Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

W łonie matki Model płodu Lamb dotyczący niedrożności napływu mitralnego w celu wywołania hipoplastycznej fizjologii podobnej do zespołu lewego serca

195 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/70599

⸱

2 czerwca 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Center for Regenerative Medicine, Research Institute at Nationwide Children's Hospital, 2Department of Pediatrics, Ohio State University College of Medicine

W tym artykule

Podsumowanie

Protokół ten opisuje model Lamba płodowego w wieku płodu, polegający na obturacji przepływu mitralnego z wykorzystaniem balonowego ograniczenia przepływu do lewego przedsionka do wywołania hipoplastycznej fizjologii podobnej do zespołu lewego serca, z ciągłym monitorowaniem hemodynamicznym i udoskonalonymi technikami implantacji balonów lewoprzedsionkowych.

Streszczenie

Zespół hipoplastycznego lewego serca (HLHS) to ciężka wrodzona wada serca, charakteryzująca się niedorozwojem lewej komory (LV), zastawki mitralnej, zastawki aorty aortowej oraz aorty wstępującej. Opierając się na teorii "brak przepływu, brak wzrostu", protokół ten opisuje powtarzalny model owiec płodu, który ogranicza napływ mitralny, aby utrudnić wzrost LV w macicy. Około 120 dni ciąży wykonuje się laparotomię matki i histerotomię, a następnie lewą torakotomię płodu. Cewnik balonowy jest wprowadzany do lewego przedsionka (LA), który podczas operacji pozostaje opróżniony, a następnie napompowany mniej więcej od trzeciego dnia po operacji, aby ograniczyć dopływ mitralny aż do znacznego zmniejszenia lub zniesienia przepływu przedniegorzędnego w aorcie wstępującej, co potwierdza sonda przepływu po rekonwalescencji matki. Zmiany hemodynamiczne są nieustannie monitorowane za pomocą ciśnienia tętniczego w tętnicy płodu oraz sondy przepływu aorty wznoszącej. Płody są przechowywane przez okres do trzech tygodni i poddawane sekcjom zwłok. Kluczowe kroki obejmują bezurazowe umieszczenie i zabezpieczenie sondy przepływu aorty oraz balonu LA u delikatnego płodu, a także skrupulatne zapobieganie utracie płynu owodniowego przed i po zamknięciu macicy. Model ten stanowi platformę do badania mechanizmów HLHS, walidacji biomarkerów obrazowania, oceny interwencji terapeutycznych prenatalnych lub okołoporodowych oraz kierowania opracowywaniem strategii profilaktycznych.

Wprowadzenie

Zespół hipoplastycznego lewego serca (HLHS) to ciężka postać wrodzonej wady serca, charakteryzująca się niedorozwojem struktur lewego serca oraz aorty1. Ponieważ mała lewa komora (LV) nie jest w stanie obsługiwać perfuzji systemowej, krążenie staje się zależne od prawej komory, co skutkuje fizjologią pojedynczej komory. W związku z tym HLHS zazwyczaj wymaga serii etapowych operacji na otwartym sercu.

Etiologia HLHS jest wieloczynnikowa, a zarówno czynnikigenetyczne 2,3, jak i zmiany w mechanicznym przepływie krwi embrionalnej 3,4,5,6,7,8 są uznawane za główne czynniki przyczyniające się do rozwoju choroby. Ostatnio interwencje płodowe mające na celu modyfikację przepływu krwi w celu wspierania wzrostu LV wzbudziłycoraz większą uwagę, co podkreśla krytyczną potrzebę modeli HLHS dla dużych zwierząt, aby poprawić mechanistyczne zrozumienie i wspierać rozwój strategii terapeutycznych.

Owce płodowe są często wykorzystywane do modelowania wrodzonych wad serca u ludzi, ponieważ tolerują przewlekłe instrumentacje i zabiegi chirurgiczne oraz mają rozmiar ciała przy urodzeniu podobny do noworodków ludzkich11. Chociaż modele świń są szeroko stosowane w badaniach sercowo-naczyniowych i bardziej przypominają ludzkie serce pod pewnymi względami genetycznymi i anatomicznymi, są trudne do opanowania, gdy potrzebne są pozacielesne kable, ponieważ mogą się pociągać lub plątać w zewnętrzne linie. Dlatego w badaniach wymagających przewlekłych, zewnętrznych kabli elektrycznych i/lub cewników monitorujących ciśnienie, często preferowane są owce lub bydło. Te przeżuwacze są zazwyczaj spokojniejsze niż świnie i łatwiej je nimi zarządzać w ograniczonych warunkach.

Obecnie próby odtworzenia fenotypu HLHS na dużych zwierzętach są głównie wykorzystywane w modelach owiec płodu w macicy. Serce owiec bardzo przypominają ludzkie serca, z czterokomorową konfiguracją, strukturą zastawki przedsionkomorowej i półksiężycowej oraz podobnymi wzorami tętnic wieńcowych. Pierwszy model płodowego jagnięcia HLHS został przedstawiony przez Fishmana i in.12 w latach 70., a kolejne modele opracowano ponad cztery dekady później. Stosowano kilka metod indukujących niedrożność dopływu mitralnego oraz wywołanie hipoplazji LV u jagniąt płodowych 7,8,13, w tym w przypadku macicy (w matce). Zgryzanie otworu owalnego płodu za pomocą stentu7, zatkanie dopływu LV za pomocą platynowych spirali umieszczonych nad zastawką mitralną8 oraz wprowadzenie i napompowanie cewnika balonowego w lewym przedsionku (LA) w celu zablokowania dopływu mitralnego13. Jednak wskaźniki przeżycia (do określonego punktu końcowego po operacji) pozostają stosunkowo niskie, wahają się od 42%8,13 do 58%7, co podkreśla potrzebę stosowania bezpieczniejszych i mniej inwazyjnych metod.

