Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Ustanowienie mysiego modelu włóknienia nerek poprzez jednostronne uszkodzenie niedokrwienno-reperfuzyjne oraz opóźnioną nefrektomię przeciwległą

380 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/70598

⸱

22 maja 2026

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Pulmonary and Critical Care Medicine, Guangzhou Chest Hospital, Institute of Tuberculosis, Guangzhou Medical University, 2Department of Urology, The First Affiliated Hospital of Shandong First Medical University & Shandong Provincial Qianfoshan Hospital, 3Department of Transplantation, Nanfang Hospital, Southern Medical University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj przedstawiono protokół polegający na ustaleniu mysiego modelu włóknienia nerek z wykorzystaniem jednostronnego urazu niedokrwienno-reperfuzyjnego, po którym następuje opóźniona nefrektomia przeciwległa. Ta strategia umożliwia badania podłużne przejścia z AKI do CKD oraz precyzyjną ocenę funkcji pozostałych nerek w miejscu końcowym.

Streszczenie

Uszkodzenie nerek z powodu niedokrwienia nerek (IRI) przyczynia się do ostrego uszkodzenia nerek (AKI) i jest głównym czynnikiem postępu przewlekłej choroby nerek (CKD). Powtarzalny model zwierzęcy jest niezbędny, aby ułatwić ocenę mechanizmów nieadaptacyjnej naprawy i zwłóknienia. Poniżej przedstawiono standardowy model myszy z włóknieniem nerek ustalonym w wyniku jednostronnego uszkodzenia niedokrwiennego i reperfuzyjnego (uIRI), a następnie nefrektomii przeciwstronnej (CNx). Ta strategia zapewnia długoterminowe przeżycie zwierząt podczas postępu choroby, jednocześnie umożliwiając precyzyjną ocenę pozostałej funkcji nerek uszkodzonej nerki w momencie pobrania. Samce myszy C57BL/6 były poddawane ciepłej niedokrwieniu przez 28 minut w temperaturze 37 °C, a CNx wykonywano 24 godziny przed każdym punktem końcowym badania. Myszy były ofiarowane do badań histologicznych i immunohistochemicznych w następujących momentach: 2 dni, 5 dni, 1 tydzień, 2 tygodnie, 3 tygodnie i 4 tygodnie po IRI. W dniach 2 i 5 po operacji nerki wykazywały głównie martwicę rurówkową, szczególnie w miejscu połączenia korowo-pękowego, bez oznak włóknienia śródmiąższowego. Od tygodnia po operacji te cechy patologiczne zostały zastąpione przez zapalne nasiewanie komórek i wczesną atrofię rurkowodów; Pojawiło się także włóknienie śródmiąższowe, które osiągnęło szczyt nasilenia w drugim tygodniu. W trzecim i czwartym tygodniu po operacji nerki wykazywały rozległy zanik rurkowy, zgodny z zanikiem nieużywania. Warto zauważyć, że włóknienie śródmiąższowe zostało zmniejszone w porównaniu z drugim tygodniem, co wskazuje na postęp do fazy spoczynku, hipokomórkowego bliznowaczenia. Model ten skutecznie odtwarza kliniczne scenariusze przejścia z AKI na CKD i stanowi niezawodną platformę do badania mechanizmów fibrotycznych oraz przesiewowych interwencji terapeutycznych.

Wprowadzenie

Uszkodzenie niedokrwienia nerek i uraz reperfuzji (IRI) jest jednym z kluczowych czynników prowadzących do ostrego uszkodzenia nerek (AKI) w środowisku klinicznym1. Typowe etiologie to przeszczepy nerek (obejmujące zimną i ciepłą niedochemię, a następnie reperfuzję nerki dawcy), operacje sercowo-naczyniowe lub nerkowe wymagające tymczasowej okluzji naczyniowej oraz stany hipoperfuzji ogólnoustrojowej spowodowane ciężkim urazem, dużym krwokiem lub sepsą2.

