W łonie matki Model płodu Lamb dotyczący niedrożności napływu mitralnego w celu wywołania hipoplastycznej fizjologii podobnej do zespołu lewego serca

Podsumowanie

Protokół ten opisuje model Lamba płodowego w wieku płodu, polegający na obturacji przepływu mitralnego z wykorzystaniem balonowego ograniczenia przepływu do lewego przedsionka do wywołania hipoplastycznej fizjologii podobnej do zespołu lewego serca, z ciągłym monitorowaniem hemodynamicznym i udoskonalonymi technikami implantacji balonów lewoprzedsionkowych.

Streszczenie

Zespół hipoplastycznego lewego serca (HLHS) to ciężka wrodzona wada serca, charakteryzująca się niedorozwojem lewej komory (LV), zastawki mitralnej, zastawki aorty aortowej oraz aorty wstępującej. Opierając się na teorii "brak przepływu, brak wzrostu", protokół ten opisuje powtarzalny model owiec płodu, który ogranicza napływ mitralny, aby utrudnić wzrost LV w macicy. Około 120 dni ciąży wykonuje się laparotomię matki i histerotomię, a następnie lewą torakotomię płodu. Cewnik balonowy jest wprowadzany do lewego przedsionka (LA), który podczas operacji pozostaje opróżniony, a następnie napompowany mniej więcej od trzeciego dnia po operacji, aby ograniczyć dopływ mitralny aż do znacznego zmniejszenia lub zniesienia przepływu przedniegorzędnego w aorcie wstępującej, co potwierdza sonda przepływu po rekonwalescencji matki. Zmiany hemodynamiczne są nieustannie monitorowane za pomocą ciśnienia tętniczego w tętnicy płodu oraz sondy przepływu aorty wznoszącej. Płody są przechowywane przez okres do trzech tygodni i poddawane sekcjom zwłok. Kluczowe kroki obejmują bezurazowe umieszczenie i zabezpieczenie sondy przepływu aorty oraz balonu LA u delikatnego płodu, a także skrupulatne zapobieganie utracie płynu owodniowego przed i po zamknięciu macicy. Model ten stanowi platformę do badania mechanizmów HLHS, walidacji biomarkerów obrazowania, oceny interwencji terapeutycznych prenatalnych lub okołoporodowych oraz kierowania opracowywaniem strategii profilaktycznych.

Wprowadzenie

Zespół hipoplastycznego lewego serca (HLHS) to ciężka postać wrodzonej wady serca, charakteryzująca się niedorozwojem struktur lewego serca oraz aorty¹. Ponieważ mała lewa komora (LV) nie jest w stanie obsługiwać perfuzji systemowej, krążenie staje się zależne od prawej komory, co skutkuje fizjologią pojedynczej komory. W związku z tym HLHS zazwyczaj wymaga serii etapowych operacji na otwartym sercu.

Etiologia HLHS jest wieloczynnikowa, a zarówno czynniki^{genetyczne 2,3,} jak i zmiany w mechanicznym przepływie krwi embrionalnej ^3,4,5,6,7,8 są uznawane za główne czynniki przyczyniające się do rozwoju choroby. Ostatnio interwencje płodowe mające na celu modyfikację przepływu krwi w celu wspierania wzrostu LV wzbudziły^{coraz większą} uwagę^{, co} podkreśla krytyczną potrzebę modeli HLHS dla dużych zwierząt, aby poprawić mechanistyczne zrozumienie i wspierać rozwój strategii terapeutycznych.

Owce płodowe są często wykorzystywane do modelowania wrodzonych wad serca u ludzi, ponieważ tolerują przewlekłe instrumentacje i zabiegi chirurgiczne oraz mają rozmiar ciała przy urodzeniu podobny do noworodków ludzkich¹¹. Chociaż modele świń są szeroko stosowane w badaniach sercowo-naczyniowych i bardziej przypominają ludzkie serce pod pewnymi względami genetycznymi i anatomicznymi, są trudne do opanowania, gdy potrzebne są pozacielesne kable, ponieważ mogą się pociągać lub plątać w zewnętrzne linie. Dlatego w badaniach wymagających przewlekłych, zewnętrznych kabli elektrycznych i/lub cewników monitorujących ciśnienie, często preferowane są owce lub bydło. Te przeżuwacze są zazwyczaj spokojniejsze niż świnie i łatwiej je nimi zarządzać w ograniczonych warunkach.

