych i chronionych przed światłem warunkach, filtrowane sterylnie i podgrzewane przed użyciem, aby uzyskać wlewalną lepkość. Opcjonalne wprowadzenie ludzkiego ekstraktu błony płodowej lub królikowe autologowe surowica szczegółowo opisano. Sklerowaniu na żądanie wyzwala się na powierzchni oka za pomocą niebieskiego światła o λ = 420–480 nm przez łącznie 2 min. Metoda in vivo obejmuje powtarzalne przednie keratektomie stromy (średnica trychiny 6,5 mm; głębokość około 187 µm), po której następuje wypełnienie żelem, aktywacja światłem i częściowa boczna tarzorafia w celu stabilizacji leczenia, sprzyjającego gojeniu ran i standaryzacji opieki pooperacyjnej. Reprezentatywne wyniki in vitro wykazują właściwości lekko-lepiacze z ciśnieniem ścinającym i szybkim odzyskiem oraz wysoką przepuszczalnością światła (> 90%) powyżej 500 nm, co wskazuje na przydatność do zastosowania w rogówce. In vivo, leczenie oparte na żelu wspiera postępujące zamykanie naskórka, dobrą tolerancję oka (niskie wyniki Draize w dniu 3 i 7) oraz zależne od czasu utratę widocznego żelu zgodne z biodegradacją i zastępowaniem tkanki. Kluczowe kroki i punkty przerwania są podkreślone, aby zapewnić powtarzalność, w tym kontrolę temperatury podczas rozpuszczania i filtracji, ochronę przed światłem i pozycjonowanie lampy podczas krzyżowania. Protokół umożliwia bezszwowe, precyzyjnie umieszczone, aktywowane światłem stabilizowanie żelu, kompatybilne z dodatkiem wielu suplementów bioaktywnych. Zapewnia praktyczną platformę do oceny przedklinicznej nowej generacji biomateriałów okulistycznych i ułatwia translację terapii żelowych krzyżujących się w świetle dla naprawy ran rogówki.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rogaczka jest przezroczystą, bezzwoaczową strukturą, która odpowiada za około dwie trzecie siły refrakcyjnej oka, co sprawia, że jej strukturalna i funkcjonalna integralność jest niezbędna dla widzenia1. Ze względu na bezpośrednie narażenie na środowisko zewnętrzne, rogówka jest bardzo podatna na urazy, infekcje, uszkodzenia chemiczne i powikłania pooperacyjne2,3. Niemożność szybkiego i skutecznego przywrócenia integralności nabłonka może prowadzić do trwałych defektów nabłonkowych (PED) i przewlekłych owrzodzenia rogówki, prowadzących ostatecznie do stopienia stromy, perforacji, blizn i nieodwracalnej utraty wzroku4,5. Konwencjonalne terapie – w tym środki smarowe, proflaktyka antybiotykowa i krople do oczu z surowicą autologiczną – często zapewniają tylko częściową korzyść i nie zapewniają wystarczająco dobrego wsparcia naprawy stromy w umiarkowanych do ciężkich defektach6,7,8.

Aby przeciwdziałać tym ograniczeniom, terapie oparte na biomateriałach stały się obiecującymi alternatywami ze względu na ich zdolność do ochrony rany, wspierania naprawy nabłonka i przywracania tkanki stromy9,10,11,12,13,14. Hydrożele są szczególnie atrakcyjne ze względu na ich biokompatybilność, przejrzystość optyczną, możliwość dostosowania zachowania mechanicznego i zdolność do włączania substancji terapeutycznych. Zarówno naturalne, jak i syntetyczne hydrożele, w tym żelatyna15,16,17, kolagen18,19, chitozan20,21, polietylenoglikol (PEG)22,23 i kwas hialuronowy18,24, wykazały potencjał w promowaniu gojenia ran rogówki. Wśród nich, hydrożele na bazie żelatyny są szczególnie cenne ze względu na pochodzenie od kolagenu i właściwe motywy adhezji komórkowej.