Patofizjologia IRI obejmuje złożony proces bifazowy. Początkowo, w fazie niedokrwiennej, przerwanie dostaw tlenu i składników odżywczych prowadzi do zaburzeń metabolicznych, wyczerpania ATP oraz zakłóceń cytoszkieletu w komórkach nabłonkowych nerek, rurkowatych (TECs)3. Następnie przywrócenie przepływu krwi podczas reperfuzji, choć konieczne do uratowania tkanki niedokrwiennej, wywołuje bardziej złożone "wtórne zniekształcenie". Ta faza urazu jest napędzana przez kaskadę zdarzeń, w tym stres oksydacyjny spowodowany pęknięciem reaktywnych form tlenu (ROS), dysfunkcją śródbłonka, masową infiltracją komórek zapalnych (takich jak neutrofile i makrofagi), oraz aktywację układu dopełnienia3. Te złożone kaskady wspólnie nasilają apoptozę i martwicę TEC, stanowiąc pierwotną patologiczną formację AKI.

Co istotne, IRI nie ogranicza się do ostrych, odwracalnych uszkodzeń. Znaczące dowody wskazują, że niepełna lub nieadaptacyjna naprawa po IRI nerek jest kluczowym mechanizmem napędzającym przejście do długotrwałej patologii przewlekłej. W warunkach fizjologicznych nerka rozpoczyna program naprawy po AKI, który skutecznie oczyszcza uszkodzone komórki i wspiera proliferację oraz różnicowanie ocalałych TEC, przywracając strukturę i funkcję uszkodzonych kanalików. Jednak po ciężkim lub powtarzającym się uszkodzeniu IRI proces ten może zostać zaburzony, co ostatecznie prowadzi do zaniku jajowód, miąższowo-miąższowej nerki oraz przyspiesza rozwój i postęp przewlekłej choroby nerek (CKD)5,6.

Dlatego wyjaśnienie mechanizmów przejścia z AKI na CKD oraz opracowanie interwencji terapeutycznych są pilnymi potrzebami. Modele gryzoni, szczególnie mysie, stały się niezbędnymi i niezbędnymi narzędziami in vivo do badania włóknienia po zwłóknieniu IRI ze względu na swoje dobrze określone tło genetyczne i podobieństwo do postępu chorób u człowieka. Jednak w obecnych metodologiach IRI istnieje istotna heterogeniczność (np. czas trwania niedokrwienia, kontrola temperatury, uraz jednostronny vs. obustronny), co prowadzi do słabej powtarzalności i ograniczonej porównywalności między badaniami7.

Aby sprostać tym wyzwaniom, niniejsze badanie opisuje ustandaryzowany protokół dla zmodyfikowanego modelu jednostronnego urazu niedokrwienno-reperfuzyjnego (uIRI). Ponadto protokół ten obejmuje kontralateralną nefrektomię (CNx) wykonaną 24 godziny przed zakończeniem badania. Strategia ta przezwycięża wysoką śmiertelność związaną z obustronną niedokrwią, umożliwiając precyzyjną ocenę pozostałej funkcji nerek oraz progresji włóknistej w uszkodzonej nerce. Model ten wiernie oddaje dynamiczne przejście z AKI na CKD, zapewniając solidną platformę in vivo do mechanistycznych badań i badań przesiewowych terapeutycznych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach przeprowadzono zgodnie z Regulaminem dotyczącym Spraw dotyczących Zwierząt Doświadczalnych. Protokół eksperymentalny został zatwierdzony przez Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt Instytucjonalnych (IACUC) firmy Guangzhou Jennio Biotech Co., Ltd. (Nr Zatwierdzenia JENNIO-IACUC-2025-A053). Wszystkie procedury były wykonywane ściśle zgodnie z Przewodnikiem dotyczącym opieki i użycia zwierząt laboratoryjnych oraz wytycznymi instytucjonalnymi, w pełni przestrzegając zasad 3R. Chronologia badania, w tym punkty poświęcenia i pobranie próbek, została podsumowana na Rysunku 1.