Obecnie próby odtworzenia fenotypu HLHS na dużych zwierzętach są głównie wykorzystywane w modelach owiec płodu w macicy. Serce owiec bardzo przypominają ludzkie serca, z czterokomorową konfiguracją, strukturą zastawki przedsionkomorowej i półksiężycowej oraz podobnymi wzorami tętnic wieńcowych. Pierwszy model płodowego jagnięcia HLHS został przedstawiony przez Fishmana i ^in.12 w latach 70., a kolejne modele opracowano ponad cztery dekady później. Stosowano kilka metod indukujących niedrożność dopływu mitralnego oraz wywołanie hipoplazji LV u jagniąt płodowych ^7,8,13, w tym w przypadku macicy (w matce). Zgryzanie otworu owalnego płodu za pomocą stentu⁷, zatkanie dopływu LV za pomocą platynowych spirali umieszczonych nad zastawką mitralną⁸ oraz wprowadzenie i napompowanie cewnika balonowego w lewym przedsionku (LA) w celu zablokowania dopływu mitralnego¹³. Jednak wskaźniki przeżycia (do określonego punktu końcowego po operacji) pozostają stosunkowo niskie, wahają się od 42%^8,13 do 58%^7, co podkreśla potrzebę stosowania bezpieczniejszych i mniej inwazyjnych metod.

Model opisany tutaj wykorzystuje nadmuchiwanie balonu lewego przedsionka do blokowania dopływu mitralnego i stanowi obiecujące eksperymentalne podejście do indukowania fizjologii podobnej do HLHS oraz testowania interwencji mających na celu odwrócenie obciążenia LV. Jednak, podobnie jak w przypadku innych modeli płodu jagnięc, stosunkowo niskie wskaźniki przeżywalności pozostają istotnym ograniczeniem. Dlatego konieczne jest dalsze chirurgiczne udoskonalanie w kierunku mniej inwazyjnych technik. Niniejsze badanie opisuje metody poprawy bezpieczeństwa i wykonalności implantacji balonów z LA u przewlekłych płodowych jagniąt. Głównym naciskiem jest wykonalność i bezpieczeństwo operacji; chociaż dane długoterminowe pozostają ograniczone, model ten może być przydatny do badania mechanizmów zaburzonego rozwoju LV oraz do opracowywania strategii terapeutycznych.

Protokół

Ten protokół eksperymentalny został zatwierdzony przez Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt Instytucjonalnych Instytutu Badawczego im. Abigail Wexner w Nationwide Children's Hospital (AR24-00184). Wszystkie procedury były zgodne z wytycznymi zawartymi w National Institutes of Health Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. Badanie to było zgodne z wytycznymi ARRIVE (Animal Research: Reporting of In Vivo. Eksperymenty). Owce w ciąży dorset (65–79 kg, 117–120 dni ciąży) były trzymane w specyficznym środowisku wolnym od patogenów z dostępem do jedzenia i wody przez co najmniej tydzień przed operacją. Sprzęt użyty w tym badaniu jest wymieniony w Tabeli Materiałów.

Kryteria humanitarnego punktu końcowego:

Powikłania związane z konserwacją linii.

Cewniki i przewód sondy przepływowej wprowadzane do płodu są zewnętrznie przenoszone przez macicę i bok owcy oraz zabezpieczane na zewnątrz ciała. Te zewnętrzne linie mogą zostać zatkane z powodu zakrzepicy lub zagięć, albo mogą zostać przesunięte przez ruch zwierzęcia. Powstałe powikłania mogą obejmować infekcję lub poważne krwawienie. Objawy powikłań obejmują brak powrotu krwi podczas pobierania próbek, uporczywe błędy monitorowania, niemożność wstrzyknięcia przez linię, przesunięcie linii oraz poważne krwawienie. Zatory mogą pozostać na miejscu, jeśli nie ma oznak infekcji lub krwawienia. W przypadkach niekontrolowanego krwawienia po usunięciu linii lub wyraźnych oznak infekcji związanych z zatkaną linią, owca i płody zostaną uśpione.

Przedwczesny poród.

Przedwczesny poród może wystąpić na każdym etapie ciąży i jest bardziej prawdopodobny po interwencji serca płodu. Wczesne objawy to obrzęk sromu i relaksacja. Pojawienie się worka owodniowego wskazuje na rychły poród, który zazwyczaj następuje w ciągu 30 minut od pęknięcia. Jeśli zauważą się oznaki przedwczesnego porodu, owca i płody zostaną uśpione, aby zakończyć eksperyment i przejść do sekcji zwłok.

Śmierć płodu.

Śmierć płodu może wystąpić na każdym etapie ciąży, szczególnie po interwencji serca płodu. Chociaż śmierć płodu często prowadzi do przedwczesnego porodu, może również prowadzić do ogólnoustrojowej infekcji u owcy. Jeśli owca wykazuje wyraźne oznaki postępu porodu lub jeśli płód zostanie uznany za niezdolny do życia, przeprowadza się zabieg terminalny, a owca i płody zostaną uśpione.

Aborcja z dystocją po śmierci płodu.