Foto-sieciowanie hydrożeli oferuje dodatkową zaletę, umożliwiając solidyfikację na żądanie bezpośrednio na powierzchni oka, umożliwiając precyzyjne umieszczenie i poprawioną stabilność mechaniczną bez szwów. Sieciowanie za pośrednictwem ryboflawina, pierwotnie opracowane do leczenia stożkowatości rogówki, zostało ostatnio zaadaptowane do fotopolimeryzacji hydrożeli ze względu na doskonałą biokompatybilność, bezpieczeństwo okulistyczne i zdolność do generowania reaktywnych form tlenu, które indukują sieciowanie w świetle widzialnym lub UV25,26. Światło niebieskie (≈445 nm) jest szczególnie korzystne w zastosowaniach rogówkowych, umożliwiając efektywne sieciowanie, unikając ryzyka związanego z UV27,28,29.

Niniejszy artykuł przedstawia produkcję, wzbogacanie i zastosowanie chirurgiczne foto-sieciującego hydrożelu składającego się z 5% (w/v) żelatyny i 0,01% (w/v) ryboflawinofosforanu (RFP). Podano szczegółowy protokół dotyczący przygotowania hydrożelu in vitro, w tym opcjonalne uwzględnienie ekstraktu błony płodowej ludzkiej (HAMe) lub surowicy autologicznej (AS), a także zastosowanie in vivo w modelu króliczej keratektomii stromy. Wiadomo, że HAMe wywiera działanie przeciwzapalne, przeciwfibrotyczne i proregenerujące na powierzchni oka30,31,32,33,34,35, podczas gdy surowica autologiczna zapewnia podobne do łez stężenia witaminy A, EGF, fibronektyny i innych czynników wzrostu niezbędnych do regeneracji nabłonka36,37,38. Razem, te elementy wspierają ponowne nabłonkowienie, zmniejszają stan zapalny i potencjalnie zapobiegają degradacji stromy39,40.

Mimo że opisane podejście zapewnia kontrolowane fotopolimeryzowanie i personalizowaną bioaktywność, jego zastosowanie jest obecnie ograniczone do powierzchownych i średnich defektów stromy i wymaga ekspozycji na niebieskie światło w linii wzroku, co może ograniczać stosowanie w opakowujących lub głęboko zinfekowanych tkankach. Poprzez integrację przygotowania i wzbogacania hydrożelu, obsługi okulistycznej i opieki pooperacyjnej, w tym częściowej bocznej tarzoraphii

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Płody ludzkie uzyskane od darczyńców z pisemną zgodą, zgodnie z Deklaracją Helsińską i zatwierdzeniem Komitetu Etycznego Szpitala Uniwersyteckiego w Cruces (numer zatwierdzenia CEIC E15/03). Wszystkie eksperymenty na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Komitet Etyki Badań Zwierzęcych Uniwersytetu Kraju Basków (UPV/EHU) (numer zatwierdzenia CEEA M20/2023/038) i zgodne były z Deklaracją ARVO dotyczącą stosowania zwierząt w badaniach okulistycznych i wizualnych. Wszystkie procedury przeprowadzano w obiekcie badawczym UPV/EHU (SGIker), zachowując sterylną technikę przez cały czas (szafka bezpieczeństwa biologicznego klasy II podczas manipulacji środkami biologicznymi).

1. Synteza hydrożelu

  1. Roztworzenia prekursorów żelatyny i ryboflawiny (5% i 10% w/v)
    ​UWAGA: Pracuj w słabym oświetleniu lub używaj bursztynowych butelek lub butelek owiniętych w folię aluminiową, aby chronić roztwór przed działaniem światła. Przeprowadzaj wszystkie kroki w warunkach sterylnych w komorze laminarnej, gdy hydrożel przeznaczony jest do użytku biologicznego.
    1. Ważą wymagane ilości żelatyny i fosforanu ryboflawiny (RFP): dla 10 mL 5% (w/v) + 0,01% (w/v) prekursora RFP, waż 500 mg żelatyny i 1 mg RFP. Dla 30 mL 10% (w/v) + 0,02% (w/v) zapasu RFP, waż 3 g żelatyny i 6 mg RFP.