1. Przygotowanie zwierząt i instrumentów

  1. Do badania wykorzystaj samce myszy C57BL/6 (8 tygodni, ważące 20–25 g) umieszczonych w określonych placówkach wolnych od patogenów (SPF).
  2. Podziel myszy losowo na grupę uIRI i grupę Szama. Dla każdego z sześciu wyznaczonych punktów czasowych (2 dni, 5 dni, 1 tydzień, 2 tygodnie, 3 tygodnie i 4 tygodnie) przydziel n = 4 myszy na grupę.
    UWAGA: Myszy były utrzymywane w cyklu 12-godzinnym światłem i 12-godzinnym ciemnym tempem, z darmowym dostępem do jedzenia i wody. Były przyzwyczajane do środowiska laboratoryjnego przez co najmniej tydzień przed eksperymentami.
  3. Sterylizuj wszystkie narzędzia chirurgiczne za pomocą .Autoklaw parowy pod wysokim ciśnieniem przed użyciem.
  4. Utrzymuj głęboką temperaturę ciała na poziomie 37,0 °C ± 0,5 °C za pomocą systemu monitorującego homeotermii wyposażonego w sondę odbytniczą do ciągłego monitorowania temperatury. Natychmiast po wprowadzeniu znieczulenia należy włożyć nawilżoną sondę do odbytu i utrzymać ją na miejscu przez cały zabieg.
  5. Znieczulaj myszy za pomocą systemu znieczulenia gazowego dla małych zwierząt z izofluranem (5% na indukcję, 1,5% na utrzymanie, z przepływem tlenu 1,0 L/min za pomocą skalibrowanego waporyzatora).
    UWAGA: Potwierdź głęboką znieczulenie na podstawie braku odruchu wycofania pedałów. Wszystkie zabiegi chirurgiczne muszą być wykonywane dopiero po osiągnięciu przez mysz stanu głębokiego znieczulenia.
  6. Ogol futro na lewej grzbietowej stronie boku.

