Artykuł metodologiczny

Charakterystyka struktury i funkcji błony lipidowo-białkowej z wykorzystaniem warstw dwubiegunowych interfejsu kropelkowego

DOI:

10.3791/70628

⸱

12 czerwca 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Carle Illinois College of Medicine, University of Illinois at Urbana-Champaign, 2Shull Wollan Center, University of Tennessee, 3Department of Chemistry, Louisiana State University, 4Department of Physics and Astronomy, University of Tennessee, 5Department of Chemical and Biomolecular Engineering, University of Tennessee, 6Department of Chemical and Environmental Engineering, University of Cincinnati, 7Department of Metallurgical, Materials, and Biomedical Engineering, University of Texas at El Paso, 8Farragut High School, 9Department of Chemical and Biological Engineering, University of Alabama, 10Department of Engineering Management and Technology, University of Tennessee, 11Labs and Soft Matter Group, Oak Ridge National Laboratory, 12Department of Physics and Astronomy, Texas Tech University, 13Center for Nanophase Materials Sciences, Oak Ridge National Laboratory

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przedstawiono protokół eksperymentalny do składania, stymulacji elektrycznej i analizy kropli dwuwarstwy lipidowych zmodyfikowanych gramicydyną A. Relacje struktura-funkcja lipidów i białek są ilościowo określane poprzez pomiar zmian w obszarze błony, przepływie jonowym i przewodnictwie pojedynczego kanału oraz odniesienie tych reakcji do zmian przypominających plasticzne zmiany w przewodnictwie jonowym w modelu błony inspirowanym synapsami elektrycznymi.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Interfejsowe dwuwarstwy kropelkowe (DIB) oferują skalowalną platformę do badania właściwości elektromechaniki membran lipidowych i lipidowo-peptydowych w warunkach kontrolowanego stymulacji elektrycznej. DIB umożliwiają zarówno pojedyncze pomiary przewodnictwa jonów w kanałach, jak i zespołowe na obszarach membrany wielokrotnie większych niż te dostępne w tradycyjnych technikach patch clamp, umożliwiając tym samym analizy na poziomie membrany elektromechanicznego odkształcenia i jego wpływu na peptydy przewodzące jony. Poprzez systematyczne dostrajanie struktury membrany poprzez fazę oleju węglowodorowego (np. heksadekanu [C16] w stosunku do dodekan/heksadekanu [C12/C16] [25%/75%, v/v]), ta platforma od dołu umożliwia systematyczną zmianę składu membrany i środowiska oleju, które wpływają na lepko-elastyczność membrany i reorganizację strukturalną, a tym samym przewodzenie jonów przez peptydy. Szczegółowe procedury są dostarczane dla montażu membran 1,2-difitanoilo-sn-glicero-3-fosfocholiny (DPhPC) zmodyfikowanej gramicydyną A przy użyciu różnych składów oleju węglowodorowego oraz dla zastosowania protokołów impulsów napięciowych, które prowadzą membrany do metastabilnych elektromechanikalnych stanów. Adaptacyjna przewodność jonów membrany jest charakteryzowana, w tym krótkotrwała plastyczność (STP-podobna) oraz długotrwała potencjacja i depresja (LTP-podobna/LTD-podobna) odpowiedzi w modelowanej membranie. Bardziej ogólnie, ten protokół zapewnia solidne, powtarzalne podejście do systematycznego badania zależności od składu, wpływu na poziomie membrany elektromechaniki na zachowanie przewodzące podobne do synaptycznego oraz do zrozumienia, jak środowisko membrany lipidowej modyfikuje funkcję kanałów jonowych.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Biologiczne błony są krytycznymi strukturami supramolekularnymi, które mogą regulować przewodnictwo jonowe i umożliwiać komunikację między neuronami poprzez synapsy elektryczne i chemiczne1,2,3,4. Ten rodzaj komunikacji jest dodatkowo kontrolowany przez plastyczność synaptyczną, gdzie zmiany strukturalne synaps modulują ich siłę i trwałość na różne skale czasowe5,6, często opisywane w terminach krótkotrwałej plastyczności (STP) i długotrwałego wzmocnienia lub osłabienia (LTP lub LTD). Te zjawiska, które obejmują dynamiczne zmiany przewodnictwa błonowego w odpowiedzi na aktywność nerwową, są często połączone z neuroplastycznością7, która leży u podstaw uczenia się i pamięci8. Tradycyjne modele plastyczności często podkreślają biochemiczną regulację kanałów jonowych poprzez syntezę białek, transport lub fosforylację9. Jednak rola błon komórkowych neuronów w modelach plastyczności została, w większości przypadków, pominięta10,11.

Metody patch-clamp są stosowane od ponad pół wieku do badania elektrofizjologii pojedynczych kanałów jonowych. Jednak mogą one badać tylko obszary błony znacznie mniejsze niż intaktne synapsy lub duże modele syntetyczne. Jako takie, stanowią ograniczenia techniczne dla badań reorganizacji i deformacji błon w skali mezo. Skala mezo jest coraz bardziej rozpoznawana jako krytyczna skala długości dla zrozumienia wielu aspektów biofizyki błon12,13.

Przedstawiono metodologię zastosowania kropel interfejsowych dwuwarstwy (DIB) z 1,2-difitanoilo-sn-glicero-3-fosfocholinem (DPhPC)14,15 dopeowanych monowalentnym kationem peptydu jonoforem, gramicydynę-A (gA), do modelowania przewodnictwa jonowego, niewiele różniącego się od tego, co ma miejsce w synapsie elektrycznej. Ten system oferuje kilka kluczowych zalet: (i) DIB zapewniają skalowalną platformę lipidową i olejną, która umożliwia systematyczną reorganizację błony16; (ii) DIB umożliwiają badanie zdarzeń jednokanałowych i zespołowych na różne skale długości17,18; oraz (iii) DIB umożliwiają badanie submilimetrowych obszarów błony, które uchwytują zbiorową restrukturyzację elektromechanicznie indukowaną błony, zachowując jednocześnie zdolność do rozdzielania zdarzeń przewodnictwa jonowego pojedynczych kanałów19,20. Ta metoda jest najbardziej odpowiednia dla badań wymagających jednoczesnego badania elektrycznego i optycznego elektromechaniki błony na obszarach większych niż te dostępne za pomocą konwencjonalnej metody patch clamp, zachowując jednocześnie zdolność rozdzielania dyskretnych zdarzeń kanałowo-jonowych. Jest szczególnie przydatna, gdy celem eksperymentu jest zbadanie, jak skład błony, środowisko oleju i nałożone kształty fal napięcia wpływają na zbiorową restrukturyzację błony i przewodnictwo peptydów. Metoda ta jest mniej odpowiednia dla eksperymentów wymagających natywnej architektury komórkowej lub bezpośrednich odczytów molekularnych zmian konformacyjnych białek w nieszkodzących błonach biologicznych19,20,21.

