Mimo że sztywność macierzy zewnątrzkomórkowej (ECM) jest kluczowym regulatorem zachowania komórkowego, podstawowe mechanizmy wyczuwania i przekazywania sygnałów pozostają niejasne. Aby temu zaradzić, udostępniamy protokoły tworzenia podłoży na bazie poliakryloamidu i silikonu o regulowanej sztywności, aby poszerzyć naszą wiedzę o komunikacji między komórkami a ECM.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Generowanie substratów ekstrakomórkowych z poliakryloamidu i silikonu o określonej sztywności dla zastosowań w biologii komórki
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Macierz pozakomórkowa (ECM) jest krytycznym regulatorem zachowania komórek, przy czym sztywność ECM pełni rolę kluczowego wskaźnika mechanicznego, który rządzi sygnalizacją komórkową, morfologią i losem komórek. Jednakże, eksperymentalne badanie reakcji komórkowych zależnych od sztywności jest często ograniczone dostępnością reproduktyjnych, ekonomicznych i dostępnych platform hodowlanych o precyzyjnie modulowanych właściwościach mechanicznych. Ten protokół opisuje metody oparte na poliakryloamidzie (PA) i silikonie do produkcji podłoży ECM o regulowanej sztywności. Procedury obejmują przygotowanie podłoża, funkcjonalizację powierzchni oraz sprzęganie białek ECM w celu zapewnienia jednolitej adhezji komórek w zakresie fizjologicznie istotnej sztywności. Podłoża na bazie PA są kompatybilne z późniejszymi badaniami biochemicznymi, w tym ekstrakcją białek i RNA, jak również wysokorozdzielczym obrazowaniem fluorescencyjnym. Podłoża na bazie silikonu są zoptymalizowane pod kątem mikroskopii fluorescencyjnej całkowitego wewnętrznego odbicia (TIRF), umożliwiającej wizualizację interakcji komórka-ECM na poziomie błony podstawnej. Dodatkowo, miękkie podłoża mogą być dostosowane do obsługi hodowli sferoidów umieszczonych w jednolitej płaszczyźnie obrazu, ułatwiając jednolite pozyskiwanie obrazów. Te metody dostarczają niezawodnych, ekonomicznych i reproduktyjnych platform do systematycznego badania, jak sztywność ECM reguluje procesy komórkowe, poszerzając mechanizmyczne zrozumienie interakcji komórka-ECM zarówno w kontekście fizjologicznym, jak i chorobowym.
Wprowadzenie
Macierz pozakomórkowa (ECM) stanowi fundamentalne rusztowanie strukturalne i biochemiczne, które definiuje właściwości mechaniczne tkanek i wspiera ich funkcje biologiczne. Na przykład tkanki elastyczne, takie jak płuca i tętnice, są wzbogacone w ECM opartą na kolagenie i elastynie, co zapewnia odporność mechaniczną niezbędną do powtarzalnych cykli rozciągania i kurczenia się podczas oddychania. W przeciwieństwie do nich, ośrodkowy układ nerwowy zawiera ECM bogatą w glikozaminoglikany, która tworzy wysoce podatne środowisko zoptymalizowane pod kątem różnicowania i sygnalizacji neuronalnej1. W różnych tkankach organizmu sztywność tkanek obejmuje wiele rzędów wielkości, od setek pascali w tkankach miękkich, takich jak mózg i płuca, do poziomów sztywności rzędu megapaskali i gigapaskali w ścięgnach i kościach, odpowiednio2,3. Te różnice mechaniczne nie mają jedynie charakteru strukturalnego, ale odgrywają również krytyczną rolę w regulacji zachowania komórek4,5. Przykładowo, mezenchymalne komórki macierzyste przechodzą zależną od sztywności specyfikację linii komórkowych, przyjmując fenotyp neuronalny na podłożach miękkich, miogenny na podłożach o średniej sztywności i osteogenny na podłożach sztywnych6. Patologiczne zmiany sztywności ECM mogą również prowadzić do nieprawidłowych reakcji komórkowych i przyczyniać się do inicjacji oraz progresji chorób7,8,9. Podobnie, zmiany właściwości ECM wokół komórek wpływają na funkcję organelli oraz różne zachowania komórkowe10,11. Mimo uznanej roli ECM w kierowaniu sygnalizacją, funkcją organelli i patogenezą chorób, mechanizmy, za pomocą których komórki wyczuwają i przekształcają sygnały z ECM w sygnały biochemiczne, pozostają nie do końca poznane.