2. Zabieg chirurgiczny

  1. Model uIRI (Dzień 0)
    1. Ustaw mysz w prawym bocznym dekubicie, aby odsłonić lewy bok.
    2. Wykonaj podłużne nacięcie skóry o długości od 1 cm do 1,5 cm na lewym plecach, a następnie nacięcie mięśniowe, aby wejść do przestrzeni zaotrzewnowej.
    3. Delikatnie wypchnij lewą nerkę sterylnym patyczkiem watowym zwilżonym solą fizjologiczną.
      UWAGA: Nerkę należy poruszać wyłącznie poprzez manipulację tłuszczową poduszką okołonerkową lub za pomocą sterylnych wacików kosmetycznych. Kleszcze nigdy nie powinny dotykać powierzchni nerki.
    4. Ostrożnie rozcinaj otocznik nerkowy za pomocą cienkich końcówek, aby odizolować tętnicę nerkową i żyłę od otaczającej tkanki łącznej.
    5. Zacisnąć lewy szypułk nerkowy za pomocą nieurazowego mikroklipsa naczyniowego, aby wywołać niedokrwienie.
      UWAGA: Rozwarstwienie nerki na szypułku musi być wykonane czysto i całkowicie. Procedura powinna wyraźnie wykluczyć moczowód z aplikacji zacisku. Niezamierzone zaciskanie moczowowodu mogłoby wywołać hybrydowe uszkodzenie IRI/jednostronnej niedrożności moczowowodu moczowodzie (UUO), potencjalnie wprowadzając trwały element obturacyjny.
    6. Natychmiast po zaciskaniu uruchom timer. Czas trwania niedokrwienia jest ściśle określony na 28 minut.
    7. Sprawdź niedokrwienie wizualnie: kolor nerki powinien zmienić się z jaskrawoczerwonego na ciemnofioletowy w ciągu kilku sekund.
    8. Przykryj nerkę sterylną gazą nasączoną w ciepłej soli fizjologicznej.
    9. Po 28 minutach zdejmij klamrę, aby rozpocząć reperfuzję.
    10. Potwierdź reperfuzję wizualnie: kolor nerek powinien wrócić do różowo-czerwonego w ciągu kilku minut.
    11. Delikatnie odłóż nerkę do jamy brzusznej.
    12. Warstwę mięśniową zamykam szwami 5-0, a nacięcie skóry szwami nylonowymi 5-0.
  2. Operacja pozorowana (Dzień 0)
    1. Wykonaj te same kroki znieczulenia, nacięcia i zewnętrzności nerki, jak opisano w kroku 2.1.
    2. Rozciąć szypułk nerki, ale nie zaciskać naczyń.
    3. Trzymaj nerkę na zewnątrz przez ten sam czas (28 min), zanim wróci ją do jamy brzusznej i zamknij nacięcie.
  3. Operacja CNx
    UWAGA: Wykonaj CNx 24 godziny przed zaplanowanym punktem końcowym pobierania próbek dla każdej konkretnej grupy, aby ocenić funkcję pozostałą uszkodzonej nerki.
    Dla grupy dwudniowej: Wykonaj CNx w pierwszym dniu po IRI.
    Dla grupy 5-dniowej: Wykonaj CNx w 4. dniu po IRI.
    Dla grupy tygodniowej: Wykonaj CNx 6. dnia po IRI.
    Dla grupy 2-tygodniowej: Wykonaj CNx w 13. dniu po IRI.
    Dla grupy 3-tygodniowej: Wykonaj CNx w 20. dniu po IRI.
    W grupie 4-tygodniowej: Wykonaj CNx w 27. dniu po IRI.
    1. Znieczulony mysz zgodnie z krokiem 1.5. Następnie ogol i zdezynfekuj prawą grzbietową część boku.
    2. Zrób małe nacięcie po boku, aby odsłonić prawą nerkę.
    3. Zewnętrznie wyodrębnić prawą nerkę i delikatnie rozciąć nerkowy szypekl.
    4. Szczelnie podwiązuj szypekl nerkowy (tętnicę, żyłę i moczowowód) za pomocą niewchłaniającego się jedwabnego szwu 4-0.
    5. Wyciąć prawą nerkę dystalnie od więza.
      UWAGA: Upewnij się, że nie ma aktywnego krwawienia z kikuta.
    6. Wróć kikut szypki do jamy brzusznej i zamknij nacięcie zgodnie z krokiem 2.1.12.
    7. Pozwól myszy odpoczywać na termoforze.

3. Opieka pooperacyjna i monitorowanie

  1. Trzymaj myszy na termoforze, aż całkowicie odzyskają przytomność i sprawność.
  2. Oddaj myszy do czystych klatek z łatwo dostępnym jedzeniem i wodą.
  3. Codziennie monitoruj stan zdrowia myszy.
    1. Codziennie sprawdzam śmiertelność.
    2. Obserwuj zmiany w pielęgnacji, oznaki niepokoju lub bólu oraz postawę.
    3. Sprawdź nacięcia pod kątem oznak infekcji, stanu zapalnego lub odklejania się.