Poprzez zastosowanie fizjologicznie odpowiednich stymulacji elektrycznych, DIB są prowadzone w stany nierównoważeniowe, w których dynamiczna elektromechaniczna restrukturyzacja modyfikuje przewodnictwo jonowo-kanałowe peptydów. Te emergentne zmiany w przewodnictwie jonowym są opisowo analogiczne do neurologicznych zjawisk STP, LTP i LTD omawianych w neurologii22,23,24. W niniejszym badaniu zachowania te są interpretowane przede wszystkim jako fizyczne reakcje na poziomie błony na stymulację elektryczną związane z właściwościami mechanicznymi błony, takimi jak wiskoelastyczność i ściśliwość w modelowanej strukturze błony25. Warto zauważyć, że opisane tu badanie opiera się na poprzednich dowodach, że dwuwarstwy lipidowe mogą wykazywać fundamentalne właściwości elektryczne pamięci poprzez trwałe zmiany przewodnictwa i magazynowanie ładunku pojemnościowego po stymulacji14,15,25,26,27,28,29,30,31,32,33,34, oferując nowe wglądy w mechanizmy, za pomocą których dwuwarstwy lipidowe mogą wspierać adaptacyjne, synaptyczno-podobne funkcjonalności w przypadku braku złożonego strukturalnego aparatu komórkowego. Wreszcie, ta metodologia umożli

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dokładnie wyczyść całe szkło laboratoryjne i sprzęt przygotowawczy za pomocą odpowiednich detergentów laboratoryjnych i spłucz przed przygotowaniem próbki z wodą destylowaną. Noś zawsze okulary ochronne i rękawiczki nitrylowe lub lateksowe, aby uniknąć zanieczyszczenia. Utylizuj wszystkie odpady chemiczne zgodnie z instytucjonalnymi wytycznymi bezpieczeństwa. Upewnij się, że lotne rozpuszczalniki są przechowywane zgodnie z instytucjonalnymi wytycznymi bezpieczeństwa. Upewnij się, że przestrzeń laboratorium eksperymentalna i sprzęt (Rysunek 1A), naczynie eksperymentalne (Rysunek 1B) oraz połączenia elektryczne i optyczne (Rysunek 1C) pozostają niezablokowane i wolne od przeszkód.

1. Przygotowanie buforu wodnego

  1. Waż odpowiednią ilość kwasu 3-(N-morfolino)propanosulfonowego (MOPS) i chlorku potasu (KCl), aby uzyskać żądane stężenia końcowe (np. 10 mM MOPS, 0,1 M KCl w 500 mL).
  2. Dodaj MOPS i KCl do ~450 mL wody destylowanej w kolbie objętościowej o pojemności 500 mL lub pomiarowym cylindrze i mieszaj za pomocą magnesowego sterownika mieszającego aż do całkowitego rozpuszczenia.
  3. Zmierzyj pH za pomocą skalibrowanego miernika pH. Dostosuj pH do 7,4 dodając 1 M wodorotlenek potasu (KOH) lub kwas chlorowodorowy (HCl) w przyrostach po 0,25 mL podczas ciągłego mieszania.
  4. Doprowadź całkowitą objętość do 500 mL wodą destylowaną i dokładnie wymieszaj. Przelej bufor do czystej, oznaczonej butelki, szczelnie ją zamknij i przechowuj w temperaturze 4 °C.
    UWAGA: Używaj bufora przez ok. 2 miesiące. Weryfikuj i ponownie dostosuj pH do 7,4 przed każdym użyciem.

2. Przygotowanie roztworu stężonego gramicydyny

  1. W kapturze chemicznym dodaj 5 mg gramicydyny A (gA) do czystego 20 mL szklanego fiolka. Dodaj 10 mL metanolu za pomocą szklanej lub gazoochronnej strzykawki i wiruj aż do całkowitego rozpuszczenia peptydu. Oznacz fiolkę jako “gA stężony” i przechowuj w temperaturze -80 °C.
    UWAGA: Eksperymenty zespołowe wykorzystują proporcje molowe lipid:peptyd ~1:10-4. Eksperymenty jednokanałowe wykorzystują ~10–100 razy mniejsze ilości peptydu (1:10-5–10-6), aby rozdzielić pojedyncze zdarzenia w krótkim czasie rejestracji (mniej niż 1 min). Przygotowanie rozcieńczonego stoku poprawia dokładność pipetowania przy niskich proporcjach molowych (mniej niż ~ 1:10-4).
  2. Oczyść dwa dodatkowe czyste 20 mL szklane fiolki gazem argonowym przez ~5 s każdą, aby usunąć kurz.
  3. Za pomocą czystej gazoochronnej strzykawki wylej 9,9 mL metanolu do każdej oczyszczonej fiolki.
  4. Za pomocą sterylnej gazoochronnej strzykawki wylej 100 μL stoku gA do jednej fiolki, aby uzyskać objętość całkowitą 10,0 mL. Oznacz tę fiolkę jako “A”. Stężenie = 2,66 μM gA w metanolu.
  5. Wylej 100 μL roztworu “A” do drugiej szklanej fiolki, aby uzyskać objętość całkowitą 10,0 mL. Oznacz tę fiolkę jako roztwór “B”. Stężenie = 26,6 nM gA w metanolu.
  6. Zamknij fiolki i zawijaj parafilmem.
  7. Przechowuj wszystkie roztwory gA w temperaturze -80 °C aż do użycia.