Jeśli jeden płód umrze, a współbliźniak przeżyje, zatrzymanie zmarłego płodu może zwiększyć ryzyko aborcji z dystocją lub bez. Może to objawiać się zmianami w parametrach życiowych lub pobudzeniem u owcy. Jeśli wystąpi dystocja, owca i płody zostaną uśpione, aby zakończyć eksperyment i przejść do sekcji zwłok.

Ogromne krwawienie matki.

Owca w ciąży może doświadczyć krwotoku jako powikłania nacięcia macicy lub jamy brzusznej. Objawy to krwawienie z pochwy, ospałość oraz utrzymujące się nieprawidłowości w parametrach życiowych. Ciężkie krwotok może prowadzić do powstawania krwiaka lub wstrząsu. Jeśli utrata krwi uniemożliwia utrzymanie fizjologicznego średniego ciśnienia tętnicowego lub jeśli tachykardia utrzymuje się mimo interwencji i zaobserwowane są oznaki zbliżającego się załamania układu sercowo-naczyniowego, przeprowadza się eutanazję.

Uszkodzenia lub migracja balonów.

Uszkodzenie lub przemieszczenie balonu może skutkować nieskutecznym zasłoną dopływu LV. Prosta deflacja balonu spowodowana uszkodzeniem może nie wywołać objawów klinicznych, jeśli hemodynamika płodu pozostaje stabilna. Jeśli wypchnięcie nastąpi w konfiguracji wewnątrz-LA, może dojść do krwawienia wewnątrzklatkowego i śmierci płodu. W przypadkach znacznego krwawienia prowadzącego do śmierci płodu, owca i płody zostaną uśpione.

Rozwinięcie miejsca operacji i/lub infekcja rany.

Rozprzestrzenianie się miejsca operacji zazwyczaj następuje 5–8 dni po operacji i może objawiać się infekcją, martwicą tkanek lub przepukliną narządów wewnętrznych. Infekcje ran mogą wystąpić w ciągu kilku tygodni po operacji. Jeśli interwencja jest wykonalna, zostanie zapewnione leczenie; Jeśli stan stanie się zagrażający życiu, rozważa się eutanazję.

1. Przygotowanie zwierząt

1. Pobierz krew z żyły szyjnej owcy, aby potwierdzić negatywność na gorączkę Q po przybyciu.
2. Przyzwyczaj owce do stojaka do ciągłego monitorowania po operacji.
3. Ocenę owcy przez zespół weterynaryjne na tydzień przed operacją. Szybkie szybkie zdrowe zwierzęta przez noc przed znieczuleniem.
4. Podaj diazepam (0,5 mg/kg) oraz ketaminę (4 mg/kg) przez żyłę szyjną wewnętrzną w celu uspokojenia.
5. Intubuj owcę rurką endotchawiczną o średnicy 8–9 mm i pojedynczym lumenem i rozpocznij znieczulenie izofluranem (1%–5%). Utrzymuj znieczulenie izofluranem (1%–5% tlenu) lub ciągłą infuzją propofolu (zaczynając od 30 mg/kg/h; zakres: 20–45 mg/kg/h).
6. Wprowadź rurkę orogastryczną, aby rozluźnić żołądek i żwacz.
7. Do żyły głowowej lub szyjnej należy wprowadzić cewnik żylny o pojedynczym lumenie (16–18G) do podania płynu, infuzji propofolu oraz podawania leków w razie potrzeby.
8. Umieść linię tętniczą (22–24G) w tętnicy usznej, udowej lub promieniowej w celu ciągłego monitorowania ciśnienia krwi i pobierania próbek krwi.
9. Ogol całą okolicę brzucha, sięgając do okolic grzbietowej i pachwinowej. Przygotuj miejsce operacji za pomocą chlorheksydyny, povidonu jodu lub alkoholu.
10. Przenieś owce na salę operacyjną. Umieść zwierzę w pozycji leżącej na stole chirurgicznym i umieść pod owcą urządzenie grzewcze, aby zapobiec hipotermii. Zabezpiecz wszystkie kończyny.
11. Załóż nieinwazyjne monitory, w tym mankiet do pomiaru ciśnienia krwi na prawej kończynie przedniej, pulsoksymetr na uchu lub języku oraz elektrokardiogram do monitorowania ciśnienia krwi matki, saturacji tlenu i tętna.
12. Podawaj cefazolinę (50 mg/kg) w celu profilaktyki antybiotykowej przed nacięciem. Powtarzaj co 4 godziny podczas zabiegu, w razie potrzeby.