4. Oceny pooperacyjne

  1. Zbieranie próbek
    UWAGA: Myszy były ofiarowane w wyznaczonych punktach czasowych: 2 dni, 5 dni, 1 tydzień, 2 tygodnie, 3 tygodnie i 4 tygodnie po IRI, aby ocenić postęp urazu i włóknienia.
    1. Znieczulaj myszy 3% izofluranem.
    2. Pobierz próbki krwi do analizy biochemicznej surowicy (jeśli jest to konieczne).
    3. Uśpij myszy przez zwichnięcie szyjki macicy.
    4. Szybko pobierz lewą (uszkodzoną) nerkę.
    5. Część tkanki nerkowej przekroj: jedną część zaszczepić w komercyjnym 4% paraformaldehydu do analizy histologicznej, a pozostałą tkankę natychmiast zamrozić w ciekłym azocie i przechowywać w temperaturze -80 °C do analizy molekularnej.
  2. Przetwarzanie tkanek i sekcjonowanie
    1. Odwodnij, oczyścij i osadz utrwalone tkanki w wosku parafinowym, ściśle stosując się do protokołu przetwarzania tkanek opisanego przez Feldmana iWolfe'a 8.
    2. Bloki parafiny przekrojaj o grubości 4 μm za pomocą rotacyjnego mikrotomu.
    3. Zamontuj fragmenty tkanek na szklanych szkiełkach i piecz je w 60 °C przez 2 godziny, aby zapewnić przyczepność tkanki.
  3. Barwienie hematoksyliną i eozyną (H&E)
    1. Odparafinizuj tkankowe szkiełki w ksylenie i nawilżaj je poprzez opadającą serię etanolu do wody destylowanej.
    2. Wykonaj barwienie H&E, aby ocenić uszkodzenia morfologiczne. Wykonaj etapy bejcowania i mycia dokładnie zgodnie ze standardowym protokołem Feldmana iWolfe'a 8.
    3. Odsusz, przeczyść i pokryć zabarwione szkiełka za pomocą żywicznego medium mocujących.
  4. Barwienie Trichrome Massona
    1. Odparaffiniuj i nawilżaj fragmenty tkanek do wody destylowanej.
    2. Nakładaj barwniki mordant, jądrowy, cytoplazmatyczny i kolagenowy kolejno, aby ocenić osadzanie kolagenu i włóknienie nerek. Postępuj zgodnie z dokładnymi czasami inkubacji odczynników i krokami mycia opisanymi przez islam i Kumar9.
    3. Płucz, odsuszaj, czyj i przykrywaj szkiełka do mikroskopowej oceny.
  5. Immunohistochemia (IHC)
    1. Odparaffiniuj i nawodnij fragmenty tkanek.
    2. Wykonaj pobieranie epitopów indukowanych ciepłem za pomocą buforu cytrynianu sodu o pojemności 10 mM zawierającego 0,05% Tween-20 (pH 6,0), zgodnie z zaleceniami Magaki i in.10.
    3. Blokuj aktywność endogennej nadtlenksydazy, inkubując fragmenty w nadtlenku wodoru 3%.
    4. Blokuj niespecyficzne miejsca wiązania za pomocą 5% surowicy bydłej albuminy w PBS przez 30 minut w temperaturze pokojowej.
    5. Inkubuj te fragmenty z głównym przeciwciałem antyalfa-mięśniowym aktyną (α-SMA) (rozcieńczenie 1:400) przez noc w temperaturze 4 °C.
    6. Umyj szkiełka i inkubuj je z przeciwciałem wtórnym przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej.
    7. Wizualizuj docelowy antygen za pomocą DAB i kontrastuj barwieniem hematoksyliną, stosując się do proceduralnych kroków przedstawionych przez Magaki i in.10.
    8. Odsusz, przeczyść i przykryć preparaty do końcowego obrazowania.

5. Analiza statystyczna

  1. Przedstawij wszystkie dane ilościowe jako średnią ± odchylenia standardowego (SD).
    UWAGA: Analizy statystyczne i generowanie grafów zostały wykonane przy użyciu oprogramowania GraphPad Prism w wersji 10.0. Różnice między wieloma grupami w porównaniu do jednej grupy kontrolnej (Sham) analizowano za pomocą zwykłej jednokierunkowej analizy wariancji (ANOVA), a następnie testu wielokrotnego porównania Dunnetta. Wartość P < 0,05 została uznana za statystycznie istotną (*P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001, ****P. < 0,0001). NS nie wykazuje istotnej różnicy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Przez cały okres eksperymentalny ogólny wskaźnik przeżycia wynosił 100% zarówno dla grupy Szam, jak i grupy uIRI (n = 4 na punkt czasowy). Nie zaobserwowano śmiertelności ani podczas początkowej operacji uIRI, ani podczas późniejszego opóźnionego zabiegu CNx. Ten wynik potwierdza wysoki profil bezpieczeństwa i niezawodność tego dwustopniowego protokołu w porównaniu z modelami obojstronnej niedokrwienia, które zazwyczaj cierpią na znaczną śmiertelność wywołaną moczką moczową.