3. Przygotowanie pęcherzyków lipidowo-peptydowych

  1. Oczyść czysty 20 mL szklany fiolek gazem argonowym przez ~5 s.
  2. Dodaj 4 mg lipidu 1,2-dyftanoilo-sn-glicero-3-fosfocholiny (DPhPC) do fiolki.
  3. W kapturze dodaj 1 mL metanolu za pomocą szkła pipetowego. Delikatnie mieszaj lub wiruj, aż wszystkie lipidy się rozpuszczą.
  4. Za pomocą 500 μL gazoochronnej strzykawki dodaj 178 μL roztworu “A” (dla eksperymentów STP na poziomie zespołowym; proporcje molowe DPhPC:gA = 1:10-4) lub 890 μL roztworu “B” (dla eksperymentów jednokanałowych; proporcje molowe DPhPC:gA = 1:5×10-6) do roztworu DPhPC w metanolu. Delikatnie wiruj, aby wymieszać.
  5. Pod delikatnym strumieniem argonu w kapturze odparowuj metanol aż do utworzenia się cienkiej, jednolitej warstewki lipidowej na dnie fiolki.
  6. Umieść otwartą fiolkę w 40 °C szafie próżniowej i wyciągnij pełną próżnię przez 10–12 h lub na noc, aby usunąć resztki rozpuszczalnika.
  7. Wyjmij fiolkę ze szafy próżniowej i dodaj 2 mL 0,1 M buforu KCl przygoto

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Układ eksperymentalny DIB
System rejestracji znajduje się wewnątrz klatki Faradaya na stole antywibracyjnym, a dane elektryczne i wideo są pozyskiwane przez dwa oddzielne komputery (Rycina 1A), choć można użyć jednego komputera z funkcją podzielonego ekranu. Środowisko próbki DIB składa się z dwóch elektrod powlekanych agarozą, zanurzonych w określonej objętości oleju alkanowego (Rycina 1B). Rycina 1C przedstawia schemat kluczowych połączeń elektrycznych i optycznych dla układu eksperymentalnego opisanego w niniejszej pracy.

Układ elektrofizjologiczny z mikroskopem, wzmacniaczami i cyfryzerem; schemat monitorowania wizualnego i elektrycznego.
Rysunek 1: Układ eksperymentalny. (A) Stół antywibracyjny i klatka Faradaya z zaznaczonymi głównymi komponentami, w tym wzmacniaczem, cyfryzerem, filtrem szumów, generatorami funkcji oraz interfejsem dwukomputerowym do akwizycji sygnałów elektrycznych i wideo. (B) Widok z góry i z przodu środowiska próbki DIB oraz elektrod. (C) Schemat połączeń elektrycznych i optycznych związanych z układem eksperymentalnym opisanym w niniejszej pracy. Wszystkie poszczególne komponenty współdzielą wspólną masę w budynku laboratorium. Wszystkie eksperymenty przeprowadzono w temperaturze pokojowej (21–22 ˚C). Proszę kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Przygotowanie i kontrola jakości elektrod Ag/AgCl
Stopienie końcówki srebrnego drutu prowadzi do utworzenia się sferycznej kuleczki (Rysunek 2A); w przypadku niskiej jakości przetopu końcówka ma kształt podłużny lub nieregularny. Chlorowanie w wybielaczu powoduje powstanie matowej, brązowo-szarej powierzchni Ag/AgCl (Rysunek 2B). Cienka, jednorodna warstwa agarozy o grubości rzędu kilkunastu mikrometrów na kuleczce jest niezbędna do stabilnego podtrzymania kropli oraz zapewnienia elektrochemicznego sprzężenia o niskiej impedancji, natomiast nierównomierna powłoka prowadzi do słabej adhezji kropli (Rysunek 2C).

Schemat porównania powłok; wyniki dla agarozy sferycznej i wydłużonej, chlorowanej i niechlorowanej.
Rycina 2: Przygotowanie elektrod. (A) Obrazy mikroskopowe stopów elektrod o dobrej i słabej jakości. (B) Porównanie niechlorowanych i chlorowanych głowic elektrod. (C) Przykłady powłok z agarozy o dobrej i słabej jakości. Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tej ryciny.

Schemat układu mikroprzepływowego przedstawiający proces wyrównywania kapilar i tworzenie kropli w czasie.
Rysunek 3: Układ elektrod.(A) Widok z góry wyrównania kąta zamontowanej elektrody. (B) Widok z boku porównujący krople niewybrzuszone bezpośrednio po załadowaniu LUV z kroplami wybrzuszonymi po utworzeniu monowarstwy. Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.

Pozycjonowanie elektrod i zjawisko osiadania kropel
Widoki z góry przedstawiają prawidłowe ustawienie kątowe elektrod w celu zminimalizowania zniekształceń optycznych (Rysunek 3A). Widoki z boku porównują krople powlekane lipidami bez osiadania (bezpośrednio po nałożeniu roztworu LUV) oraz krople osiadające (po 5 min) (Rysunek 3B). Osiadające krople wykorzystywane do formowania DIB wykazują opóźnioną reakcję fizyczną na ruch z powodu znacznego spadku napięcia powierzchniowego spowodowanego monowarstwami lipidowymi, co wizualnie potwierdza powstanie zawieszonej kropli wodnej w pełni powleczonej monowarstwą lipidową. Po wystąpieniu osiadania stosuje się stymulację falą trójkątną, aby uzyskać elektryczne potwierdzenie formowania i stabilności dwuwarstwy35.

Schemat procesu fuzji błon; powierzchnia dwuwarstwy zwiększa się w czasie, wykazując wewnętrzne odbicie.
Rysunek 4: Tworzenie dwuwarstwy na styku kropli (DIB).(A) Sekwencja poklatkowa obrazująca tworzenie i rozszerzanie się dwuwarstwy po zetknięciu kropli. (B) Wewnętrzne odbicie błony wykorzystywane do szacowania średnicy i powierzchni dwuwarstwy. Obrazowanie DIB jest wykonywane od spodu układu za pomocą mikroskopu odwróconego. Pasek skali = 50 µm. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Tworzenie DIB i pomiar powierzchni
Kolejne obrazy rejestrują spontaniczne „zapinanie” dwuwarstwy oraz ekspansję powierzchni w momencie zetknięcia dwóch zwisających kropli (Rysunek 4A). Jasne, wewnętrzne refleksy owalne w miejscu styku kropli służą do szacowania średnicy dwuwarstwy, a w konsekwencji powierzchni błony w czasie (Rysunek 4B).