Model opisany tutaj wykorzystuje nadmuchiwanie balonu lewego przedsionka do blokowania dopływu mitralnego i stanowi obiecujące eksperymentalne podejście do indukowania fizjologii podobnej do HLHS oraz testowania interwencji mających na celu odwrócenie obciążenia LV. Jednak, podobnie jak w przypadku innych modeli płodu jagnięc, stosunkowo niskie wskaźniki przeżywalności pozostają istotnym ograniczeniem. Dlatego konieczne jest dalsze chirurgiczne udoskonalanie w kierunku mniej inwazyjnych technik. Niniejsze badanie opisuje metody poprawy bezpieczeństwa i wykonalności implantacji balonów z LA u przewlekłych płodowych jagniąt. Głównym naciskiem jest wykonalność i bezpieczeństwo operacji; chociaż dane długoterminowe pozostają ograniczone, model ten może być przydatny do badania mechanizmów zaburzonego rozwoju LV oraz do opracowywania strategii terapeutycznych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Niniejszy protokół eksperymentalny został zatwierdzony przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Korzystania ze Zwierząt (Institutional Animal Care and Use Committee) Instytutu Badawczego Abigail Wexner przy Nationwide Children’s Hospital (AR24-00184). Wszystkie procedury były zgodne z wytycznymi zawartymi w przewodniku National Institutes of Health Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. Badanie przeprowadzono zgodnie z wytycznymi ARRIVE (Animal Research: Reporting of In Vivo. Experiments). Ciężarne owce rasy Dorset (65–79 kg, 117–120 dni okresu gestation) przebywały w środowisku wolnym od swoistych patogenów z nielimitowanym dostępem do pokarmu i wody przez co najmniej 1 tydzień przed operacją. Sprzęt wykorzystany w tym badaniu wymieniono w Tabeli Materiałów.

Kryteria humanitarnego punktu końcowego:

Powikłania wynikające z pielęgnacji linii.

Cewniki oraz kabel sondy przepływu wprowadzone do płodu są wyprowadzone przez macicę i bok owcy, a następnie zabezpieczone na zewnątrz ciała. Te wyprowadzone linie mogą ulec zamknięciu wskutek zakrzepicy lub zagięcia, bądź mogą zostać przesunięte w wyniku ruchów zwierzęcia. Wynikające z tego powikłania mogą obejmować infekcję lub masywny krwotok. Objawami powikłań są: brak powrotu krwi podczas pobierania próbek, utrzymujące się błędy monitorowania, brak możliwości wstrzyknięcia substancji przez linię, przemieszczenie linii oraz masywny krwotok. Zamknięte linie mogą pozostać na miejscu, jeśli nie występują objawy infekcji lub krwawienia. W przypadku niekontrolowanego krwawienia po usunięciu linii lub wyraźnych oznak infekcji związanej z zamkniętą linią, owca i płody zostaną poddane eutanazji.

Przedwczesny poród.

Przedwczesny poród może wystąpić na dowolnym etapie ciąży i jest bardziej prawdopodobny po interwencji kardiologicznej u płodu. Wczesne objawy obejmują obrzęk sromu oraz rozluźnienie tkanek. Pojawienie się pęcherzyka owodniowego wskazuje na nadchodzący poród, który zazwyczaj następuje w ciągu 30 min od pęknięcia. W przypadku zaobserwowania objawów przedwczesnego porodu, owca oraz płody zostaną poddane eutanazji w celu zakończenia eksperymentu i przystąpienia do sekcji zwłok.

Obumarcie płodu.

Obumarcie płodu może nastąpić na każdym etapie ciąży, szczególnie po interwencji kardiologicznej u płodu. Choć obumarcie płodu często prowadzi do przedwczesnego porodu, może ono również skutkować infekcją systemową u owcy. Jeśli u owcy wystąpią wyraźne oznaki postępu porodu lub jeśli stwierdzono, że płód nie jest żywotny, zostanie przeprowadzona procedura terminalna, a owca i płody zostaną poddane eutanazji.

Aborcja z dystocją po obumarciu płodu.

W przypadku obumarcia jednego płodu przy przeżyciu bliźniaka, zatrzymanie martwego płodu może zwiększyć ryzyko aborcji z dystocją lub bez niej. Może się to objawiać zmianami w parametrach życiowych lub pobudzeniem owcy. W razie wystąpienia dystocji owca oraz płody zostaną poddane eutanazji w celu zakończenia eksperymentu i przeprowadzenia nekropsji.

Masywne krwawienie macierzy.