2. Laparotomia i histerotomia owcy oraz torakotomia płodu

1. Wykonaj laparotomię środkową, aby odsłonić macicę. Palpuj macicę i policz liczbę płodów.
2. Delikatnie zewnętrznij macicę. Wybierz miejsce histerotomii o wymiarach około 10–15 cm, w zależności od wielkości płodu.
3. Przed histerotomią załóż szew z torebką (1 wchłaniający się pleciony szew), aby kontrolować wyciek płynu owodniowego. Otwieraj ścianę macicy warstwa po warstwie za pomocą elektrokauteryzacji.
4. Umieść cztery klamry Babcocka wzdłuż nacięcia macicy, aby zabezpieczyć wszystkie warstwy i zapobiec utracie płynu owodniowego. Upewnij się, że błona owodniowa (najgłębsza warstwa) jest uwzględniona.
5. Umieść ciągły szew powtarzający się wzdłuż krawędzi nacięcia, używając jedwabiu 2-0, aby utrzymać przyleganie błony owodniowej do ściany macicy.
6. Delikatnie zewnętrznie wyciągnij główkę płodu i zabezpiecz szew maciczny-torebkowy za pomocą hemostatu (Rysunek 1A). Przykryj twarz płodu niestandardową plastikową osłoną z otworem na sondę do echokardiografii śródsercowej (ICE), aby utrzymać wilgoć.
7. Stabilizuj główkę płodu gazą, aby utrzymać pozycję na plecach.
8. Wprowadź sondę ICE do przełyku płodu przez usta i wykonaj echokardiografię przełyku przełykową (TEE) (Rysunek 1A).
9. Wykonaj podstawowe pomiary echokardiograficzne.
   UWAGA: Ocena echokardiograficzna na bazie obejmuje jakościową ocenę anatomii serca i kurczliwości komory, a także ilościowe pomiary wielkości komory komorowej i funkcji skurczowej, gdy jakość obrazu jest wystarczająca.
10. Podaj do uda płodu mieszankę leków domięśniowych zawierającą środek przeciwbólowy, antycholinergiczny oraz środek blokujący neuromięśnie (fentanyl 20 μg/kg, atropina 20 μg/kg i wekuronium 20 μg/kg), aby zmniejszyć ruchy podczas operacji.
11. Wykonaj nacięcie szyi i odsłoń żyłę szyjną oraz tętnicę szyjną.
12. Należy wprowadzić cewnik wypełniony płynem do tętnicy szyjnej do monitorowania ciśnienia tętnicznego oraz kolejny do żyły szyjnej do centralnego pomiaru ciśnienia żylnego (Rysunek 1B).
    UWAGA: Zakończenie naczyń dystalnych podwiązuj i zabezpiecz cewniki dwoma szwami jedwabnymi 2-0.
13. Zamknąć nacięcie szyi za pomocą szwów 2-0 z jedwabiu, jednocześnie zewnętrznie wyprowadzając cewniki.
14. Wyrównaj dwie linie ciśnieniowe z dodatkową linią ciśnienia owodniowego i zabezpiecz je wzdłuż szyi płodu za pomocą szwów 3-0 z jedwabiu.
15. Odsłonić górną część ciała płodu, zwalniając szew z torebki macicy. Umieść szwy na keksofofie i grzbietowej stronie, aby zapewnić sobie pozycję.
16. Zabezpiecz głowę i kończyny przednie płodu gazą, aby ustawić płód w prawej pozycji bocznej dekubitu.
17. Wykonaj torakotomię płodu w czwartej przestrzeni międzyżebrowej i otwórz klatkę piersiową za pomocą rozpieracza żeber.
18. Otwórz osierdzie i zawiesz je szwami 4-0 jedwabnymi (warte), aby odsłonić lewy przedsionek (LA) i tętnicę płucną (PA).
19. Rozciąć tętnicę płucną i aortę wznoszącą się, otoczając każdą pętlą naczyniową.
20. Przeprowadź kabel sondy przepływowej o średnicy 6 mm przez drugą przestrzeń międzyżebrową i umieść ją wokół aorty wstępującej.
21. Potwierdź odpowiednią jakość sygnału, podłączając sondę do jednostki pomiaru przepływu.