Postępy w zrozumieniu interakcji między komórkami a macierzą zewnątrzkomórkową (ECM) były częściowo ograniczane przez niską dostępność platform eksperymentalnych, które oferują precyzyjną kontrolę nad właściwościami ECM, pozostając jednocześnie w pełni kompatybilnymi ze standardowymi analizami biochemicznymi i procesami obrazowania. Ponadto badanie oddziaływań komórka-ECM jest często postrzegane jako wyzwanie techniczne, ponieważ wymaga interdyscyplinarnej wiedzy obejmującej inżynierię materiałową, biologię komórki i bioinżynierię. Niniejsza metoda ma na celu rozwiązanie tych problemów poprzez dostarczenie szczegółowych protokołów przygotowania podłoży ECM opartych na poliakrylanie (PA) i silikonie o określonych właściwościach mechanicznych, które mogą być łatwo wykonane w większości laboratoriów biologicznych.
Hydrożele PA o regulowanym stopniu sztywności są podstawowymi narzędziami w mechanobiologii; jednak ich użyteczność jest często ograniczana przez wysokie koszty odczynników do konjugacji ECM, niespójną funkcjonalizację powierzchni oraz słabą kompatybilność z wielkoskalowymi procesami biochemicznymi. Ponadto nie opracowano w pełni praktycznych i ustandaryzowanych metod pobierania próbek oraz obrazowania na podłożach o różnej sztywności. Wąskie gardła te można wyeliminować, stosując opisaną przez nas platformę żeli PA, która charakteryzuje się czterema kluczowymi innowacjami: (i) znaczną redukcją kosztów, (ii) powtarzalną chemią funkcjonalizacji, (iii) skalowalną produkcją dzięki wykorzystaniu sprzętu wielokrotnego użytku oraz (iv) bezproblemową integracją z wieloma konwencjonalnymi analizami z zakresu biologii komórki i biochemii. Podejście to wykorzystuje różne proporcje akrylamidu i bisakrylamidu w celu wytworzenia hydrożeli o odmiennych właściwościach mechanicznych (Tabela 1). Żele PA są obojętne i nie ulegają bezpośredniej konjugacji z białkami ECM. Dlatego w celu przytwierdzenia do powierzchni żeli PA cienkiej, sieciowanej warstwy tetraakrylanu di(trimetylolpropanu), estru N-hydroksysuccynimidu kwasu akrylowego (akrylanu NHS) i bisakrylamidu stosuje się reakcję polimeryzacji rodnikowej inicjowanej promieniami UV (Rysunek 1). Sieć ta tworzy dwudziałającą powierzchnię adhezyjną dla białek ECM: akrylan NHS zapewnia stabilne kotwiczenie kowalencyjne białek ECM, podczas gdy tetraakrylan ułatwia jednorodne adsorbowanie białek ECM12. Dodatkowo przedstawiamy metody wykazujące, jak pobierać białka i kwasy nukeinowe, takie jak RNA, z tych podłoży w sposób kompatybilny z dalszymi analizami biologicznymi, takimi jak western blotting oraz ilościowa polimeraza łańcuchowa z odwrotną transkrypcją (RT-qPCR). Co więcej, uzyskane podatne podłoża PA wspierają również tworzenie sferoidów i utrzymują je w jednorodne płaszczyźnie ogniskowej, co umożliwia systematyczną analizę zachowań komórkowych w 3D13.