U ciężarnej owcy może wystąpić krwotok jako powikłanie po nacięciu macicy lub powłok brzusznych. Objawy obejmują krwawienie z pochwy, letarg oraz trwałe nieprawidłowości parametrów życiowych. Silny krwotok może prowadzić do powstania krwiaka lub wstrząsu. Jeśli utrata krwi uniemożliwi utrzymanie fizjologicznego średniego ciśnienia tętniczego, lub jeśli tachykardia będzie utrzymywać się mimo interwencji i zaobserwowane zostaną objawy nadchodzącego zapadnięcia układu sercowo-naczyniowego, zostanie przeprowadzona eutanazja.

Uszkodzenie lub migracja balonu.

Uszkodzenie lub przemieszczenie balonu może doprowadzić do nieefektywnej okluzji dopływu do LV. Proste odbarczenie balonu w wyniku uszkodzenia może nie wywołać objawów klinicznych, jeśli hemodynamika płodu pozostanie stabilna. W przypadku przemieszczenia się balonu w konfiguracji wewnątrz-LA może dojść do krwawienia wewnątrzklatkowego i śmierci płodu. W przypadkach znacznego krwawienia prowadzącego do śmierci płodu, owca i płody zostaną poddane eutanazji.

Rozsączenie rany operacyjnej i/lub zakażenie rany.

Rozsącz miejsca operacyjnego występuje zazwyczaj od 5 do 8 dni po zabiegu i może przejawiać się infekcją, martwicą tkanek lub wypadaniem narządów wewnętrznych. Infekcje rany mogą wystąpić w ciągu kilku tygodni po operacji. Jeśli interwencja będzie możliwa, zostanie zastosowane leczenie; w przypadku wystąpienia stanu zagrożenia życia rozważana będzie eutanazja.

1. Przygotowanie zwierząt

  1. Pobrać krew z żyły szyjnej owcy w celu potwierdzenia ujemnego wyniku testu na gorączkę Q po przybyciu zwierząt.
  2. Zaaklimatyzować owce do stojaka w celu zapewnienia ciągłego monitorowania pooperacyjnego.
  3. Zwierzęta powinny zostać przebadane przez zespół weterynaryjny na 1 tydzień przed operacją. Zdrowe zwierzęta należy poddać głodówce przez noc przed znieczuleniem.
  4. Podać diazepam (0,5 mg/kg) i ketaminę (4 mg/kg) dożylnie do żyły szyjnej wewnętrznej w celu sedacji.
  5. Intubować owcę rurką endotrachealną o pojedynczym świetle o średnicy 8–9 mm i wprowadzić znieczulenie izofluranem (1%–5%). Utrzymywać znieczulenie za pomocą izofluranu (1%–5% w tlenie) lub ciągłego wlewu propofolu (dawka początkowa 30 mg/kg/h; zakres: 20–45 mg/kg/h).
  6. Wprowadzić zgłębnik orogastryczny w celu odbarczenia żołądka i rumen.
  7. Wprowadzić dożylny cewnik o pojedynczym świetle (16–18G) do żyły cephalicznej lub szyjnej w celu podawania płynów, wlewu propofolu oraz podawania leków w razie potrzeby.
  8. Wprowadzić linię tętniczą (22–24G) do tętnicy usznej, udowej lub promieniowej w celu ciągłego monitorowania ciśnienia tętniczego i pobierania próbek krwi.
  9. Ogolić cały obszar brzucha, obejmując regiony grzbietowe i pachwinowe. Przetrzeć pole operacyjne chlorheksydyną lub jodopowidonem, a następnie alkoholem. Powtórzyć procedurę dezynfekcji 3 razy.
  10. Przenieść owcę do bloku operacyjnego. Ułożyć zwierzę na stole operacyjnym w pozycji na plecach i umieścić urządzenie grzewcze pod owcą, aby zapobiec hipotermii. Unieruchomić wszystkie kończyny.
  11. Założyć monitory nieinwazyjne, w tym mankiet do pomiaru ciśnienia krwi na prawej przedniej kończynie, pulsoksymetr na uchu lub języku oraz elektrody EKG w celu monitorowania ciśnienia krwi matki, saturacji tlenem i częstościtętna.
  12. Podać cefazolinę (50 mg/kg) w ramach profilaktyki antybiotykowej przed nacięciem. Powtarzać co 4 h w trakcie zabiegu w razie potrzeby.