3. Metoda implantacji balonowej 1: wewnątrz lewego przedsionka (LA) (płody starsze niż GA110)

1. Zacisnąć lewy przedsionek (LA) nieco powyżej bruzdy przedsionkowo-przedsionkowej za pomocą małego, skośnego zacisku naczyniowego (Rysunek 2A).
2. Na kończynie LA załóż szew typu purse string (6-0 polipropylenowy szew) i zabezpiecz go opaską uciskową.
3. Naciń ścianę LA w szwie na torebce cienkimi nożyczkami. Upewnij się, że otwór jest wystarczający do włożenia balonu.
4. Włóż specjalnie wykonany cewnik balonowy do LA. Przymocuj cewnik za pomocą wcześniej założonego szwu typu torebki i wzmocnij stabilizację dwoma dodatkowymi szwami jedwabnymi 4-0 (Rysunek 2B).
   UWAGA: Średnica balonu wynosi około 1,5 cm przy 5 mL oraz 2,7 cm przy 10 mL 30% gliceryny. Chociaż balon był testowany na stole, aby tolerować napompowanie do 17 mL, około 10 mL było praktycznym górnym limitem dla napompowania in vivo, ponieważ większe objętości mogą wskazywać na nieprawidłowe położenie lub nieszczelność oraz zwiększać ryzyko nadmiernego ucisku lub uszkodzenia tkanek.
5. Wykonaj echokardiografię przełykową (TEE), aby potwierdzić prawidłowe ustawienie balonu. Potwierdź, że balon leży na płaszczyźnie mitralnej i nie pozostaje w kończynie. Tymczasowo nadmuchać balon, aby potwierdzić funkcjonalną przeszkodę poprzez zmniejszenie napływu mitralnego na TEE oraz zmniejszenie lub zniknięcie przepływu aorty wstępującej przed przepływem na sondzie przepływowej, a następnie go spuścić z powietrza.
6. Luźno zamknij klatkę piersiową za pomocą trzech jedwabnych szwów 2-0. Unikaj uciskania cewnika balonowego.
7. Zewnętrznie przeprowadzić cewnik balonowy z jamy piersiowej do tej samej płaszczyzny podskórnej co kabel sondy przepływowej i sprowadzić oba na grzbietową skórę.
8. Przymocuj oba liny do skóry grzbietowej co najmniej w dwóch punktach za pomocą szwów jedwabnych 2-0 (zakotwicz skórę, zwiąż jeden kabel, zwiąż drugi kabel i ponownie zakotwicz skórę).

4. Metoda implantacji balonowej 2: poza lewym przedsionkiem (LA) (płody młodsze niż GA110)

1. Zwolnić zawieszenie osierdziowe wokół LA i oceń związek między osierdziem a ścianą LA (Rysunek 3).
2. Na cewniku balonowym załóż dwa szwy polipropylenowe 6-0 (jeden na końcówce, drugi u podstawy). Zakotwiczcie te szwy do osierdzia w odpowiednich miejscach.
   UWAGA: Ustaw balon w górnej części LA po zamknięciu osierdzia.
3. Zamknąć osierdzie luźno za pomocą szwów jedwabnych 2-0.
4. Reguluj pozycję balonu pod kierunkiem TEE, aby uzyskać odpowiednią kompresję LA. Upewnij się, że nadmuchany balon ściska LA od strony ogonowej, a nie tylnej. Tymczasowo napompuj balon, aby potwierdzić efekt hemodynamiczny, a następnie go spuścić.
   UWAGA: Odpowiednia kompresja definiowana jest jakościowo jako widoczne zmniejszenie wielkości LA i dopływu mitralnego na TEE bez kompresji sąsiednich struktur, a funkcjonalnie jako redukcja lub zniknięcie wstępującego przepływu aorty antegrade na sondzie przepływu.
5. Luźno zamknij klatkę piersiową za pomocą trzech jedwabnych szwów 2-0. Unikaj uciskania cewnika balonowego.
6. Zewnętrznie przeprowadzić cewnik balonowy z jamy piersiowej do tej samej płaszczyzny podskórnej co kabel sondy przepływowej i sprowadzić oba na grzbietową skórę.
7. Przymocuj oba liny do skóry grzbietowej co najmniej w dwóch punktach za pomocą szwów jedwabnych 2-0 (zakotwicz skórę, zwiąż jeden kabel, zwiąż drugi kabel i ponownie zakotwicz skórę).

5. Zamknięcie histerotomii i laparotomii z eksternalizacją kabli i cewników

1. Delikatnie przenieś płód do macicy. Zachowaj jak najwięcej płynu owodniowego i jak najwięcej łożysk.
2. Zdejmij szew z torebki i jeden z jedwabiu 2-0 do powrotu. Usuń wszystkie resztki szwu z nacięcia macicy.
3. Zamknij macicę za pomocą wchłanianych szwów plecionych w trzech ciągłych warstwach: materac poziomy, nastawiony i zakrywający.
   UWAGA: Zewnętrznie złóż trzy linie ciśnienia, kabel sondy przepływowej oraz cewnik balonowy między warstwami szwów (Rysunek 4).
4. Podawaj antybiotyki (ampicylina 500–1000 mg oraz ciprofloksacyna 2 mg) do pęcherza owodniowego za pomocą cewnika ciśnieniowego owodniowego, aby zmniejszyć ryzyko zakażenia wewnątrzowodniowego po histerotomii, torakotomii płodu oraz przewlekłej eksternalizacji cewnika/kabla.
5. Wróć macicę do jamy brzusznej.
6. W powięzi brzusznej 2–3 cm na prawo od linea alba umieść szew z torebki i przeprowadź przewody przez otwór.
7. Reguluj długość przewodu w brzuchu i zabezpiecz szew na sznurku torebki przy powięzi. Pozwalać na niewielką ruchomość lin; Nie dokręcaj za bardzo.
8. Włóż specjalnie wykonane urządzenie tunelowe do tkanki podskórnej prawej strony owcy i przesuń je w kierunku okolicy grzbietowej na około 50–60 cm.
9. Zidentyfikuj miejsce wyjścia. Zrób małe nacięcie skórne na dalszym końcu urządzenia tunelującego i usuń wewnętrzne jądro.
10. Przeprowadź dwie dodatkowe rurki PVC przez urządzenie tunelujące. Połącz trzy przewody ciśnieniowe i cewnik balonowy z jedną rurką PVC, a następnie przeciągnij je przez tunel.
11. Podłącz kabel sondy przepływowej do drugiej rury PVC i zewnętrznie ją przenieś przez tunel.
12. Usuń urządzenie tunelujące ze skrzydła.
13. Zamknąć laparotomię w trzech warstwach: powięzi, tkankę podskórną i skórę, stosując odpowiednie szwy.
14. Częściowo zamknąć miejsce wyjścia kabla za pomocą szwu 3-0 poliglaktyny 910.
15. Przymocuj sakiewkę do przechowywania na prawym boku owcy, używając 0 plecionych szwów poliesterowych. Umieść sakiewkę 2–3 cm grzbietowo, od miejsca wyjścia kabla, aby zminimalizować tarcie. Całkowity czas operacji wynosi zazwyczaj 4–4,5 godziny od nacięcia do zamknięcia skóry.