    2. Dodaj żelatynę i RFP do odpowiedniej objętości wody dejonizowanej (≈90% objętości końcowej). Delikatownie mieszaj, aż proszek zostanie całkowicie rozproszony.
    3. Dostosuj pH do 7,0 za pomocą 1 M NaOH, dodając zasadę kroplą po kropli, monitorując pH. Zapisz objętość użytego NaOH i końcową objętość dostosowaną. Po dostosowaniu pH doprowadź roztwory do końcowej objętości wodą dejonizowaną.
    4. Rozpuść i homogenizuj roztwór w temperaturze 80 °C pod wpływem mieszania magnetycznego z obrotem 200 rpm przez 30 min.
      UWAGA: Obsługuj gorące roztwory (>70–80 °C) używając rękawic odpornych na ciepło.
    5. Pozwól, aby roztwory ostygły do 30–40 °C i przefiltruj je przez 0,22 μm hydrofilowe filtry membranowe polietersulfonowe (PES) do sterylnych bursztynowych butelek.
      UWAGA: Delikatnie ogrzewaj lepkie roztwory (≈ 40–50 °C), jeśli jest to wymagane przed filtracją; unikaj przegrzania.
    6. Etykietuj butelki z składem, datą i inicjałami operatora. Przechowuj przefiltrowane roztwory hydrożelu w temperaturze 4 °C do czasu użycia, upewniając się, że okres przechowywania nie przekracza 2 tygodni od momentu przygotowania.
  2. Hydrożele żelatynowe uzupełnione (końcowa objętość: 10 mL)
    1. Przygotuj autologiczne surowicy (AS) lub wyciąg z błony płodowej ludzkiej (HAMe) zgodnie z procedurami opisanymi w sekcjach 4 i 5. Trzymaj wyciągi sterylne i schłodzone do użycia.
    2. Na każde 10 mL wzbogaconego hydrożelu wymieszaj 5 mL 10% (w/v) żelatyny + 0,02% (w/v) zapasu RFP i 5 mL odpowiedniej biologicznej ekstrakcji (AS lub HAMe).
      UWAGA: Delikatnie ogrzewaj lepkie roztwory (≈ 40–50 °C), jeśli jest to wymagane przed filtracją; unikaj przegrzania.
    3. Przefiltruj ciepły roztwór przez 0,22 μm PES hydrofilowy filtr membranowy do sterylnych bursztynowych butelek.
    4. Etykietuj i przechowuj hydrożele w temperaturze 4 °C do czasu użycia. Upewnij się, że okres przechowywania nie przekracza 2 tygodni od momentu przygotowania.
      ​UWAGA: Utylizuj cały odpad zgodnie z instytucjonalnymi regulacjami dotyczącymi bezpieczeństwa biologicznego.

2. Aplikacja hydrożelu in vitro

  1. Przygotuj formulacje hydrożelu zgodnie z opisem w Sekcji 1 i przechowuj je w temperaturze 32 °C przed aplikacją, aby utrzymać odpowiednią lepkość.
  2. Za pomocą sterylnej techniki pipetą wlecz wymaganą objętość hydrożelu do docelowego dołka, foremki, miseczki lub podłoża (Rysunek 1A).
  3. Umieść lampę Led-C 2 cm nad powierzchnią hydrożelu. Rozpocznij krzyżowanie in situ poprzez eksponowanie hydrożelu na niebieskie światło (λ = 420–480 nm) i moc wyjściową światła 850–1000 mW/cm2 przez łączną długość czasu 2 min. Dostarcz iluminację jako sześć impulsów po 20 s, wstawiając 5–10 s przerwy między impulsami, aby zapobiec miejscowemu ogrzewaniu (Rysunek 1B).
  4. Potwierdź pełne żelowanie wizualnie i delikatnie dotknąć powierzchni sterylnym instrumentem, aby upewnić się o utworzeniu sztywnego, łatwego do manipulacji hydrożelu (Rysunek 1C,D).