2. Laparotomia i hysterotomia owcy oraz torakotomia płodu

  1. Wykonaj laparotomię pośrodkową w celu odsłonięcia macicy. Palpuj macicę i policz liczbę płodów.
  2. Ostrożnie wyewaginuć macicę. Wybrać miejsce histereotomii o długości około 10–15 cm, w zależności od wielkości płodu.
  3. Przed wykonaniem hysterotomii załóż szew zaciskowy (1 wchłanialna sutura pleciona), aby kontrolować wyciek płynu owodniowego. Otwórz ścianę macicy warstwa po warstwie, korzystając z elektrokoagulacji.
  4. Umieść cztery klamry Babcocka wzdłuż nacięcia macicy, aby zabezpieczyć wszystkie warstwy i zapobiec utracie płynu owodniowego. Upewnij się, że objęto błonę owodniową (warstwę wewnętrzną).
  5. Wykonaj ciągły szew materacowy wzdłuż krawędzi nacięcia, używając nici jedwabnej 2-0, aby utrzymać przyleganie błony owodniowej do ściany macicy.
  6. Ostrożnie wyciągnij głowę płodu na zewnątrz i zabezpiecz szew kiesienkowy macicy za pomocą kleszczyków hemostatycznych (Rysunek 1A). Przykryj twarz płodu specjalną plastikową osłoną z otworem na sondę echokardiografii wewnątrzsercowej (ICE), aby zachować wilgotność.
  7. Stabilizować głowę płodu za pomocą gazy, aby utrzymać pozycję na plecach.
  8. Wprowadź sondę ICE przez jamę ustną do przełyku płodu i wykonaj przezełykową echokardiografię (TEE) (Rycina 1A).
  9. Wykonaj baseline'owe pomiary echokardiograficzne.
    UWAGAWstępna ocena echokardiograficzna obejmuje jakościową ocenę anatomii serca i kurczliwości komór, a także ilościowe pomiary wielkości jam komór i funkcji skurczowej, pod warunkiem uzyskania wystarczającej jakości obrazu.
  10. Podaj domięśnie kombinację leków zawierającą lek przeciwbólowy, lek przeciwcholinergiczny i lek blokujący przewodnictwo nerwowo-mięśniowe (fentanyl 20 µg/kg, atropina 20 µg/kg, oraz wekuronium 20 µg/kg) w udo płodu, aby ograniczyć ruchy podczas operacji.
  11. Wykonaj nacięcie szyi i odsłoń żyłę szyjną oraz tętnicę szyjną.
  12. Wprowadź cewnik wypełniony płynem do tętnicy szyjnej w celu monitorowania ciśnienia tętniczego oraz kolejny cewnik do żyły szyjnej w celu monitorowania ciśnienia żylnego centralnego (Rycina 1B).
    UWAGA: Podwiązać dystalne końce naczyń i zabezpieczyć cewniki za pomocą dwóch szwów jedwabnych 2-0.
  13. Zamknąć nacięcie szyi, stosując szwy jedwabne 2-0, jednocześnie wyprowadzając cewniki na zewnątrz.
  14. Wyrównaj dwie linie ciśnienia z dodatkową linią ciśnienia płynu owodniowego i zabezpiecz je wzdłuż szyi płodu, używając jedwabnych szwów 3-0.
  15. Odsłoń górną część ciała płodu, rozwiązując szew kaloszowy macicy. Umieść szwy stabilizujące w okolicy wyrostka miecza oraz na powierzchni grzbietowej, aby zabezpieczyć ułożenie.
  16. Ustabilizuj głowę i przednie kończyny płodu za pomocą gazy, aby ustawić go w bocznej pozycji prawej.
  17. Wykonaj torakotomię płodową w czwartej przestrzeni międzyżebrowej i otwórz klatkę piersiową za pomocą rozwieracza żeber.
  18. Otwórz osierdzie i rozewgnij je za pomocą szwów stabilizujących z jedwabiu 4-0, aby odsłonić lewy przedsionek (LA) i tętnicę płucną (PA).
  19. Wypreparuj tętnicę płucną oraz aortę wstępującą i opleć każdą z nich pętlami naczyniowymi.
  20. Przeciągnij kabel sondy przepływowej 6 mm przez drugą przestrzeń międzyżebrową i umieść ją wokół aorty wstępującej.
  21. Potwierdź odpowiednią jakość sygnału, podłączając sondę do jednostki pomiaru przepływu.

3. Metoda implantacji balonika 1: wewnątrz lewego przedsionka (LA) (płody starsze niż GA110)

  1. Zaciśnij lewy przedsionek (LA) nieco powyżej bruzdy przedsionkowo-komorowej, używając małego zakrzywionego zacisku naczyniowego (Rysunek 2A).
  2. Na wyrostku LA umieść szew typu woreczek (szew polipropylenowy 6-0) i zabezpiecz go stazą.
  3. Nacinaj ścianę LA w obrębie szwu typu woreczek za pomocą cienkich nożyczek. Potwierdź, że otwór jest wystarczający do wprowadzenia balonu.
  4. Wprowadź specjalnie wykonany cewnik balonowy do LA. Zabezpiecz cewnik za pomocą wcześniej założonego szwu typu woreczek i wzmocnij jego mocowanie dwoma dodatkowymi szwami jedwabnymi 4-0 (Rysunek 2B).
    UWAGA: Średnica balonu wynosi około 1.5 cm przy 5 mL i 2.7 cm przy 10 mL 30% gliceryny. Chociaż w testach laboratoryjnych balon tolerował nadmuchanie do 17 mL, praktyczną górną granicą nadmuchiwania in vivo przyjęto około 10 mL, ponieważ większe objętości mogą wskazywać na nieprawidłowe ułożenie lub przeciek oraz mogą zwiększyć ryzyko nadmiernej kompresji lub uszkodzenia tkanek.
  5. Wykonaj przezełykowe badanie echokardiograficzne (TEE), aby potwierdzić prawidłowe ułożenie balonu. Potwierdź, że balon znajduje się w płaszczyźnie zastawki mitralnej i nie pozostał w wyrostku. Nadmuchaj tymczasowo balon, aby potwierdzić funkcjonalną obstrukcję poprzez zmniejszenie napływu mitralnego w TEE oraz zmniejszenie lub zanik przedniego przepływu w aorcie wstępującej w sondzie przepływu, a następnie go spuść.
  6. Luźno zamknij klatkę piersiową za pomocą trzech szwów jedwabnych 2-0. Unikaj uciskania cewnika balonowego.
  7. Wyprowadź cewnik balonowy z jamy klatki piersiowej w tę samą płaszczyznę podskórną co kabel sondy przepływu i poprowadź oba do skóry grzbietowej.
  8. Przymocuj oba kable do skóry grzbietowej w co najmniej dwóch punktach za pomocą szwów jedwabnych 2-0 (zakotwicz skórę, zawiąż pierwszy kabel, zawiąż drugi kabel, a następnie ponownie zakotwicz skórę).