Wykres przedstawiający natężenie prądu i napięcie w czasie, zawierający analizę przebiegu impulsów PPF i PPD.
Rysunek 5: Protokół STP — stymulacja i odpowiedź. Przedstawiono reprezentatywne odpowiedzi prądowe podczas facylitacji podwójnej impulsowej (PPF, 0–60 s, kolor czerwony) i depresji podwójnej impulsowej (PPD, 60–120 s, kolor niebieski) (góra), wraz z odpowiadającym im protokołem stymulacji (dół). Impulsy PPF i PPD mają czas trwania 100 ms przy czasie wyłączenia (OFF) wynoszącym odpowiednio 10 ms i 250 ms, co daje cykle pracy na poziomie 90,9% i 28,6%. Facylitacja odpowiada wypadkowym wzrostom prądu jonowego; depresja odpowiada wypadkowym spadkom. Odpowiedzi prądowe są rejestrowane tylko w okresach włączenia (ON); w celu wizualizacji dane pomiędzy impulsami zostały interpolowane, aby podkreślić ogólne trendy natężenia prądu. Schematyczne czasy trwania impulsów oraz liczba impulsów w fazach PPF i PPD nie są zachowane w skali i zostały przedstawione w celach ilustracyjnych. Reprezentatywne dane odpowiedzi prądowej powtórzono z pracy Podar PT et al.,25 na licencji CC BY-NC-ND 4.0. Copyright © 2025 The Author(s). Opublikowano przez PNAS. Schemat stymulacji zmodyfikowany na potrzeby niniejszego manuskryptu. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.

Protokół stymulacji elektrycznej w celu wywołania zachowania podobnego do krótkotrwałej plastyczności (STP-like)
Wzorce stymulacji przedstawione tutaj reprezentują ułatwienie (PPF) i depresję (PPD) po podwójnym impulsie, zgodnie z analogią do terminologii neurobiologicznej, podobnie jak w pracach Konera i Najema28,29. Ułatwienie po podwójnym impulsie (PPF; 0–60 s) oraz depresja po podwójnym impulsie (PPD; 60–120 s) są realizowane przy użyciu impulsów o czasie trwania 100 ms z czasami OFF wynoszącymi odpowiednio 10 ms i 250 ms, co odpowiada cyklom pracy 90,9% dla PPF i 28,6% dla PPD. Górny panel przedstawia reprezentatywne odpowiedzi prądowe w okresach ON, natomiast dolny panel przedstawia wzorzec stymulacji.

Prąd, powierzchnia i strumień jonowy podczas STP oraz następującej po nim długotrwałej stymulacji
Znormalizowany prąd (I/I0) dla dwuwarstw DPhPC domieszkowanych gA w olejach C16 oraz C12/C16 przedstawiono podczas PPF i PPD (Rysunek 6A). Znormalizowana powierzchnia błony (A/A0) zmierzona w 30 punktach czasowych wykazuje podobną ewolucję powierzchni w obu warunkach olejowych pomimo różnic w natężeniu prądu (Rysunek 6B). Dane dotyczące znormalizowanego prądu i powierzchni przedstawiono odpowiednio jako chmury i słupki średnich ± S.D. dla 28 niezależnych DIB na każdy warunek olejowy. Znormalizowany strumień, J/J0 = (I/I0)/(A/A0), pozwala oddzielić niezależne od powierzchni zmiany przewodnictwa i jest zgodny ze zmianami przewodzenia błony wykraczającymi poza zwykłą ekspansję powierzchni (Rysunek 6C). Jednak zmiany te mogą odzwierciedlać wkład zarówno z przewodnictwa pojedynczego kanału, jak i z liczby aktywnych kanałów przewodzących. Przedłużona stymulacja PPD trwająca do 30 min wywołuje zachowanie przypominające długotrwałe osłabienie (LTD) w błonach C16, ale utrzymuje podwyższony strumień zgodny z zachowaniem przypominającym długotrwałe wzmocnienie (LTP) w błonach C12/C16 (Rysunek 6D). Wspólnie dane te pokazują, że skład błony moduluje zmiany w strumieniu jonowym przypominające plastyczność zarówno w krótkiej, jak i długiej skali czasowej.

Analiza danych prądu i strumienia C12/C16; znormalizowane wykresy A-D; pomiary PPF, PPD, STP, LTP.
Rycina 6: Prąd, powierzchnia i obliczony strumień jonowy DIB podczas STP oraz przejścia w LTP/LTD. (A) Znormalizowany prąd (I/I₀) podczas PPF (0–60 s, białe tło) i PPD (60–120 s, szare tło) dla membran DPhPC domieszkowanych gA w olejach C16 (pomarańczowy) i C12/C16 (niebieski), gdzie każdy warunek obejmuje n = 28 niezależnie utworzonych DIB. (B) Znormalizowane powierzchnie membran (A/A₀), zmierzone w 30 punktach czasowych, wykazujące porównywalne trajektorie powierzchni mimo różnych odpowiedzi prądowych; dane przedstawiono jako średnia ± S.D. dla tych samych n = 28 niezależnych DIB na warunek oleju. (C) Znormalizowany strumień, J/J₀ = (I/I₀)/(A/A₀)), obliczony na podstawie odpowiadających im pomiarów prądu i powierzchni, podkreślający zmiany przewodności wykraczające poza efekty powierzchniowe. (D) Długoterminowe zachowanie podczas przedłużonej stymulacji PPD: po początkowych 120 s STP (szare zacienienie), DIB poddano 30 min PPD z impulsami ON = 100 ms i OFF = 250 ms (ciągła linia czerwona/zielona) lub 30 s (pomarańczowa/szara). Strumień spada do poziomu linii bazowej lub poniżej niej w membranach C16, co wskazuje na zachowanie typu LTD, ale pozostaje podwyższony w membranach C12/C16, co wskazuje na trwałe zachowanie typu LTP. Zacienione obszary reprezentują propagację błędu z I/I₀ i A/A₀. Zbiory danych dla przedłużonego PPD w (D) uzyskano z n = 6 niezależnych DIB na warunek oleju dla protokołu 120 s, a następnie z 3 DIB na warunek przedłużonego PPD. Wszystkie punkty danych są połączone wyłącznie w celach wizualizacyjnych. Panele A, B i D powielone na podstawie CC BY-NC-ND 4.0. Copyright © 2025 The Author(s). Opublikowano przez PNAS. Panel C został nowo wygenerowany do niniejszego rękopisu na podstawie danych przedstawionych w Podar PT et al.,25. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Reprezentatywny 15 s jednokanałowy zapis prądu z domieszkowanego gA DIB utworzonego w oleju C16 po stymulacji PPF
Zapis obejmuje surowy sygnał zarejestrowany przy 50 kHz z filtrem dolnoprzepustowym 1 kHz, zapis przefiltrowany filtrem Bessela 8-biegunowym 250 Hz oraz idealizowane dopasowanie JSMURF. Najniższy stabilny poziom definiuje stan zamknięty, a wyższe poziomy odpowiadają zdarzeniom jednokanałowym, wielokanałowym oraz zdarzeniom o obniżonej przewodności. Zapisy te stanowią podstawę do analizy amplitudy przewodności i czasu życia. Wskazany przykład czasu przebywania w stanie danej przewodności reprezentuje czas trwania konkretnego poziomu przewodności, którego amplituda i czas trwania odzwierciedlają łączny wkład wielu jednoczesnych pełnych i/lub częściowych zdarzeń przewodzenia.