W przeciwieństwie do nich, ograniczenia optyczne hydrożeli PA ograniczają ich zastosowanie w zaawansowanych technikach obrazowania, w szczególności w mikroskopii fluorescencyjnej z całkowym wewnętrznym odbiciem (TIRF)14. Aby rozwiązać ten problem, opracowaliśmy mechanicznie regulowane podłoża ECM na bazie silikonu, zoptymalizowane pod kątem obrazowania TIRF. Materiały te wykazują współczynnik załamania światła zbliżony do szkła, zachowując jednocześnie regulowaną sztywność w szerokim zakresie (Rycyna 2A). Cienka warstwa żelu silikonowego o różnych proporcjach składników jest nanoszona metodą spin-coatingu na szkiełko podstawne przed konjugacją ECM (Rycina 2B oraz Tabela 2). Jednakże naturalna hydrofobowość i obojętność chemiczna silikonu uniemożliwiają bezpośrednią konjugację ECM. W związku z tym zastosowaliśmy strategię modyfikacji powierzchni, aby umożliwić kowalencyjne przyłączenie ligandów ECM. Obróbka plazmą tlenową wprowadza grupy hydroksylowe na powierzchnię silikonu (Rycina 2C). Następnie (3-aminopropyl)trietoksysilan (APTES) przekształca te grupy hydroksylowe w reaktywne grupy aminowe. 1-etylo-3-(3-dimetyloaminopropyl)karbodiimid dichlorek (EDC), będący bezogniowym sieciującym karbodiimidem, ułatwia następnie tworzenie kowalencyjnych wiązań amidowych pomiędzy grupami aminowymi na powierzchni żelu a grupami karboksylowymi w białkach ECM.
Łącznie platformy ECM te zapewniają kosztowo efektywne, powtarzalne i skalowalne systemy do badania mechanizmów sygnalizacyjnych zależnych od sztywności ECM. Ich elastyczność pozwala na bezproblemową integrację z analizami biochemicznymi, obrazowaniem o wysokiej rozdzielczości oraz przepływami pracy o wysokiej przepustowości, co umożliwia badanie wpływu sztywności ECM na zachowanie komórek i rozwój chorób.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
1. Generowanie żeli ECM opartych na PA
- Funkcjonalizacja powierzchni szklanych do przymocowania żelu PA
UWAGA: Wykonuj wszystkie kroki w temperaturze pokojowej na shakerze orbitalnym. Dokładnie spłukuj wodą wysokiej jakości między krokami.- Oczyść powierzchnie szklane 10% wybielaczem na 3 h w chemicznej odpornej misce (np. polistyren). Użyj wystarczającej objętości, aby całkowicie pokryć szkło i upewnij się, że nie ma uwięzionych bąbelek ani suchych obszarów.
UWAGA: Wybielacz jest wysoce żrący i reaktywny. Przestrzegaj instrukcji bezpieczeństwa producenta. - Inkubację szkiełek w 0,2 M kwasie solnym (HCl) przez 16 h z łagodnym wzburzeniem na shakerze.
UWAGA: HCl jest żrący i może powodować oparzenia skóry. Noś odpowiednie PPE. - Dodaj 0,1 M NaOH i inkubację przez 1 h.
UWAGA: Roztwory NaOH są żrącowe i mogą powodować oparzenia skóry. Noś odpowiednie PPE. - Inkubację szkieł w 0,5% APTES w wodzie wysokiej jakości przez 30 min.
UWAGA: APTES jest toksyczny. Pracuj z APTES w wyciągu laboratoryjnym z odpowiednim PPE. - Spłucz szkła dużą objętością wody, aby usunąć wszelkie resztki APTES.
UWAGA: Niekompletne mycie spowoduje reakcję między APTES i glutaraldehydem w następnym kroku i doprowadzi do białych osadów, które zakłócą aktywację powierzchni szkła. - Inkubację szkieł w 0,5% glutaraldehydzie w PBS przez 1 h.