6. Odbudowa

1. Odłóż znieczulenie i usuń rurkę orogastryczną. Ekstubuj owcę po potwierdzeniu spontanicznego oddychania.
   UWAGA: Ekstubacja zazwyczaj następuje po oznakach pobudzenia, takich jak ruchy szyi, mruganie, napięcie szczęki i żucie.
2. Usuń linię tętniczą od owcy.
3. Przenieś owcę do odosobnionego miejsca do odzyskania. Pomóż zwierzęciu przejść do pozycji piersiowej, aż będzie mogło samodzielnie stać i chodzić.
4. Podawaj domięśniową buprenorfinę (0,015–0,05 mg/kg) co 8–12 godzin w celu leczenia zmartwienia pooperacyjnego. Podawaj meloksykam (0,3–1 mg/kg) w razie potrzeby, zgodnie z zaleceniami weterynaryjnymi.
5. Przez pierwsze 3 dni ostrego okresu rekonwalescencji należy uważnie obserwować owcę w indywidualnym wybiegu.

7. Przewlekłe mieszkanie i ocena

1. Trzymaj owcę w niestandardowym słupku zaprojektowanym, aby umożliwić ciągłe monitorowanie hemodynamiczne przy jednoczesnym minimalizowaniu stresu.
2. Podłącz zewnętrzne cewniki do systemów monitorowania. Nieprzerwanie mierz ciśnienie w aorcie płodu, ciśnienie żylne centralne, ciśnienie płynu owodniowego oraz przepływ w aorcie.
3. Pobierz próbki gazogramów z krwi płodu z cewnika tętnicznego, gdy zaobserwowane są nieprawidłowe wartości hemodynamiczne.
4. Rozpocznij nadmuchiwanie balonem około 3. dnia po operacji, używając sterylnej 30% gliceryny. Zwiększ objętość balonu o 1 mL/dzień. Po każdym zwiększeniu 0,5 mL monitoruj hemodynamiczną odpowiedź płodu przez co najmniej 5–10 minut, aby zapewnić stabilność, w tym brak bradykardii lub średniego ciśnienia tętnicznego poniżej 30 mm Hg. Kontynuuj inflację, aż przedwstępujący przepływ aorty zostanie obniżony do zera.
5. Jeśli nie osiągnie się zerowego przepływu antegrade przez 10 mL napompowania balonu, można podejrzewać nieszczelność lub nieprawidłowe ustawienie balonu, zamiast kontynuować inflację do maksymalnej pojemności balonu testowanej na poziomie laboratoryjnym. Opróżnij balon i oceniaj obecność nieszczelności lub przemieszczeń za pomocą inspekcji cewnikowej lub obrazowania ultrasonografii.