  5. Używaj krzyżowanego hydrożelu natychmiast lub przechowuj w

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Synteza i charakterystyka hydrożelu
Hydrożel został zsyntetyzowany i zweryfikowany in vitro, aby określić jego właściwości reologiczne i optyczne przed i po foto-crosslinkingu. Reologia ścinająca została zastosowana do charakteryzacji właściwości plastycznych, plastyczności i zachowania w przepływie. Testy częstotliwościowe wykazały, że G′ pozostawało wyższe niż G″ na wszystkich badanych częstotliwościach, co wskazuje na zachowanie podobne do ciała stałego (Rysunek 5A<...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Niniejszy protokół zapewnia możliwość powtarzalnej pracy przy przygotowywaniu, ładowaniu i zastosowaniu foto-krzyżowalnego żelu żelatynowo-ryboflawinowego do gojenia ran rogówki. Kilka kroków in vitro jest kluczowych dla osiągnięcia spójnej jakości żelu i zasługuje na szczególny nacisk, ponieważ są one najczęstszymi źródłami zmienności. Po pierwsze, utrzymanie roztworu prekursorów w temperaturze 80 °C podczas mieszania zapewnia całkowite rozpuszczenie żelatyny i fosforanu ryboflawiny, zapobiegając tworzeniu się ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają żadnych konfliktów interesów do zadeklarowania.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie zostało wspierane przez granty z Departamentu Zdrowia Rządu Kraju Basków (2023111027 i IT524-22). C.R.-V. był wspierany przez stypendium Uniwersytetu Kraju Basków UPV/EHU. Z wdzięcznością przyjmujemy wsparcie techniczne w zakresie opieki nad zwierzętami oraz usługi Analitycznej i Wysokiej Rozdzielczości Mikroskopii świadczone przez SGIker (UPV/EHU).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Amphotericin BGibco (Thermo Fisher Scientific)15290018Final concentration: 1.25 μg/mL
Autologous serum, rabbit (AS)Prepared in-house-Prepared from whole blood; filtered through 0.22 μm PES
Blue LED curing lampWoodpecker Medical Instrument CoLED.C modelWavelength: λ=420–480 nm; Distance: 1–2 cm; Light output: 850-1000 mW/cm2
Buprenorphine (Buprecare)Ecuphar578950Dose: 0.05 mg/kg, subcutaneous injection every 12 h for 72 h
CameraPanasonicLUMIX TZ35Camera equipped with Leica optics
Cimarec Digital Stirring HotplateThermo Fisher ScientificSP131320-33220-240 V, Max temperature: 540 °C
Crescent microsurgical bladeBVI Medical373807-
DMEM (Dulbecco’s Modified Eagle Medium)Gibco (Thermo Fisher Scientific)11966025-
Eppendorf tubes (0.2 mL)Merck KGaA30124707Kept cold for HAMe prep; aliquoting
Eppendorf tubes (5 mL)Merck KGaA30119606Kept cold for HAMe prep; aliquoting
Fluorescein solution NovartisColorcusi Fluotest2% Fluorescein solution, 5 µl eye drops
Gibco NeomycinMerck KGaAN1142Final concentration: 50 μg/mL
Gelatin powderSigma AldrichG1890Dissolved at 80 °C; pH adjusted to 7.0
Hyaluronic acid artificial tears (0.2%)Chem.-pharm. Fabrik GmbHHylo-Tear-
ImageJ image processing softwareNational Institute of Mental Health-Developed by Wayne Rasband at the Research Services Branch
Ketamine (Ketolar)Pfizer631028.1
LidocaineVet OneNDC 13985-222-04Topical or subcutaneous injection
Penicillin–StreptomycinGibco (Thermo Fisher Scientific)15140-122Final concentration: 50 μg/mL
PES syringe filters, 0.22 μm0.22μm (Millex)Merck KGaASLGP033RS-
Phosphate-buffered saline (PBS)Sigma AldrichP4417-100TAB-
Protease inhibitor cocktailSigma AldrichP8340Added at 5 μL per mg tissue
Povidone-iodine solutionMeda pharma7167204Preoperative disinfection
Riboflavin phosphate (RFP)Sigma AldrichR0630000Concentrations: 0.01% w/v (final); 0.02% w/v (stock)
SonicatorBandelein electronicSonoplus GM mini20-
Sonicator probeBandelein electronicMS 1.51.5 mm dimater probe, 63 mm length.