UWAGA: Glutaraldehyd jest toksyczny. Pracuj z glutaraldehydem w wyciągu laboratoryjnym z odpowiednim PPE. - Suszenie szkieł na materiałach absorpcyjnych (np. ręcznikach papierowych) przez noc. Przechowuj szkła w czystym, szczelnym pojemniku do użycia.
- Oczyść powierzchnie szklane 10% wybielaczem na 3 h w chemicznej odpornej misce (np. polistyren). Użyj wystarczającej objętości, aby całkowicie pokryć szkło i upewnij się, że nie ma uwięzionych bąbelek ani suchych obszarów.
- Przygotowanie roztworu żelu PA i odlewu żelu
UWAGA: Formuły potrzebne do uzyskania żeli o określonym modulom sprężystości są podane w Tabeli 1. Zalecane objętości żelu i wymiary szkła dla różnych zastosowań eksperymentalnych są przedstawione w Tabeli 3.- Wymieszaj komponenty żelu PA w 1,7 mL mikroprobówce, wyłączając persiarczany amonu (APS) i tetrametyloetylenodiaminę (TEMED).
UWAGA: Nie przygotowywaj dużych objętości, ponieważ żele o wyższej sztywności polimeryzują szybko i mogą stwardnieć przed zakończeniem odlewu. - Degazuj mieszankę żelu PA, APS i TEMED w komorze próżniowej przy 25 mmHg przez 30 min.
- Przygotuj hydrofobowe górne szkła pokrywające, nakładając hydrofobową powłokę na czyste szkła za pomocą wacika. Upewnij się, że szkła są wolne od plam, aby utrzymać spójną polimeryzację żelu.
- Dodaj APS i TEMED do odgazowanego roztworu, a następnie delikatnie pipetą mieszaninę na aktywowanych szklnach.
- Umieść hydrofobowe szkła na wierzchu roztworu, aby utworzyć jednolitą cienką warstwę żelu. Pozostaw żele do polimeryzacji przez 35 min w temperaturze pokojowej. Upewnij się, że między szklami nie są uwięzione bąbelki i że roztwór nie wylewa się za krawędzie.
UWAGA: Przestrzegaj zalecanych objętości do odlewu żelu, aby zapewnić odpowiednią grubość; zbyt cienkie żele pozwalają komórkom wyczuwać podstawowe szkło15. Przed rozłożeniem składu żelowego sprawdź pozostałą mieszaninę w mikroprobówce, aby potwierdzić polimeryzację. - Zanurz skład żelowy w PBS, aby oddzielić warstwy. Upewnij się, że żel pozostaje przymocowany do aktywowanego dolnego szkła, a hydrofobowe górne szkło odczepia się łatwo.
- Wymieszaj komponenty żelu PA w 1,7 mL mikroprobówce, wyłączając persiarczany amonu (APS) i tetrametyloetylenodiaminę (TEMED).
- Funkcjonalizacja żeli z ligandami ECM
UWAGA: Wszystkie kroki w tej sekcji muszą być wykonywane w sterylnych warunkach w środowisku bezpieczeństwa biologicznego.- Sterilizuj żele, zanurzając je w 70% alkoholu etylowym, a następnie przenieś je do naczyń kulturalnych z tkankową kulturą za pomocą sterylnego PBS.
UWAGA: Nie zostawiaj żeli w alkoholu na dłuższy czas, ponieważ spowoduje to odwodnienie żeli i osłabi koniugację ECM. - Przygotuj główny roztwór funkcjonalizacyjny złożony z wody, alkoholu, HEPES i bisakrylamidu (Tabela 4).
UWAGA: Bisakrylamidem jest toksyczny przy inhalacji lub połknięciu. - Przygotuj rozcieńczone roztwory fotoinicjonatora UV i tetraakrylatu. Oba reagenty są rozpuszczone w alkoholu (Tabela 4).