8. Sekcja zwłok

1. Odłącz cewniki monitorujące i kabel sondy przepływowej i schowaj je w zewnętrznej ładownicy.
2. Uśpij i intubuj owcę. Utrzymuj znieczulenie i wprowadzaj rurkę orogastryczną oraz cewniki naczyniowe, stosując ten sam protokół co podczas pierwszej operacji.
3. Przenieście owcę do sali operacyjnej. Ułóż zwierzęta na plecach na stole chirurgicznym i umieść urządzenie grzewcze pod owcą. Zabezpiecz wszystkie kończyny.
4. Stosuj nieinwazyjne monitory zgodnie z początkowym zabiegiem.
5. Podłącz ponownie cewniki ciśnieniowe i sondę przepływową do systemu monitorowania.
6. Ponownie otwórz poprzednią laparotomię i nacięcie macicy. Zewnętrznie eksperymentalnego płodu.
7. Stabilizuj główkę płodu gazą, aby utrzymać pozycję na plecach.
8. Wprowadź sondę echokardiografii śródsercowej (ICE) do przełyku płodu przez usta i wykonaj echokardiografię przełykową (TEE).
9. Zrób zdjęcia położenia balonu oraz zbierz dane echokardiograficzne, przepływowe i ciśnieniowe. Opróżnij balon i powtórz pomiary.
10. Podaj heparynę (10 000 U) płodowi. Podwiązać pępowinę i wstrzyknąć nasycony chlorek potasu do żyły pępowinowej, aby zatrzymać działanie serca w stanie rozgoru.
11. Usuń eksperymentalny płód. Ponownie otwórz jamę piersiową i oceń położenie, migrację oraz oznaki infekcji balonu.
12. Wyciąć serce, zmierzyć masę serca i pobrać próbki tkanek mięśnia sercowego.
13. Powtórz kroki 8.6–8.12 dla płodu kontrolnego.
14. Uśpij owcę za pomocą pentobarbitalu sodu pod narkozą.

Wyniki

Wyniki operacji

Łącznie trzy owce noszące bliźnięta przeszły laparotomię i histerotomię. Trzy płody (po jednym z każdej owcy) przeszły implantację balonową, podczas gdy współbliźniaki pełniły funkcję kontroli. Zabiegi wykonywano w wieku ciążowym 119 ± 1,4 dnia, przy masie ciała matki 73 ± 4,2 kg.

Wszystkie trzy eksperymentalne płody przeżyły co najmniej tydzień bez powikłań chirurgicznych podczas zabiegu lub ostrej fazy rekonwalescencji. Nie wykryto...

Dyskusja

Model płodowego jagnięcia z przeszkodą przepływu mitralnego z użyciem balonu wprowadzonego do lewego przedsionka (LA) był wcześniej opisany¹³; jednak kluczowym ograniczeniem był krótki czas trwania ograniczenia napływu mitralnego. Sugerowano, że dłuższe okresy ograniczonego dopływu lewej komory (LV) wywołują bardziej wyraźne zmiany podobne do HLHS ^8,13. Dlatego konieczne jest wszczepienie balonu z LA we wcześniejszym wiek...