4. Metoda implantacji balonika 2: poza lewym przedsionkiem (LA) (płody młodsze niż GA110)

  1. Zwolnić zawieszenie osierdzia wokół LA i ocenić relację między osierdziem a ścianą LA (Rycina 3).
  2. Umieścić dwa szwy polipropylenowe 6-0 na cewniku z balonikiem (jeden na końcówce i jeden u podstawy). Przymocować szwy do osierdzia w odpowiadających im pozycjach.
    UWAGA: Ustawić balonik w górnej części LA w momencie zamykania osierdzia.
  3. Luźno zamknąć osierdzie, używając szwów jedwabnych 2-0.
  4. Skorygować położenie balonika pod kontrolą TEE, aby uzyskać odpowiednią kompresję LA. Upewnić się, że pompowany balonik kompresuje LA od strony szyjnej (kaudalnej), a nie od strony tylnej. Tymczasowo napompować balonik w celu potwierdzenia efektu hemodynamicznego, a następnie go spuścić.
    UWAGA: Odpowiednią kompresję definiuje się jakościowo jako widoczną redukcję wielkości LA i napływu mitralnego w TEE bez ucisku sąsiednich struktur, a funkcjonalnie jako redukcję lub zanik antegradowego przepływu w aorcie wstępującej w sondzie przepływu.
  5. Luźno zamknąć klatkę piersiową, używając trzech szwów jedwabnych 2-0. Unikać ucisku cewnika z balonikiem.
  6. Wyprowadzić cewnik z balonikiem z jamy klatki piersiowej do tej samej płaszczyzny podskórnej co kabel sondy przepływu i poprowadzić oba do skóry grzbietowej.
  7. Przymocować oba kable do skóry grzbietowej w co najmniej dwóch punktach za pomocą szwów jedwabnych 2-0 (zakotwiczyć skórę, zawiązać pierwszy kabel, zawiązać drugi kabel i ponownie zakotwiczyć skórę).

5. Zamknięcie hysterotomii i laparotomii z wyprowadzeniem kabli i cewników

  1. Ostrożnie wprowadzić płód z powrotem do macicy. Zachować jak najwięcej płynu owodniowego oraz łożyska.
  2. Usunąć szew purse-string oraz szew jedwabny 2-0 nakładany pojedynczo. Usunąć wszystkie pozostałe szwy z nacięcia macicy.
  3. Zamknąć macicę, używając wchłanialnych szwów plecionych w trzech ciągłych warstwach: szwu materacowym poziomym, szwie nakładanym pojedynczo oraz ciągłym szwie pokrywającym.
    UWAGA: Wyprowadzić trzy linie ciśnieniowe, kabel sondy przepływu i cewnik balonowy pomiędzy warstwy szwów (Rycina 4).
  4. Podać antybiotyki (ampicylina 500–1000 mg i cyprofloksacyna 2 mg) do jamniowej Worka poprzez cewnik ciśnienia owodniowego, aby zmniejszyć ryzyko infekcji wewnątrzowodniowej po hysterotomii, torakotomii płodu i chronicznym wyprowadzeniu cewników/kabli.
  5. Wprowadzić macicę z powrotem do jamy brzusznej.
  6. Wykonać szew purse-string w powięzi brzusznej 2–3 cm na prawo od linea alba i przeprowadzić kable przez otwór.
  7. Dostosować długość kabli w obrębie jamy brzusznej i zabezpieczyć szew purse-string na powięzi. Pozostawić kable z lekką swobodą ruchu; nie zaciągać zbyt mocno.
  8. Wprowadzić specjalnie wykonane urządzenie do tunelowania w tkankę podskórną prawego boku owcy i przesunąć je w kierunku grzbietowym na odległość około 50–60 cm.
  9. Zlokalizować miejsce wyjścia. Wykonać niewielkie nacięcie skóry przy dystalnej końcówce urządzenia do tunelowania i usunąć wewnętrzny rdzeń.
  10. Przeciągnąć dwie dodatkowe rurki PVC przez urządzenie do tunelowania. Połączyć trzy linie ciśnieniowe i cewnik balonowy z jedną rurką PVC, a następnie przeciągnąć je przez tunel.
  11. Połączyć kabel sondy przepływu z drugą rurką PVC i wyprowadzić go przez tunel.
  12. Usunąć urządzenie do tunelowania z boku ciała.
  13. Zamknąć laparotomię w trzech warstwach: powięzi, tkance podskórnej i skórze, używając odpowiednich szwów.
  14. Zacząć przymykać miejsce wyjścia kabli, używając szwu 3-0 polyglactin 910.
  15. Przymocować worek ochronny do prawego boku owcy za pomocą plecionych szwów poliestrowych 0. Umieścić worek 2–3 cm grzbietowo od miejsca wyjścia kabli, aby zminimalizować tarcie. Całkowity czas operacji zazwyczaj wynosi 4–4,5 h od nacięcia skóry do zamknięcia rany.