Rozkłady amplitudy przewodnictwa i czasu życia
Histogramy amplitudy przewodnictwa dla membran C16 i C12/C16 (Rysunek 7A–B) porównują warunki przed i po PPF przy molowym stosunku DPhPC:gA wynoszącym 1:5×10-6. Przybliżenia gaussowskie pod danymi wskazują przesunięcia średnich pików przewodnictwa po PPF i pozwalają rozróżnić oddzielne piki odpowiadające stanom subprzewodnictwa i wielokanałowym. Porównania statystyczne rozkładów przewodnictwa przeprowadzono na połączonych danych na poziomie zdarzeń przy użyciu testu t Welcha i testu U Manna-Whitneya (α = 0.05), gdzie każda warunkiem obejmował 3 niezależne pomiary DIB, a N dla danego stanu przewodnictwa oznacza całkowitą liczbę zdarzeń wykrytych w tych pomiarach. Rozkłady prawdopodobieństwa czasu życia, N(t)/N(0), przed i po (Rysunek 7C–D) pokazują, że membrany C12/C16 wykazują rozkłady przewodnictwa z dłuższymi ogonami oraz zmienione czasy życia w stosunku do C16, co wskazuje na zmiany w stabilności kanałów. Dane z histogramów są reprezentatywne dla przefiltrowanego śladu z 15 s (ślad czerwony) pozyskanego dla każdego warunku. Rozkłady czasu życia stanów przewodnictwa zostały wygenerowane z 3 niezależnych pomiarów DIB na warunek; linie przerywane oznaczają poszczególne powtórzenia, a linie ciągłe oznaczają globalne dopasowania wykładnicze N(t) / N(0) w funkcji t.

Analiza przewodnictwa, wykresy czasu życia zdarzeń; C16, efekt po PPF dla C12/C16, dopasowanie wykładnicze.
Rycina 7: Histogramy amplitudy przewodnictwa i rozkłady czasu przebywania w stanach przewodnictwa. Histogramy amplitudy przewodnictwa dla aktywności gA w membranach (A) C16 oraz (B) C12/C16 porównujące warunki przed PPF (szary) i po PPF (pomarańczowy / niebieski) przy molowym stosunku gA:lipid wynoszącym 5 × 10-6. Przybliżenia Gaussa pod histogramami wskazują przesunięcia średnich szczytów przewodnictwa i odchylenia standardowe dla stanów jednokanałowych i wielokanałowych. Przesunięcia średniego przewodnictwa po PPF są zaznaczone liniami przerywanymi (czarny = przed PPF; niebieski/pomarańczowy = po PPF) oraz strzałkami. Każdy warunek reprezentuje 3 niezależne pomiary DIB. Porównania statystyczne rozkładów przewodnictwa przeprowadzono na zbiorczych danych na poziomie zdarzeń przy użyciu testu t Welcha i testu U Manna-Whitneya (α = 0,05), gdzie N dla danego stanu przewodnictwa oznacza całkowitą liczbę wykrytych zdarzeń zsumowaną z tych trzech pomiarów. W analizie uwzględniono również zdarzenia subprzewodnictwa, a reprezentatywne rozkłady subprzewodnictwa wskazano po lewej stronie pierwszego szczytu stanu otwartego dla każdego warunku membrany. Rozkłady prawdopodobieństwa czasu życia zdarzeń w stanach przewodnictwa w membranach C16 (C) i C12/C16 (D) przed (pomarańczowy / niebieski) i po stymulacji PPF (ciemnopomarańczowy / ciemnoniebieski) przy 5×10-6 M gA:lipid odpowiadają analizom przewodnictwa przedstawionym na Rycini 7A–B. Tutaj N(t) reprezentuje skumulowaną liczbę zdarzeń pełnego przewodnictwa i subprzewodnictwa o czasie trwania dłuższym niż czas t. Linie kropkowane oznaczają rozkłady czasu życia z poszczególnych powtórzeń (n = 3 niezależne DIB na warunek), a ciągłe wstawki pokazują globalne dopasowania wykładnicze wykonane przy użyciu oprogramowania do nieliniowego dopasowywania krzywych. Panele A–D powielone z Podar PT et al.,25 i zestawione dla niniejszego manuskryptu na licencji CC BY-NC-ND 4.0. Copyright © 2025 The Author(s). Opublikowano przez PNAS. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.