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule

Nazwa	Firma	Numer katalogowy	Komentarze
0 Szew Ti-Cron	Covidien	88863374-62	By przymocować sakiewkę na prawym boku owcy
1 Szew polisorb	Covidien	CL-932	Szew na torebce na macicy i zamknięcie macicy
16 G dożylnie cewnik	BD	382259	Do podawania płynów i leków
2-0 jedwab perma-hand (bez igły)	Ethicon	A185H	Do podwiązania naczyń krwionośnych oraz do utrwalania cewników ciśnieniowych w naczyniach płodu
Szew jedwabny 2-0	DemeTECH	SK262026B0P	Do przymocowania cewników i kabli przy skórze płodu oraz zamknięcia klatki piersiowej i skóry płodu
22 G cewnik wewnątrznaczyniowy	BD	381423	Do monitorowania ciśnienia tętnicznego
Szew jedwabny 3-0	Ethicon	K832H	Do naprawy cewników i kabli przy skórze płodu
3-0 Vicryl plus	Ethicon	VCP944H	Laparotomia i zamknięcie owcy
Szew jedwabny 4-0	Covidien	GS-64-M	Do szwów na osierdziu płodu
Sonda przepływowa 6 mm	Transonic System Inc. (ADInstruments)	6PSS	Do pomiaru przepływu krwi
Szew Prolene 6-0	Ethicon	8805H	Szew na lewym przedsionku płodu
Szew 7-0 Prolene	Ethicon	8702H	Szew sznurkiem na lewym przedsionku płodu i zatrzymanie krwawienia z tkanek płodu
70% izoptopylowy alchohol	Aspen Vet	11795782	Miejscowy roztwór czyszczący
Cewnik ultrasonograficzny Acuson Acunav	Johnson& Johnson	IPX8	Sonda echokardiografii wewnątrzsercowej do wykonania echokardiografii przełyku płodu
Ampicylina	Hospira Pharmaceuticals	Apteka	Profilaktyka antybiotykowa
Atropina	Hospira Pharmaceuticals	Apteka	Aby zapobiec bradikardii płodowej
Kleszcze tkankowe Babcocka	NIEZDARNE Materiały Medyczne	1100-FCP-03	Trzymać ścianę macicy
Cewnik balonowy	Ręcznie robione		Aby zablokować przepływ krwi do lewej komory płodu
Igła do napełniania bez przepustki 18G	Medline	SYR110021Z	Do połączenia rurki PVC V8 z cewnikem infuzyjnym lub łącznikami męsko-męskimi
Igła blant 25G	Technologie infuzji SAI	B25-50	Aby podłączyć rurkę PVC Gilsona do cewnika infuzyjnego lub łączników męsko-męskich
Mankiet do pomiaru ciśnienia	Królewskie Pilipy	989803000000	Nieinwazyjne monitorowanie ciśnienia krwi
Buprenorfina	Hospira Pharmaceuticals	Apteka	Kontrola bólu pooperacyjnego: stężenie 0,3 mg/mL, dawka 0,03 mg/kg
Ołówek kauteryjski	Medline	ESRK3002L	Do cięcia i sekcji za pomocą elektrokauteryzacji
Cefazolin	Hospira Pharmaceuticals	Apteka	Profilaktyka antybiotykowa
Adaptery do lokalizacji wtrysku Centurion Heplock	Medline	HL50LT100	Do zakręcenia linii ciśnieniowych oraz do zastrzyków lub pobierania krwi
Chloraprep	BD	930825	Miejscowy środek antyseptyczny
Cyprofloksacyna	Hospira Pharmaceuticals	Apteka	Profilaktyka antybiotykowa
Oczyść typu Cooley bulldog – zacisk na statku & nbsp;	NAZMED SMS SDN BHD	SMS-05-7237	Do zaciskania lewego przedsionka płodu
Symulator i tester przetwornika DELTA-CAL	ADInstrumenty	MLA6595	Symulator/tester przetwornika ciśnienia
Elektrody EKG	3M	2570	Monitorowanie EKG
Rurka tchawicowa, rozmiar 8-9	Covidien	86452, 86114 lub 86454	Aby zabezpieczyć drogi oddechowe
Jednostka pomiaru przepływu	Transonic System Inc. (ADInstruments)	TS420	Do pomiaru przepływu krwi
Pompa Gilsona	Gilson. Inc	F155006	Do precyzyjnej, ciągłej infuzji niewielkiej ilości płynu dla płodów
Heparyna	Hospira Pharmaceuticals	Apteka	Antykoagulant: 1 000 jednostek USP/mL
Izofluran	Baxter Healthcare Corporation	Apteka	Znieczulenie: dawka 1-5%
Laparotomia z woreczkami	Medline	AAMI PB70	Sterylna tkanina
Adapter M/M	Medline	DYNJADAPMM	Adapter męski-męski do cewników ciśnieniowych
Rurka orugastrowa	Jorgensen Lab, Inc.	J0348R	Do dekompresji żołądka i żwacza
Plastikowa zacisk z rurką zakrywającą (hemostat)	Kardynał Zdrowia	X0029XO5ET	Dla zacisku rurkowego cewników ciśnieniowych i cewnika balonowego
Chlorek potasu	Hospira Pharmaceuticals	Apteka	Zatrzymać serce płodu w rozgoru
System PowerLab (interfejs instrumentów, wzmacniacz czteromostkowy)	ADInstrumenty	FE224, PLCF1/4	Rejestrowanie ciśnień, przepływu krwi, tętna
Zestaw osłon sondy	Medline	DYNJE5930	Sterylna pokrywa sondy echokardiograficznej
Propofol	Fresenius Kabi	Apteka	Znieczulenie: stężenie 10 mg/mL, dawka 20-45 mg/kg/godz.
Pulsoksymetr lingwalny klip	Nellcor	PO736	Do monitorowania pulsoksmetrii
Rurki PVC do pompy Gilson (pomarańczowo-zielone)	Gilson. Inc	F117933	Do rur pomp Gilson
Rozciągacz żeber dla noworodka	Republika Chirurgiczna	550-020-030	Na torakotomię płodu
Ostrze skalpela #10	Bard-Parker	371610	Dla nacięć skórnych owcy
Pentobarbital sodu	Hospira Pharmaceuticals	Apteka	Na eutanazję owcy
Urządzenie tunelujące (metalowa rura okrągła)	Everbilt	Nie ma	Aby zewnętrznie zamontować kable i cewniki na bok owcy
Taśma pępowinowa	McKesson	894782	Do podwiązania pępowiny podczas sekcji zwłok
Rurka PVC V8 (mikrorurka medyczna)	Scientific Commodities, Inc.	BB31785-V/8	Cewnik wypełniony płynem do monitorowania ciśnienia płodu
Vecuronium	Hospira Pharmaceuticals	Apteka	Aby zapobiec ruchom płodu podczas operacji
Żyła pickupa	Fisher Scientific	50-19506098	Wprowadzanie linii ciśnieniowych do naczyń
Pętla statku	Medline	DYNJVL03	Do utrzymania aorty wstępującej i głównej tętnicy płucnej
Koc grzewczy	Jorgensen Lab, Inc.	J1034B	Aby utrzymać temperaturę ciała zwierzęcia