Barwienie H&E, bar...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Niniejsze badanie opisuje standaryzowany protokół ustanowienia mysiego modelu miąższowo-miąższowej nerki przy użyciu uIRI, po którym następuje CNx wykonane 24 godziny przed końcowym punktem badania. Dynamiczne badania histopatologiczne wykazały wyraźne fazy patologiczne: ostra martwica rurkowa charakteryzująca się szczytową częstością występowania w ciągu 2–5 dni, następnie aktywna fibrogeneza i aktywacja miofibroblastów osiągające szczyt po 1–2 tygodniach, a co istotne, w tygodniach 3–4 tkanka przechodziła w fazę przewl...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy deklarują, że nie mają ze sobą rywalizujących interesów.

Podziękowania

Badanie to zostało wsparte przez Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (82373042), Wspólny Zespół Innowacji ds. Badań Klinicznych i Podstawowych (202409) oraz Fundację Nauk Przyrodniczych prowincji Shandong (ZR2022QH291, ZR2025MS1199).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Przeciwciało przeciw-alfa;-SMAProteintech14395-1-APPierwotne przeciwciało stosowane w IHC do wykrywania ekspresji &-SMA i oceny aktywacji miofibroblastów
Zestaw do testowania azotu z mocznika we krwi (BUN)Nanjing Jiancheng Biotechnology Research Institute Co., Ltd.C013-2-1Wykorzystywane do ilościowego określania poziomu BUN w surowicy w celu oceny funkcji pozostałości nerek
Zestaw do testowania kreatyniny (CRE)Nanjing Jiancheng Biotechnology Research Institute Co., Ltd.C011-2-1Wykorzystywane do ilościowego określania poziomu kreatyniny w surowicy w celu oceny pozostałej funkcji nerek
System znieczulenia gazowegoNanjing Calvin Biotechnology Co., Ltd.KW-MZJ-4Wyposażony w izofluran do znieczulenia ogólnego
Oprogramowanie GraphPad PrismGraphPad Software, Inc.Nie maWykorzystywane do analizy statystycznej i graficznej reprezentacji danych (https://www.graphpad.com)
Homeotermiczny System MonitorowaniaProwadzenie naukiCS-HS-0001Wyposażony w sondę odbytniczą do zamkniętego, ciągłego monitorowania i regulacji temperatury ciała
Oprogramowanie ImageJNarodowe Instytuty ZdrowiaNie maOprogramowanie open-source używane do morfometrycznej ilościowej części obszarów fibrotycznych i sygnału IHC
IzofluranRWD Life Science Co., Ltd R510-22Środek znieczulający stosowany podczas zabiegów chirurgicznych
Masson' Zestaw do barwienia trichromowegoBeyotimeC0189MAby ilościowo określić osadzanie kolagenu
Nieurazowy mikro-klips naczyniowyROBOZ SURGICAL INSTRUMENT CO.RS-5481TUżywana do zaciskania szypki nerki na 28 minut
Paraformaldehyd (4%)Beyotime Biotech IncP0099-100mlWykorzystywany do szybkiego utrwalania pobranych próbek tkanki nerki
Bufor cytrynianu sodu (10 mM, pH 6,0)Thermo Fisher Scientific Inc. 005000Stosowany do pobierania epitopów wywołanych ciepłem przed barwieniem immunohistochemicznym
Stereotakstyczny mikroskop chirurgicznyBeijing Zhongtian Guangzheng Technology Co., Ltd.TS-39NKWykorzystywane do przeprowadzania operacji IRI