UWAGA: Wykonuj szeregowe rozcieńczenia tetraakrylatu za każdym razem, ponieważ nadmierny montaż może prowadzić do nadmiernej polimeryzacji i widocznych czarnych osadów na powierzchni (patrz Rysunek 3A). - Waż wymaganą ilość NHS-akrylatu za pomocą wagi analitycznej. Natychmiast przed użyciem zawieś NHS-akryl w 50% alkoholu/50% wodzie.
UWAGA: Nadmierna ilość NHS-akrylatu skutkuje powstawaniem
- Sterilizuj żele, zanurzając je w 70% alkoholu etylowym, a następnie przenieś je do naczyń kulturalnych z tkankową kulturą za pomocą sterylnego PBS.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Sztywność żeli PA uzyskana przy zastosowaniu formulacji przedstawionych w Tabeli 1 została przetestowana eksperymentalnie przy użyciu reometru. Wybrano żele o nominalnych wartościach sztywności 0,4 kPa, 6 kPa i 60 kPa, obejmujące trzy rzędy wielkości. Zmierzone wartości sztywności wyniosły 363 ± 76 Pa dla żeli 400 Pa, 6,41 ± 0,50 kPa dla żeli 6 kPa oraz 36 ± 8 kPa dla żeli 60 kPa (Rysunek 4A). Aby ocenić jednorodność przyłączania ECM do żeli PA, do powierzchni żelu sprzężono znakowaną fl...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Przedstawiony protokół wytwarzania ECM zapewnia powtarzalny, skalowalny i opłacalny proces i może być łatwo wdrożony w większości laboratoriów. Chociaż tradycyjne szklane i plastikowe naczynia do hodowli są wygodne i umożliwiają szybkie zbieranie danych, syntetyczne podłoża nie radzą sobie z odtworzeniem fizjologicznie odpowiedniej sztywności tkanki. Alternatywne mechanicznie modulujące podłoża, takie jak polidimetyloksylan (PDMS) lub żelatyna metyloakryloilowana (GelMA), są łatwiejsze do wytworzenia, ale ogólnie nie osi...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają żadnych sporów o interesy do ujawnięcia.
Podziękowania
To dzieło zostało wsparte funduszami z CIHR Research Excellence, Diversity, and Independence Early Career Transition Award 202305ED8-509143-244657 (dla F.B.K.) oraz Narodowego Instytutu Zdrowia Cancer Institute R35 CA242447-01A1 dla V.M.W. K.J. jest stypendystą Lois A. Cinelli Fundacji Damon Runyon Cancer Research (DRG-2547-25).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| (3-Aminopropyl)triethoxysilane (APTES) | 919-30-2 | - | Thermo Fisher Scientific |
| 1.7 mL microcentrifuge tubes | - | LMCT1.7B | FroggaBio |
| 12-well tissue culture-treated plates | - | 83.3921 | Sarstedt |
| 15 mL centrifuge tubes (for orange chamber) | - | CLS430790 | Corning |
| 2-Hydroxy-4′-(2-hydroxyethoxy)-2-methylpropiophenone (Irgacure) | 106797-53-9 | - | Thermo Fisher Scientific |
| 2% Bisacrylamide solution | 110-26-9 | - | Bio-Rad |
| 3-(3-Dimethylaminopropyl)-1-ethylcarbodiimide hydrochloride (EDC) | 25952-53-8 | - | Chem Impex International |
| 4′,6-Diamidino-2-phenylindole dihydrochloride | 28718-90-3 | - | Sigma |
| 4′,6-Diamidino-2-phenylindole dihydrochloride (DAPI) | - | D1306 | Invitrogen |
| 40% Acrylamide solution | 01/06/1979 | - | Bio-Rad |
| 50% Glutaraldehyde | 111-30-8 | - | Thermo Fisher Scientific |
| 6 cm tissue culture-treated dishes | - | 83.3901 | Sarstedt |