Tarsorrhaphy sutures (non-absorbable)Alcon 80653080011–2 sutures as needed
Tobramycin ophthalmic solution (3 mg/mL)NovartisTobrexDosing: twice daily until closure
Hessburg-Barron trephine, 6.5 mm diameterJedmed21-8265-
Vacutainer blood collection tubes with polymer gel separatorBD (Becton, Dickinson and Company)367704-
Xylazine solutionLaboratorios Calier SAXylagesicDose: 5 mg/kg intramuscular injection

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Meek, K., Knupp, C. Corneal structure and transparency. Prog Retin Eye Res. 49, 1-16 (2015).
  2. Akowuah, P. K., Cruz, A. D. L., Smith, C. W., Rumbaut, R. E., Burns, A. R. An epithelial abrasion model for studying corneal wound healing. J Vis Exp. (178), e63112(2021).
  3. Mobaraki, M., et al. Corneal repair and regeneration: current concepts and future directions. Front Bioeng Biotechnol. 7, 135(2019).
  4. Vaidyanathan, U., et al. Persistent corneal epithelial defects: a review article. Med Hypotheses Discov Innov Ophthalmol. 8 (3), 163-176 (2019).
  5. Wilson, S. E., Goshe, J. M. Prevention and treatment of persistent epithelial defects after common refractive surgery procedures. J Refract Surg. 40 (2), 117-124 (2024).
  6. Wirostko, B., Rafii, M. J., Sullivan, D. A., Morelli, J., Ding, J. Novel therapy to treat corneal epithelial defects: a hypothesis with growth hormone. Ocul Surf. 13 (3), 204-212 (2015).
  7. Zernii, E. Y., Baksheeva, V. E., Yani, E. V., Philippov, P. P., Senin, I. I. Therapeutic proteins for treatment of corneal epithelial defects. Curr Med Chem. 26 (3), 517-545 (2019).
  8. Torricelli, A. A., Santhanam, A., Wu, J., Singh, V., Wilson, S. E. The corneal fibrosis response to epithelial-stromal injury. Exp Eye Res. 142, 110-118 (2016).
  9. Anitua, E., et al. Progress in the use of plasma rich in growth factors in ophthalmology: from ocular surface to ocular fundus. Expert Opin Biol Ther. 22 (1), 31-45 (2021).
  10. Meng, S., et al. A versatile hydrogel with antibacterial and sequential drug-releasing capability for the programmable healing of infectious keratitis. ACS Nano. 17 (23), 24055-24069 (2023).
  11. Rafat, M., et al. Bioengineered corneal tissue for minimally invasive vision restoration in advanced keratoconus in two clinical cohorts. Nat Biotechnol. 41 (1), 70-81 (2023).
  12. Di Girolamo, N. Biologicals and biomaterials for corneal regeneration and vision restoration in limbal stem cell deficiency. Adv Mater. 36 (42), 2401763(2024).
  13. Huang, J., et al. Biologically inspired bioactive hydrogels for scarless corneal repair. Sci Adv. 10 (51), eadt1643(2024).
  14. Brunel, L. G., et al. In situ universal orthogonal network (UNION) bioink deposition for direct delivery of corneal stromal stem cells to corneal wounds. Bioact Mater. 48, 414-430 (2025).
  15. Sani, E. S., et al. Sutureless repair of corneal injuries using naturally derived bioadhesive hydrogels. Sci Adv. 5 (3), eaav1281(2019).
  16. Sharifi, S., et al. Tuning gelatin-based hydrogel towards bioadhesive ocular tissue engineering applications. Bioact Mater. 6 (11), 3947-3961 (2021).