6. Odzyskiwanie

  1. Zaprzestań podawania środków znieczulających i usuń zgłębnik orogastryczny. Przeprowadź ekstubację owcy po potwierdzeniu spontanicznego oddychania.
    UWAGA: Ekstubacja odbywa się zazwyczaj po wystąpieniu oznak wybudzenia, takich jak ruchy szyi, mruganie, napięcie żuchwy i przeżuwanie.
  2. Usuń kaniulę tętniczą z owcy.
  3. Przenieś owcę do odizolowanego obszaru rekonwalescencji. Pomóż zwierzęciu przyjąć pozycję grzbietową (na brzuchu), aż będzie w stanie samodzielnie wstać i się poruszać.
  4. Podawaj buprenorfinę domięśniowo (0.015–0.05 mg/kg) co 8–12 h w celu zapewnienia przeciwbólowego leczenia pooperacyjnego. Podawaj meloksykam (0.3–1 mg/kg) w razie potrzeby, zgodnie z wytycznymi weterynaryjnymi.
  5. Przez pierwsze 3 dni, w okresie ostrej rekonwalescencji, ściśle monitoruj owcę w indywidualnym boksie.

7. Przewlekłe utrzymywanie i ocena

  1. Umieść owcę w specjalnie zaprojektowanym zapórce, która umożliwia ciągłe monitorowanie hemodynamiczne przy jednoczesnym minimalizowaniu stresu zwierzęcia.
  2. Podłącz zewnętrzne cewniki do systemów monitorujących. Na bieżąco pomiariaj ciśnienie w aorcie płodu, ciśnienie w żyłach centralnych, ciśnienie płynu owodniowego oraz przepływ w aorcie.
  3. Pobieraj próbki gazów krwi płodu z cewnika tętniczego w przypadku zaobserwowania nieprawidłowych wartości hemodynamicznych.
  4. Rozpocznij pompowanie balonu około 3. doby po operacji, używając sterylnej 30% gliceryny. Zwiększaj objętość balonu o 1 mL każdego dnia. Po każdym przyroście o 0,5 mL monitoruj odpowiedź hemodynamiczną płodu przez co najmniej 5–10 min, aby zapewnić stabilność, w tym brak bradykardii lub spadek średniego ciśnienia tętniczego poniżej 30 mm Hg. Kontynuuj pompowanie do momentu, aż antegradowy przepływ w aorcie wstępującej zostanie zredukowany do zera.
  5. Jeśli po wpompowaniu 10 mL nie osiągnięto zerowego przepływu antegradowego, należy podejrzewać nieszczelność balonu lub jego nieprawidłowe ułożenie, zamiast kontynuować pompowanie do maksymalnej pojemności balonu określonej w testach laboratoryjnych. Spuść powietrze z balonu i sprawdź pod kątem nieszczelności lub przemieszczenia, przeprowadzając inspekcję cewnika lub badanie ultrasonograficzne.

8. Nekropsja

  1. Odłącz cewniki monitorujące oraz kabel sondy przepływowej i schowaj je do zewnętrznej kieszeni.
  2. Podaj środek uspokajający i przeprowadź intubację owcy. Utrzymuj znieczulenie i wprowadź zgłębnik orogastryczny oraz cewniki naczyniowe zgodnie z protokołem zastosowanym podczas pierwszej operacji.
  3. Przenieś owcę do sali operacyjnej. Ułóż zwierzę na plecach na stole operacyjnym i umieść urządzenie grzewcze pod owcą. Unieruchom wszystkie kończyny.
  4. Zastosuj monitorowanie nieinwazyjne zgodnie z opisem w początkowej procedurze.
  5. Ponownie podłącz cewniki ciśnieniowe i sondę przepływową do systemu monitorującego.
  6. Ponownie otwórz poprzednią laparotomię oraz nacięcie macicy. Wyciągnij płód eksperymentalny na zewnątrz.
  7. Stabilizuj głowę płodu za pomocą gazy, aby utrzymać pozycję na plecach.
  8. Wprowadź sondę do wewnątrzsercowej echokardiografii (ICE) do przełyku płodu przez jamę ustną i wykonaj przezełykową echokardiografię (TEE).
  9. Wykonaj obrazy pozycji balonu i zbierz dane echokardiograficzne, przepływowe oraz ciśnieniowe. Wypuść powietrze z balonu i powtórz pomiary.
  10. Podaj płodowi heparynę (10,000 U). Podwiąż pępowinę i wstrzyknij nasycony chlorek potasu do żyły pępowinowej, aby zatrzymać serce w rozkurczu.
  11. Wyjmij płód eksperymentalny. Ponownie otwórz jamę klatki piersiowej i oceń pozycję balonu, jego migrację oraz obecność oznak infekcji.
  12. Wyciśnij serce, zmierz jego masę i pobierz próbki tkanki mięśnia sercowego.
  13. Powtórz kroki 8.6–8.12. dla płodu kontrolnego.
  14. Uśmierć owcę za pomocą pentobarbitalu sodu podczas znieczulenia.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Wyniki chirurgiczne

Łącznie trzy owce noszące bliźnięta zostały poddane laparotomii i hysterotomii. U trzech płodów (po jednym z każdej owcy) przeprowadzono implantację balonika, natomiast bliźniaki służyły jako grupa kontrolna. Zabiegi wykonano w wieku gestacyjnym 119 ± 1,4 dnia, przy masie ciała matki wynoszącej 73 ± 4,2 kg.