Analiza prądu kanałów jonowych; wykres przedstawiający surowe, przefiltrowane dane i detekcję zdarzeń w czasie.
Rycina 8: Badanie zachowania pojedynczego kanału — zapis odpowiedzi prądowej dla DIBs w C16 po stymulacji PPF. (A) Przykładowy 15 s zapis prądowy przedstawiający surowe dane (niebieski), dane przefiltrowane za pomocą 8-biegunowego filtru dolnoprzepustowego Bessela 250 Hz (czerwony) oraz zidealizowany zapis (zielony) wykorzystany do identyfikacji stanów przewodnictwa. Najniższy stabilny poziom definiuje linię bazową stanu „zamkniętego”. (B) Reprezentatywne poziomy sub-przewodnictwa wykryte pomiędzy 2nd a 3rd poziomy pełnego przewodnictwa, potwierdzone wyraźnymi pośrednimi pikami w histogramie amplitud (patrz Rycina 7A, pomarańczowy). Czasy przebywania w danym stanie przewodnictwa są wyznaczane na podstawie czasu trwania każdego zidentyfikowanego poziomu przewodnictwa (z wyłączeniem stanu zamkniętego) w celu wygenerowania rozkładów czasu życia N(t)/N(0). Powtórzone z Podar PT et al.,25 na licencji CC BY-NC-ND 4.0. Copyright © 2025 The Author(s). Opublikowano przez PNAS. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Po PPF membrany C12/C16 wykazują wyraźne przesunięcie w prawo rozkładów amplitud przewodnictwa, co wskazuje na zwiększone przewodnictwo pojedynczego kanału, czemu towarzyszy przesunięcie w lewo rozkładów czasu trwania stanów przewodzenia, co jest zgodne z krótszymi czasami otwarcia kanałów. Zmiany te są spójne z elektromechanicznym cieńczeniem dwuwarstwy C12/C16 podczas PPF, co potwierdzają bezpośrednie pomiary mechaniczne i pomiary grubości opisane w ref. 25, co obniża barierę energetyczną dla transportu jonów przez gA i zwiększa przepływ jonów podczas każdego otwarcia, jednocześnie zmniejszając stabilność kanału. W przeciwieństwie do nich, membrany C16 wykazują minimalne zmiany w obu rozkładach, co podkreśla ich ograniczoną adaptacyjność strukturalną. Wspólnie wyniki te dowodzą, że platforma DIB pozwala uchwycić zarówno korelaty zespołowe, jak i pojedynczo-kanałowe elektromechanicznej adaptacji błony, w tym zmiany w przewodnictwie jonowym o charakterze STP oraz LTP/LTD, wynikające z dynamiki zależnej od składu błony (Rysunek 8).

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W praktyce metoda ta zapewnia trzy kluczowe możliwości eksperymentalne: kontrolowalną zmianę składu dwuwarstwy poprzez skład lipidowy i fazę oleju, jednoczesne monitorowanie optyczne i elektryczne restrukturyzacji błony oraz dostęp do reżimu obszaru błony, który łączy elektrofizjologię pojedynczego kanału i mechanizmy błony w skali mezo14,15,20,21,25,25,25,39. Te cechy sprawiają, że metoda ta jest szczególnie przydatna w badaniach struktury i funkcji w uproszczonych systemach błonowych, gdzie elektromechanika błony, a nie pełna złożoność komórki, jest perspektywą eksperymentalną zainteresowania14,15,20,21,25,25,39.

Ten protokół opisuje składanie i analizę dwuwarstew dwufosforanowych (DIB) domieszkowanych gramicydyną A w olejach alkanowych w celu zbadania zdolności błon lipidowych do restrukturyzacji pod wpływem fizjologicznie odpowiednich stymulacji elektrycznych14,15,25,35,38. W porównaniu z technikami patch clamp21, platforma DIB bada plamki błony o wielkości większej o rzędy wielkości, zachowując jednocześnie wystarczającą rozdzielczość, aby uchwycić dyskretne zdarzenia kanałowe14,15,19,20,21,28,38. Ta zdolność jest szczególnie cenna do rozdzielania mezoskalowej restrukturyzacji elektromechanicznej (np. jako elektrowyzlanie i elektrowciśnienie) i łączenia jej z mikroskopicznym zachowaniem kanału, które łącznie powodują zjawiska przewodzenia błonowego typu STP-, LTP- i LTD- pod wpływem stymulacji inspirowanej fizjologicznie13,25,27,38. Obecny system DIB nie ma na celu naśladowania molekularnej złożoności biologicznych synaps1,2,3,4,5,6,7,8,9,10,11. Odpowiednio, takie terminy jak STP, LTP, LTD, PPF i PPD są używane w opisowym, analogicznym sensie, aby oznaczać krótko- i długookresowe wzrosty i spadki przewodzenia jonowego błony w ramach określonych protokołów stymulacji. Główne wyniki tej pracy są zatem interpretowane najbardziej bezpośrednio pod względem elektromechaniki błon, adaptacji przewodzenia i zależnej od składu restrukturyzacji niezrównoważonej w DIB, co może oferować użyteczne analogie koncepcyjne i fizyczne perspektywy na plastyczność synaptyczną bez implikowania równoważności mechanistycznej z obwodem neuronowym lub biochemiczną regulacją synaps10,11,25,38.

Kilka kroków technicznych jest kluczowych dla uzyskania wyników powtarzalnych. Staranna przygotowanie elektrodu Ag/AgCl, w tym jednolite topnienie kolistego końca srebra, dokładne chlorowanie i cienkie, równomierne powłoki agarozy, zapewnia stabilne przyczepienie kropli i niskoprzepływowe sprzężenie elektrochemiczne20,35. Wizualna konfirmacja osiadania kropli i prawidłowej orientacji elektrod minimalizuje zniekształcenie optyczne podczas nagrywania wideo i poprawia dokładność pomiarów obszaru błony. Kalibracja skali po nabyciu przy użyciu znanego średnicy drutu srebrnego zapewnia solidną konwersję pikseli na mm, co jest niezbędne do niezawodnego obliczania obszaru błony i strumienia jonów. W tej pracy przewodzenie błony (strumień) jest zdefiniowane jako prąd na jednostkę powierzchni (I/A), a ponieważ obszar DIB zmienia się podczas elektrowyzlania, dokładna kwantyfikacja strumienia wymaga zsynchronizowanych pomiarów prądu i obszaru dwuwarstwy w czasie13,25,27,35.