  17. Li, M., et al. A “T.E.S.T.” hydrogel bioadhesive assisted by corneal cross-linking for in situ sutureless corneal repair. Bioact Mater. 25, 333-346 (2023).
  18. Chen, F., Le, P., Fernandes-Cunha, G. M., Heilshorn, S. C., Myung, D. Bioorthogonally crosslinked hyaluronate collagen hydrogel for suture-free corneal defect repair. Biomaterials. 255, 120176(2020).
  19. McTiernan, C. D., et al. LiQD cornea: pro-regeneration collagen mimetics as patches and alternatives to corneal transplantation. Sci Adv. 6 (25), eaba2187(2020).
  20. Feng, L., et al. Thermo-gelling dendronized chitosans as biomimetic scaffolds for corneal tissue engineering. ACS Appl Mater Interfaces. 13 (41), 49369-49379 (2021).
  21. Tang, Q., et al. Exosomes-loaded thermosensitive hydrogels for corneal epithelium and stroma regeneration. Biomaterials. 280, 121320(2022).
  22. Lee, Y. P., et al. Facile fabrication of superporous and biocompatible hydrogel scaffolds for artificial corneal periphery. Colloids Surf B Biointerfaces. 175, 26-35 (2019).
  23. He, B., et al. 3D printed biomimetic epithelium/stroma bilayer hydrogel implant for corneal regeneration. Bioact Mater. 17, 234-247 (2022).
  24. Fernandes-Cunha, G. M., et al. Supramolecular host-guest hyaluronic acid hydrogels enhance corneal wound healing through dynamic spatiotemporal effects. Ocul Surf. 23, 148-161 (2023).
  25. Wang, Q., et al. Photocurable and temperature-sensitive bioadhesive hydrogels for sutureless sealing of full-thickness corneal wounds. Small Methods. 8 (3), 2300996(2024).
  26. Brar, S., Ganesh, S., Reddy, S. S., Nagesh, B. N., Shahanand, D. A prospective, comparative, clinical study to evaluate the safety and efficacy of two different 0.1% riboflavin solutions used in collagen crosslinking treatment for patients with keratoconus. Clin Ophthalmol. 15, 2607-2617 (2021).
  27. Lee, H. J., Fernandes-Cunha, G. M., Myung, D. In situ-forming hyaluronic acid hydrogel through visible light-induced thiol-ene reaction. React Funct Polym. 131, 29-35 (2018).
  28. Fernandes-Cunha, G. M., Lee, H. J., Kumar, A., Kreymerman, A., Heilshorn, S., et al. Immobilization of growth factors to collagen surfaces using pulsed visible light. Biomacromolecules. 18 (10), 3185-3196 (2017).
  29. Schuldt, C., et al. Dose-dependent collagen cross-linking of rabbit scleral tissue by blue light and riboflavin treatment probed by dynamic shear rheology. Acta Ophthalmol. 93 (5), 328-336 (2015).
  30. Kubo, M., Sonoda, Y., Muramatsu, R., Usui, M. Immunogenicity of human amniotic membrane in experimental xenotransplantation. Invest Ophthalmol Vis Sci. 42 (7), 1539-1546 (2001).
  31. Garfias, Y., Zaga-Clavellina, V., Vadillo-Ortega, F., Osorio, M., Jiménez-Martínez, M. C. Amniotic membrane is an immunosuppressor of peripheral blood mononuclear cells. Immunol Investig. 40 (2), 183-196 (2011).
  32. Yazdanpanah, G., et al. A light-curable and tunable extracellular matrix hydrogel for in situ suture-free corneal repair. Adv Funct Mater. 32 (24), 2113383(2022).
  33. Niknejad, H., Yazdanpanah, G., Ahmadiani, A. Induction of apoptosis, stimulation of cell-cycle arrest and inhibition of angiogenesis make human amnion-derived cells promising sources for cell therapy of cancer. Cell Tissue Res. 363 (3), 599-608 (2016).
  34. Kakavand, M., Yazdanpanah, G., Ahmadiani, A., Niknejad, H. Blood compatibility of human amniotic membrane compared with heparin-coated ePTFE for vascular tissue engineering. J Tissue Eng Regen Med. 11 (6), 1701-1709 (2017).