| A549 cells | - | CCL-185 | ATCC |
| Acrylic acid N-hydroxysuccinimide ester | 38862-24-7 | - | Thermo Fisher Scientific |
| Alexa Fluor 488 goat anti-rabbit antibody | - | A11008 | Invitrogen |
| Alexa Fluor 594 NHS ester (tris(triethylammonium salt)) | - | A37572 | Invitrogen |
| Ammonium persulfate | 7727-54-0 | - | Bio-Rad |
| Clear impact-resistant polycarbonate film (0.005 in.; spacer) | - | 85585K72 | McMaster-Carr |
| CY 52-276 silicone gel, Components A and B | 2624028 | - | Dow |
| Dulbecco’s Modified Eagle Medium (DMEM) | - | 11995-065 | Thermo Fisher Scientific |
| Ethanol, anhydrous | 64-17-5 | - | Greenfield Canada |
| Fast SYBR Green Master Mix | - | 4385612 | Thermo Fisher Scientific |
| Fetal bovine serum | - | A52567-01 | Thermo Fisher Scientific |
| Fibronectin | - | 356008 | Corning |
| Formaldehyde (16%) | - | 28908 | Thermo Fisher Scientific |
| HEPES | 7365-45-9 | - | BioShop |
| High-temperature silicone rubber sheet (0.020 in.; gasket) | - | 86435K452 | McMaster-Carr |
| Hydrochloric acid | 7647-01-0 | - | BioShop |
| Large hollow hole punch tool set | - | 66000 | Mayhew Pro |
| Matrigel | - | 356234 | Corning |
| Media storage borosilicate glass bottle, 250 mL | - | CLS1395250 | Corning |
| Media storage borosilicate glass bottle, 500 mL | - | CLS1395500 | Corning |
| MicroAmp Fast Optical 96-well reaction plate | - | 4346906 | Thermo Fisher Scientific |
| Microscope slide coverslips, 18 mm diameter | - | 72222-01 | Electron Microscopy Sciences |
| Microscope slide coverslips, 50 mm diameter | - | 1.84E+16 | eBay |
| PBS (1×) | - | 14190144 | Thermo Fisher Scientific |
| PBS (10×) | - | 70011044 | Thermo Fisher Scientific |
| Phalloidin | 17466-45-4 | - | Biotium |
| Phospho-FAK (Tyr397) antibody | - | 85567 | Cell Signaling Technology |
| Phospho-MLC (Ser19) antibody | - | 3671 | Cell Signaling Technology |
| Plasma cleaner | - | PDC-32G | Harrick Plasma |
| qPCR primers (forward and reverse) | - | N/A | Integrated DNA Technologies |
| qScript cDNA Synthesis Kit | - | 95047 | QuantaBio |
| Rain-X | - | - | Rain-X |
| Screw-cap tubes, conical base, 15 mL | - | 62.554.101 | Sarstedt |
| Screw-cap tubes, conical base, 50 mL | - | 62.547.205 | Sarstedt |
| Serological pipette, 10 mL | - | 170356N | Thermo Fisher Scientific |
| Serological pipette, 25 mL | - | 170357N | Thermo Fisher Scientific |
| Serological pipette, 5 mL | - | 170355N | Thermo Fisher Scientific |
| Serological pipette, 50 mL | - | 170358N | Thermo Fisher Scientific |
| Sodium hydroxide | 1310-73-2 | - | BioShop |
| SYPRO Ruby protein gel stain | - | S12000 | Invitrogen |
| TEMED | 110-18-9 | - | Bio-Rad |
| TRIzol reagent | - | 15596026 | Thermo Fisher Scientific |
| UV chamber | - | 165-5031 | Bio-Rad |
Bibliografia
- Guimarães, C. F., Gasperini, L., Marques, A. P., Reis, R. L. The stiffness of living tissues and its implications for tissue engineering. Nat Rev Mater. 5 (5), 351-370 (2020).
- Butcher, D. T., Alliston, T., Weaver, V. M. A tense situation: forcing tumour progression. Nat Rev Cancer. 9 (2), 108-122 (2009).