To podejście wspiera również uzupełniające odczyty na poziomie zespołu i pojedynczego kanału w ramach tej samej platformy14,15,20,25,35

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszyscy autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

C.P.C. i J.K. są wspierane przez Wydział Użytkowników Naukowych Biura Nauki Departamentu Energii (DOE), sponsorowane przez Program Nauk o Energii Podstawowej (BES), Biuro Nauki DOE, na podstawie kontraktu nr DE-AC05-00OR22725. D.B. był wspierany przez Fundację Naukową Narodową, Wydział Nauk Molekularnych i Komórkowych (MCB), na podstawie kontraktu nr 2219289. Badania były częściowo finansowane przez Nagrodę dla Nierównoważych i Przejściowych Niestabilności w Zaawansowanych i Miękkich Materiałach (NEAT), sponsorowaną przez Program Badań i Rozwoju Kierunkowanego przez Laboratorium Narodowe Oak Ridge, zarządzaną przez UT-Battelle, LLC, dla Departamentu Energii USA. P.T.P. i C.M. byli wspierani przez Program Stażu w Alliancji Technologii DOE Omni i program Współpracy Edukacyjnej w ORNL (ECO). P.T.P. i V.S. byli wspierani przez program Stażów dla Studentów Badawczych w Laboratorium Narodowym Oak Ridge (ORNL) (RSI). P.T.P., O.Z. i Z.G. byli wspierani przez program Stażów dla Studentów naukowych DOE (SULI). A.A. i J.H.M. byli wspierani przez Stypendium dla Studentów Mniejszościowych (GEM). Zbieranie i analiza danych zostały przeprowadzone w Shull-Wollan Center oraz w Centrum Nanotechnologii Materiałów, które jest Wydziałem Użytkowników Naukowych Biura Nauki DOE.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
1,2-diphytanoy-sn-glycero-3-phosphocholine (DPhPC)Avanti Polar Lipids850356P/850356CKupno jako liofilizowany proszek (P) lub w chloroformie (C) 
Agarose Sigma-AldrichA9539
Agarose (0.5g Agarose Tablets)BenchmarkA2501Można użyć formę proszku lub tabletek 
Agilent Technologies 33522A waveform generator Keysight–Możesz użyć dowolnego generatora fal z wyjściami BNC
Argon (Ar) gasAirgasAR UHP300; 72-402221259-1Argon Compressed; Ultra High Purity
Analytical balance Mettler ToledoModel: MS304S/03Każda łazienkowa waga analityczna o precyzji 0,0001 g
Axopatch 200B Amplifier Molecular Devices–
BK Precision 4017B 10 MHz DDs Sweep/Function GeneratorDigi-KeyBK4017B-ND
Borosilicate Glass CapillariesWorld Precision Instruments1B100F-4
Clampex pCLAMP 11 Software SuiteMolecular Devices–
DigiData 1550B systemMolecular Devices–To obejmuje mini-ekstruder, 2 strzykawki, 100 membran PC, 100 podpór filtrów i 1 uchwyt/bloka grzewczego
Dodecane, 99%Sigma-Aldrich112-40-3
Extruder Set With Holder/Heating Block Avanti Polar Lipids610000
Fiji softwareImageJ–
Freezer (-80 °C)Fisher ScientificIsotemp; Model: 8964; S/N: 828278-21
GlasswareVWR International–
Gramicidin-AMillipore Sigma368020
Hexadecane, 99%Sigma-Aldrich544-76-3
Hum Bug Noise Eliminator (60Hz)A-M Systems726300
Inverted Microscope System (Nikon Ti2-A)Nikon–Może być użyty dowolny mikroskop odwrócony lub stojący pionowo
Isopropyl AlcoholVWR InternationalBDH1133-4LP
Microelectrode Holder World Precision InstrumentsMEH1S
Micromanipulators Sutter InstrumentMP-285Można używać ręcznych manipulatorów
Microscope CameraOlympusDP74
Microsoft ExcelMicrosoft–
MOPSSigma-AldrichM1254
NIS-Elements Microscope Camera SoftwareNikon–Można użyć oprogramowania do przechwytywania obrazów z mikroskopu z funkcją podglądu na żywo i/lub funkcją nagrywania wideo. Podgląd na żywo i jednoczesne nagrywanie na ekranie można zastosować jako zamiennik dla nagrywania wideo. 
Parafilm M All-Purpose Laboratory FilmParafilmPM999
Petri Dish--Miszka musi być przezroczysta na dnie i idealnie też na bocznej ścianie
Potassium Chloride (KCl)Sigma-AldrichP3911
Powder Free Soft Nitrile Examination Gloves VWR InternationalCA89-38-272
Refrigirator (4 °C)Fisher ScientificCAT NO: 97-938-1; Model NO: 3556FS
Silver wireGoodFellow147-346-94
Stirring Hot PlateThermo Scientific SP131325