  35. Basasoro, A., et al. The influence of amniotic membrane proteins on corneal regeneration when delivered directly or using hydrogel platforms. Front Med (Lausanne). 12, 1498319(2025).
  36. Tsubota, K., Goto, E., Shimmura, S., Shimazaki, J. Treatment of persistent corneal epithelial defect by autologous serum application. Ophthalmology. 106 (10), 1984-1989 (1999).
  37. Geerling, G., MacLennan, S., Hartwig, D. Autologous serum eye drops for ocular surface disorders. Br J Ophthalmol. 88 (11), 1467-1474 (2004).
  38. Jeng, B. H., Dupps, W. J. Autologous serum 50% eyedrops in the treatment of persistent corneal epithelial defects. Cornea. 28 (10), 1104-1108 (2009).
  39. Romo-Valera, C., et al. In vitro evaluation of gelatin-based hydrogels as potential fillers for corneal wounds. Biomacromolecules. 26 (6), 3344-3355 (2025).
  40. Romo-Valera, C., et al. Comparison of the regenerative potential of different functionalized gelatin-based hydrogels as fillers of rabbit corneal wounds. Front Med (Lausanne). 12, 1667446(2025).
  41. Wilhelmus, K. R. The Draize eye test. Surv Ophthalmol. 45 (6), 493-515 (2001).
  42. Kay, J., Calandra, J. Interpretation of eye irritation tests. J Soc Cosmet Chem. 13 (6), 281-289 (1962).
  43. Weidinger, A., Poženel, L., Wolbank, S., Banerjee, A. Sub-regional differences of the human amniotic membrane and their potential impact on tissue regeneration application. Front Bioeng Biotechnol. 8, 613804(2021).
  44. Romo-Valera, C., Etxebarria, J., Freire, V., Durán de la Colina, J., Arluzea, J., et al. An in vitro pre-screening model to evaluate the corneal anti-inflammatory effect of human blood-derived products and amniotic membrane extracts incorporated into gelatine-based hydrogels. Experimental eye research. 260, 110617(2025).
  45. Ingraldi, A. L., Audet, R. G., Tabor, A. J. The preparation and clinical efficacy of amnion-derived membranes: a review. J Funct Biomater. 14 (10), 531(2023).
  46. Murri, M. S., et al. Amniotic membrane extract and eye drops: a review of literature and clinical application. Clin Ophthalmol. 12, 1105-1112 (2018).
  47. Shakouri-Motlagh, A., O’Connor, A. J., Kalionis, B., Heath, D. E. Improved ex vivo expansion of mesenchymal stem cells on solubilized acellular fetal membranes. J Biomed Mater Res A. 107 (1), 232-242 (2019).
  48. Acharya, M., Gour, A., Dave, A. Commentary: tarsorrhaphy. Indian J Ophthalmol. 68 (1), 33-34 (2020).
  49. Dhillon, H., Bahadur, H., Raj, A. A comparative study of tarsorrhaphy and amniotic membrane transplantation in the healing of persistent corneal epithelial defects. Indian J Ophthalmol. 68 (1), 29-33 (2020).
  50. Maharjan, S. S., Pant, A. R., Joshi, P., Shrestha, P., Sharma, R. Outcomes of fungal corneal ulcer with impending perforation after temporary suture tarsorrhaphy. Nepal J Ophthalmol. 14 (27), 72-81 (2022).
  51. Bamrolia, N. R., Arora, R., Yadava, U. Unusual presentation of a case of Sjogren’s syndrome with neurological and ocular manifestation. Cont Lens Anterior Eye. 35 (2), 85-88 (2012).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Hydro ele elatynowesieciowanie ryboflawinsieciowanie wiat em niebieskimrog wka kr likawytwarzanie hydro eliprzednia keratotomia stromalnaekstrakt z b ony p odowejhydro el wstrzykiwalnybiomateria y oftalmiczne
Film wkrótce dostępny

Powiązane artykuły