- Barnes, J. M., Przybyla, L., Weaver, V. M. Tissue mechanics regulate brain development, homeostasis and disease. J Cell Sci. 130 (1), 71-82 (2017).
- Kai, F. B., Laklai, H., Weaver, V. M. Force matters: biomechanical regulation of cell invasion and migration in disease. Trends Cell Biol. 26 (7), 486-497 (2016).
- Discher, D. E., Janmey, P., Wang, Y. L. Tissue cells feel and respond to the stiffness of their substrate. Science. 310 (5751), 1139-1143 (2005).
- Engler, A. J., Sen, S., Sweeney, H. L., Discher, D. E. Matrix elasticity directs stem cell lineage specification. Cell. 126 (4), 677-689 (2006).
- Miroshnikova, Y. A., et al. Tissue mechanics promote IDH1-dependent HIF1α-tenascin C feedback to regulate glioblastoma aggression. Nat Cell Biol. 18 (12), 1336-1345 (2016).
- Mekhdjian, A. H., et al. Integrin-mediated traction force enhances paxillin molecular associations and adhesion dynamics that increase the invasiveness of tumor cells into a three-dimensional extracellular matrix. Mol Biol Cell. 28 (11), 1467-1488 (2017).
- Northey, J. J., et al. Mechanosensitive hormone signaling promotes mammary progenitor expansion and breast cancer risk. Cell Stem Cell. 31 (1), 106-126.e13 (2024).
- Kai, F. B., et al. ECM dimensionality tunes actin tension to modulate endoplasmic reticulum function and spheroid phenotypes of mammary epithelial cells. EMBO J. 41 (17), e109205 (2022).
- Kai, F. B., Leidal, A. M., Weaver, V. M. Tension-induced organelle stress: an emerging target in fibrosis. Trends Pharmacol Sci. 46 (2), 117-131 (2025).
- Mei, Y., et al. Combinatorial development of biomaterials for clonal growth of human pluripotent stem cells. Nat Mater. 9 (9), 768-778 (2010).
- Lakins, J. N., Chin, A. R., Weaver, V. M. Exploring the link between human embryonic stem cell organization and fate using tension-calibrated extracellular matrix functionalized polyacrylamide gels. Methods Mol Biol. 916, 317-350 (2012).
- Ou, G., et al. Visualizing mechanical modulation of nanoscale organization of cell-matrix adhesions. Integr Biol (Camb). 8 (7), 795-804 (2016).
- Buxboim, A., Rajagopal, K., Brown, A. E., Discher, D. E. How deeply cells feel: methods for thin gels. J Phys Condens Matter. 22 (19), 194116 (2010).
- Liu, F., et al. Feedback amplification of fibrosis through matrix stiffening and COX-2 suppression. J Cell Biol. 190 (4), 693-706 (2010).
- Paszek, M. J., et al. Tensional homeostasis and the malignant phenotype. Cancer Cell. 8 (3), 241-254 (2005).
- Cosgrove, B. D., et al. Mechanosensitive genomic enhancers potentiate the cellular response to matrix stiffness. Science. 390 (6778), eadl1988 (2025).
- Qin, Z., et al. Matrix stiffness of GelMA hydrogels regulates lymphatic endothelial cells toward enhanced lymphangiogenesis. ACS Appl Mater Interfaces. 16 (41), 55130-55141 (2024).
- Greaney, A. J., et al. A comprehensive protocol for PDMS fabrication for use in cell culture. PLoS One. 20 (5), e0323283 (2025).
- Muncie, J. M., et al. Patterning the geometry of human embryonic stem cell colonies on compliant substrates to control tissue-level mechanics. J Vis Exp. (151), e60334 (2019).
- Kai, F. B., Drain, A. P., Weaver, V. M. The extracellular matrix modulates the metastatic journey. Dev Cell. 49 (3), 332-346 (2019).
- Bonneh-Barkay, D., Wiley, C. A. Brain extracellular matrix in neurodegeneration. Brain Pathol. 19 (4), 573-585 (2009).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