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Mateos-Aparicio, P., Rodríguez-Moreno, A. The impact of studying brain plasticity. Front Cell Neurosci. 13, 66 (2019).
  2. Haas, J. S., Greenwald, C. M., Pereda, A. E. Activity-dependent plasticity of electrical synapses: increasing evidence for its presence and functional roles in the mammalian brain. BMC Cell Biol. 17, 14 (2016).
  3. Curti, S., Davoine, F., Dapino, A. Function and plasticity of electrical synapses in the mammalian brain: role of non-junctional mechanisms. Biology. 11, 81 (2022).
  4. Abraham, W. C. Metaplasticity: tuning synapses and networks for plasticity. Nat Rev Neurosci. 9, 387 (2008).
  5. Volianskis, A., Collingridge, G. L., Jensen, M. S. The roles of STP and LTP in synaptic encoding. PeerJ. 1, e3 (2013).
  6. Anwar, H., Li, X., Bucher, D., Nadim, F. Functional roles of short-term synaptic plasticity with an emphasis on inhibition. Curr Opin Neurobiol. 43, 71-78 (2017).
  7. Agnes, E. J., Vogels, T. P. Co-dependent excitatory and inhibitory plasticity accounts for quick, stable and long-lasting memories in biological networks. Nat Neurosci. 27, 964-974 (2024).
  8. Turrigiano, G. G., Nelson, S. B. Homeostatic plasticity in the developing nervous system. Nat Rev Neurosci. 5, 97-107 (2004).
  9. Citri, A., Malenka, R. C. Synaptic plasticity: multiple forms, functions, and mechanisms. Neuropsychopharmacology. 33, 18-41 (2008).
  10. Collier, C. P., Bolmatov, D., Lydic, R., Katsaras, J. Neuronal plasma membranes as supramolecular assemblies for biological memory. Langmuir. 41 (5), 2973-2979 (2025).
  11. Jerusalem, A., et al. Electrophysiological-mechanical coupling in the neuronal membrane and its role in ultrasound neuromodulation and general anesthesia. Acta Biomater. 97, 116-140 (2019).
  12. Sarles, S. A., Leo, D. J. Tailored current-voltage relationships of droplet-interface bilayers using biomolecules and external feedback control. J Intell Mater Syst Struct. 20, 1233-1247 (2009).
  13. El-Beyrouthy, J., et al. A new approach for investigating the response of lipid membranes to electrocompression by coupling droplet mechanics and membrane biophysics. J R Soc Interface. 16, 20190652 (2019).
  14. Najem, J. S., et al. Memristive ion channel-doped biomembranes as synaptic mimics. ACS Nano. 12, 4702-4711 (2018).
  15. Najem, J. S., et al. Dynamical nonlinear memory capacitance in biomimetic membranes. Nat Commun. 10, 3239 (2019).
  16. Budin, I., et al. Viscous control of cellular respiration by membrane lipid composition. Science. 362, 1186-1189 (2018).
  17. Nielsen, C., Goulian, M., Andersen, O. S. Energetics of inclusion-induced bilayer deformations. Biophys J. 74, 1966-1983 (1998).
  18. Andersen, O. S., Koeppe, R. E. Bilayer thickness and membrane protein function: an energetic perspective. Annu Rev Biophys Biomol Struct. 36, 107-130 (2007).
  19. Bartsch, P., Harsman, A., Wagner, R. Single channel analysis of membrane proteins in artificial bilayer membranes. Membrane Biogenesis: Methods and Protocols. , 345-361 (2013).
  20. Najem, J. S., et al. Multifunctional, micropipette-based method for incorporation and stimulation of bacterial mechanosensitive ion channels in droplet interface bilayers. J Vis Exp. (105), e53362 (2015).
  21. Stephenson, E. B., Korner, J. L., Elvira, K. S. Challenges and opportunities in achieving the full potential of droplet interface bilayers. Nat Chem. 14, 862-870 (2022).
  22. Lundbæk, J. A., et al. Lipid bilayer regulation of membrane protein function: gramicidin channels as molecular force probes. J R Soc Interface. 7, 373-395 (2010).
  23. Lundbæk, J. A., Maer, A. M., Andersen, O. S. Lipid bilayer electrostatic energy, curvature stress, and assembly of gramicidin channels. Biochemistry. 36, 5695-5701 (1997).
  24. Weinrich, M., Worcester, D. L., Bezrukov, S. M. Lipid nanodomains change ion channel function. Nanoscale. 9, 13291-13297 (2017).
  25. Podar, P. T., et al. Electromechanically induced membrane restructuring enables learning and memory. Proc Natl Acad Sci U S A. 122 (45), e2510664122 (2024).
  26. Srikimkaew, O., et al. Short-term and long-term memory functionality of a brain-like device built from nanoparticle atomic switch networks. Adv Electron Mater. 10, 2400360 (2024).
  27. Heimburg, T. The capacitance and electromechanical coupling of lipid membranes close to transitions: the effect of electrostriction. Biophys J. 103, 918-929 (2012).
  28. Scott, H. L., et al. Evidence for long-term potentiation in phospholipid membranes. Proc Natl Acad Sci U S A. 119 (50), e2212195119 (2007).
  29. Li, Z. Neuromorphic ionic computing in droplet interface synapses. Sci Adv. 11 (30), eadv6603 (2025).
  30. Sarles, S. A., Najem, J. S., Mohamed, A. S. Voltage-responsive biomimetic membranes and ion channels for neuromorphic computing. npj Unconv Comput. 2, 26 (2025).
  31. Mohamed, A. S., Armendarez, N. X., Hasan, M. S., Najem, J. S. Memimpedance-based biomolecular device for adaptive physical reservoir computing. Adv Intell Syst. , 2500281 (2025).
  32. Shrestha, S., Freeman, E. Rewiring droplet interface bilayers. Adv Intell Syst. , e202501039 (2026).
  33. Podar, P., et al. Photoresponsive rotaxanes switch lipid bilayer neuromorphic behavior with light. Adv Electron Mater. , E00759 (2026).
  34. Bolmatov, D., Zav’yalov, D., Egami, T. Relaxor ferroelectric-like spatiotemporal memory in field-driven lipid bilayers. Langmuir. 42 (3), 2542-2547 (2026).
  35. Najem, J. S., et al. Assembly and characterization of biomolecular memristors consisting of ion channel-doped lipid membranes. J Vis Exp. (145), e59200 (2019).
  36. Sigworth, F. J., Shenkel, S. Rapid gating events and current fluctuations in gramicidin A channels. Curr Top Membr Transp. 33, 113-130 (1988).
  37. Pein, F., Eltzner, B., Munk, A. Analysis of patch-clamp recordings: model-free multiscale methods and software. Eur Biophys J. 50, 187-209 (2021).
  38. Koner, S., Najem, J. S., Hasan, M. S., Sarles, S. A. Memristive plasticity in artificial electrical synapses via geometrically reconfigurable, gramicidin-doped biomembranes. Nanoscale. 11, 18640-18652 (2019).
  39. Bolmatov, D., et al. Melatonin-induced modulation of cholesterol-enriched model neuronal membranes. ACS Chem Neurosci. 17 (5), 976-986 (2026).
  40. Mohamed, A. S., Dhungel, A., Hasan, M. S., Najem, J. S. Intrinsic voltage offsets in memcapacitive biomembranes enable high-performance physical reservoir computing. ACS Appl Eng Mater. 2, 2118-2130 (2024).

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

B onami lipidoweprzewodnictwo jonowew a ciwo ci elektromechanicznesk ad b onyjonowe przewodnictwo peptyd wprotoko y impuls w napi ciowychplastyczno b onyprzewodnictwo synaptyczne

Powiązane artykuły