Wszystkie trzy badane płody przeżyły co najmniej 1 tydzień bez powikłań chirurgicznych podczas zabiegu lub w ostrej fazie re...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Model płodowego jagnięcia z przeszkodą przepływu mitralnego z użyciem balonu wprowadzonego do lewego przedsionka (LA) był wcześniej opisany13; jednak kluczowym ograniczeniem był krótki czas trwania ograniczenia napływu mitralnego. Sugerowano, że dłuższe okresy ograniczonego dopływu lewej komory (LV) wywołują bardziej wyraźne zmiany podobne do HLHS 8,13. Dlatego konieczne jest wszczepienie balonu z LA we wcześniejszym wiek...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy deklarują brak konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

Prace te zostały wsparte przez Additional Ventures Single Ventricle Research Fund #1284695 (kierownik: Onohara)

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
0 Szew Ti-CronCovidien88863374-62By przymocować sakiewkę na prawym boku owcy
1 Szew polisorbCovidienCL-932Szew na torebce na macicy i zamknięcie macicy
16 G dożylnie cewnikBD382259Do podawania płynów i leków
2-0 jedwab perma-hand (bez igły)EthiconA185HDo podwiązania naczyń krwionośnych oraz do utrwalania cewników ciśnieniowych w naczyniach płodu
Szew jedwabny 2-0DemeTECHSK262026B0PDo przymocowania cewników i kabli przy skórze płodu oraz zamknięcia klatki piersiowej i skóry płodu
22 G cewnik wewnątrznaczyniowyBD381423Do monitorowania ciśnienia tętnicznego
Szew jedwabny 3-0EthiconK832HDo naprawy cewników i kabli przy skórze płodu
3-0 Vicryl plusEthiconVCP944HLaparotomia i zamknięcie owcy
Szew jedwabny 4-0CovidienGS-64-MDo szwów na osierdziu płodu
Sonda przepływowa 6 mmTransonic System Inc. (ADInstruments)6PSSDo pomiaru przepływu krwi
Szew Prolene 6-0Ethicon8805HSzew na lewym przedsionku płodu
Szew 7-0 ProleneEthicon8702HSzew sznurkiem na lewym przedsionku płodu i zatrzymanie krwawienia z tkanek płodu
70% izoptopylowy alchoholAspen Vet11795782Miejscowy roztwór czyszczący
Cewnik ultrasonograficzny Acuson AcunavJohnson& JohnsonIPX8Sonda echokardiografii wewnątrzsercowej do wykonania echokardiografii przełyku płodu
AmpicylinaHospira PharmaceuticalsAptekaProfilaktyka antybiotykowa
AtropinaHospira PharmaceuticalsAptekaAby zapobiec bradikardii płodowej
Kleszcze tkankowe BabcockaNIEZDARNE Materiały Medyczne1100-FCP-03Trzymać ścianę macicy
Cewnik balonowyRęcznie robioneAby zablokować przepływ krwi do lewej komory płodu
Igła do napełniania bez przepustki 18GMedlineSYR110021ZDo połączenia rurki PVC V8 z cewnikem infuzyjnym lub łącznikami męsko-męskimi
Igła blant 25GTechnologie infuzji SAIB25-50Aby podłączyć rurkę PVC Gilsona do cewnika infuzyjnego lub łączników męsko-męskich
Mankiet do pomiaru ciśnieniaKrólewskie Pilipy989803000000Nieinwazyjne monitorowanie ciśnienia krwi
BuprenorfinaHospira PharmaceuticalsAptekaKontrola bólu pooperacyjnego: stężenie 0,3 mg/mL, dawka 0,03 mg/kg
Ołówek kauteryjskiMedlineESRK3002LDo cięcia i sekcji za pomocą elektrokauteryzacji
CefazolinHospira PharmaceuticalsAptekaProfilaktyka antybiotykowa
Adaptery do lokalizacji wtrysku Centurion HeplockMedlineHL50LT100Do zakręcenia linii ciśnieniowych oraz do zastrzyków lub pobierania krwi
ChloraprepBD930825Miejscowy środek antyseptyczny
CyprofloksacynaHospira PharmaceuticalsAptekaProfilaktyka antybiotykowa
Oczyść typu Cooley bulldog – zacisk na statku & nbsp;NAZMED SMS SDN BHDSMS-05-7237Do zaciskania lewego przedsionka płodu
Symulator i tester przetwornika DELTA-CALADInstrumentyMLA6595Symulator/tester przetwornika ciśnienia
Elektrody EKG3M2570Monitorowanie EKG
Rurka tchawicowa, rozmiar 8-9Covidien86452, 86114 lub 86454Aby zabezpieczyć drogi oddechowe
Jednostka pomiaru przepływuTransonic System Inc. (ADInstruments)TS420Do pomiaru przepływu krwi
Pompa GilsonaGilson. IncF155006Do precyzyjnej, ciągłej infuzji niewielkiej ilości płynu dla płodów
HeparynaHospira PharmaceuticalsAptekaAntykoagulant: 1 000 jednostek USP/mL
IzofluranBaxter Healthcare CorporationAptekaZnieczulenie: dawka 1-5%
Laparotomia z woreczkamiMedlineAAMI PB70Sterylna tkanina
Adapter M/MMedlineDYNJADAPMMAdapter męski-męski do cewników ciśnieniowych
Rurka orugastrowaJorgensen Lab, Inc.J0348RDo dekompresji żołądka i żwacza
Plastikowa zacisk z rurką zakrywającą (hemostat)Kardynał ZdrowiaX0029XO5ETDla zacisku rurkowego cewników ciśnieniowych i cewnika balonowego
Chlorek potasuHospira PharmaceuticalsAptekaZatrzymać serce płodu w rozgoru
System PowerLab (interfejs instrumentów, wzmacniacz czteromostkowy)ADInstrumentyFE224, PLCF1/4Rejestrowanie ciśnień, przepływu krwi, tętna
Zestaw osłon sondyMedlineDYNJE5930Sterylna pokrywa sondy echokardiograficznej
PropofolFresenius KabiAptekaZnieczulenie: stężenie 10 mg/mL, dawka 20-45 mg/kg/godz.
Pulsoksymetr lingwalny klip NellcorPO736Do monitorowania pulsoksmetrii
Rurki PVC do pompy Gilson (pomarańczowo-zielone)Gilson. IncF117933Do rur pomp Gilson
Rozciągacz żeber dla noworodkaRepublika Chirurgiczna550-020-030Na torakotomię płodu
Ostrze skalpela #10Bard-Parker371610Dla nacięć skórnych owcy
Pentobarbital soduHospira PharmaceuticalsAptekaNa eutanazję owcy
Urządzenie tunelujące (metalowa rura okrągła)EverbiltNie maAby zewnętrznie zamontować kable i cewniki na bok owcy
Taśma pępowinowaMcKesson894782Do podwiązania pępowiny podczas sekcji zwłok
Rurka PVC V8 (mikrorurka medyczna)Scientific Commodities, Inc.BB31785-V/8Cewnik wypełniony płynem do monitorowania ciśnienia płodu
VecuroniumHospira PharmaceuticalsAptekaAby zapobiec ruchom płodu podczas operacji
Żyła pickupaFisher Scientific50-19506098Wprowadzanie linii ciśnieniowych do naczyń
Pętla statkuMedlineDYNJVL03Do utrzymania aorty wstępującej i głównej tętnicy płucnej
Koc grzewczyJorgensen Lab, Inc.J1034BAby utrzymać temperaturę ciała zwierzęcia