Bibliografia

  1. Lameire, N. H., et al. Acute kidney injury: An increasing global concern. Lancet. 382 (9887), 170-179 (2013).
  2. Sharfuddin, A. A., Molitoris, B. A. Pathophysiology of ischemic acute kidney injury. Nat Rev Nephrol. 7 (4), 189-200 (2011).
  3. Eltzschig, H. K., Eckle, T. Ischemia and reperfusion--from mechanism to translation. Nat Med. 17 (11), 1391-1401 (2011).
  4. Bonventre, J. V., Yang, L. J. T. Cellular pathophysiology of ischemic acute kidney injury. J Clin Invest. 121 (11), 4210-4221 (2011).
  5. Venkatachalam, M. A., Weinberg, J. M., Kriz, W., Bidani, A. K. Failed tubule recovery, AKI-CKD transition, and kidney disease progression. J Am Soc Nephrol. 26 (8), 1765-1776 (2015).
  6. Ferenbach, D. A., Bonventre, J. V. J. N. R. N. Mechanisms of maladaptive repair after AKI leading to accelerated kidney ageing and CKD. Nat Rev Nephrol. 11 (5), 264-276 (2015).
  7. Wei, Q., Dong, Z. J. Mouse model of ischemic acute kidney injury: Technical notes and tricks. Am J Physiol Renal Physiol. 303 (11), F1487-F1494 (2012).
  8. Feldman, A. T., Wolfe, D. Tissue processing and hematoxylin and eosin staining. Methods Mol Biol. 1180, 31-43 (2014).
  9. Islam, M. A., Kumar, S. Masson's trichrome staining technique to evaluate tissue fibrosis. Methods Mol Biol. 2983, 91-100 (2026).
  10. Magaki, S., Hojat, S. A., Wei, B., So, A., Yong, W. H. An introduction to the performance of immunohistochemistry. Methods Mol Biol. 1897, 289-298 (2019).
  11. Marschner, J. A., Schäfer, H., Holderied, A., Anders, H. J. Optimizing mouse surgery with online rectal temperature monitoring and preoperative heat supply: Effects on post-ischemic acute kidney injury. Plos One. 11 (2), e0149489(2016).
  12. Lu, X., et al. C57BL/6 and 129/Sv mice: genetic difference to renal ischemia-reperfusion. J Nephrol. 25 (5), 738-743 (2012).
  13. Wei, Q., Wang, M. H., Dong, Z. J. Differential gender differences in ischemic and nephrotoxic acute renal failure. Am J Nephrol. 25 (5), 491-499 (2005).
  14. Skrypnyk, N. I., Harris, R. C., de Caestecker, M. P. Ischemia-reperfusion model of acute kidney injury and post injury fibrosis in mice. J Vis Exp. (78), e50495(2013).
  15. Chou, Y. H., et al. Methylation in pericytes after acute injury promotes chronic kidney disease. J Clin Invest. 130 (9), 4845-4857 (2020).
  16. La Russa, A., et al. Kidney fibrosis and matrix metalloproteinases (MMPs). Front Biosci (Landmark Ed). 29 (5), 192(2024).
  17. Fu, Y., et al. Rodent models of AKI-CKD transition. Am J Physiol Renal Physiol. 315 (4), F1098-F1106 (2018).
  18. Soranno, D. E., et al. Matching human unilateral AKI, a reverse translational approach to investigate kidney recovery after ischemia. J Am Soc Nephrol. 30 (6), 990-1005 (2019).
  19. Lourenço, B. N., et al. Development of a model of tubulointerstitial fibrosis using transient unilateral renal ischemia and delayed contralateral nephrectomy in domesticated cats. Comp Med. 74 (4), 274-283 (2024).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

ostre uszkodzenie nerekprzewlekła choroba nerekzanik cewekwłóknienie śródmiąższoweocena histologicznaocena immunohistochemiczna
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.