Bibliografia

  1. Fruitman DS. Hypoplastic left heart syndrome: prognosis and management options. Paediatr Child Health. 2000;5(4):219–225.
  2. Liu X, et al. The complex genetics of hypoplastic left heart syndrome. Nat Genet. 2017;49(7):1152–1159.
  3. Alonzo M, Contreras J, Bering J, Zhao MT. In vivo and in vitro. approaches to modeling hypoplastic left heart syndrome. Curr Cardiol Rep. 2024;26(11):1221–1229.
  4. Harh JY, Paul MH, Gallen WJ, Friedberg DZ, Kaplan S. Experimental production of hypoplastic left heart syndrome in the chick embryo. Am J Cardiol. 1973;31(1):51–56.
  5. Sedmera D, Pexieder T, Rychterova V, Hu N, Clark EB. Remodeling of chick embryonic ventricular myoarchitecture under experimentally changed loading conditions. Anat Rec. 1999;254(2):238–252.
  6. deAlmeida A, McQuinn T, Sedmera D. Increased ventricular preload is compensated by myocyte proliferation in normal and hypoplastic fetal chick left ventricle. Circ Res. 2007;100(9):1363–1370.
  7. Wong FY, et al. Induction of left ventricular hypoplasia by occluding the foramen ovale in the fetal lamb. Sci Rep. 2020;10(1):880.
  8. Reuter MS, et al. Decreased left heart flow in fetal lambs causes left heart hypoplasia and pro-fibrotic tissue remodeling. Commun Biol. 2023;6(1):770.
  9. Green L, et al. Pre-intervention myocardial stress predicts outcome of fetal aortic valvuloplasty for critical aortic stenosis and evolving hypoplastic left heart syndrome. J Physiol. 2024;602(4):663–681.
  10. Tulzer A, et al. Valvuloplasty in 103 fetuses with critical aortic stenosis: outcome and predictors for postnatal circulation. Ultrasound Obstet Gynecol. 2022;59(5):633–641.
  11. Jonker SS, et al. Myocyte enlargement, differentiation, and proliferation kinetics in the fetal sheep heart. J Appl Physiol. 2007;102(3):1130–1142.
  12. Fishman NH, Hof RB, Rudolph AM, Heymann MA. Models of congenital heart disease in fetal lambs. Circulation. 1978;58(2):354–364.
  13. Onohara D, et al. Chronic in utero. mitral inflow obstruction unloads left ventricular volume in a novel late gestation fetal lamb model. JTCVS Open. 2023;16:698–707.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Hipoplazja lewej komorycewnik balonowyprzepływ w aorcie wstępującejpłodowa chirurgia sercawrodzona wada sercamonitorowanie hemodynamiczneinterwencja prenatalna

Ten artykuł został opublikowany

Film wkrótce dostępny

Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.