Charakterystyka struktury i funkcji błony lipidowo-białkowej z wykorzystaniem dwuwarstwy interfejsowych kropel

Peter T. Podar; Ariana Adkisson-Washington; Olivia Ziemer; Victoria Sullivan; Christian Milem; Janine Hagar-Montoya; Shriya Khule; Zachary Griffith; Khalid Tantawi; Xiuhong Zhai; Dima Bolmatov; John Katsaras; Charles Patrick Collier

doi:10.3791/70628

Method Article

Charakterystyka struktury i funkcji błony lipidowo-białkowej z wykorzystaniem dwuwarstwy interfejsowych kropel

DOI:

10.3791/70628

⸱

June 12th, 2026

Peter T. Podar¹^,² , Ariana Adkisson-Washington²^,³ , Olivia Ziemer²^,⁴ , Victoria Sullivan²^,⁵ , Christian Milem²^,⁶ , Janine Hagar-Montoya²^,⁷ , Shriya Khule²^,⁸ , Zachary Griffith²^,⁹ , Khalid Tantawi²^,¹⁰ , Xiuhong Zhai²^,¹¹ , Dima Bolmatov¹² , John Katsaras²^,¹¹ , Charles Patrick Collier¹³

¹Carle Illinois College of Medicine, University of Illinois at Urbana-Champaign, ²Shull Wollan Center, University of Tennessee, ³Department of Chemistry, Louisiana State University, ⁴Department of Physics and Astronomy, University of Tennessee, ⁵Department of Chemical and Biomolecular Engineering, University of Tennessee, ⁶Department of Chemical and Environmental Engineering, University of Cincinnati, ⁷Department of Metallurgical, Materials, and Biomedical Engineering, University of Texas at El Paso, ⁸Farragut High School, ⁹Department of Chemical and Biological Engineering, University of Alabama, ¹⁰Department of Engineering Management and Technology, University of Tennessee, ¹¹Labs and Soft Matter Group, Oak Ridge National Laboratory, ¹²Department of Physics and Astronomy, Texas Tech University, ¹³Center for Nanophase Materials Sciences, Oak Ridge National Laboratory

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Prezentowany jest protokół eksperymentalny do montażu, stymulacji elektrycznej i analizy zmieszanymi z gramicydyną A warstw dwubiwarowych na interfejsie kropli. Relacje struktura-funkcja lipidów i białek są ilościowo określane poprzez pomiar zmian w obszarze błony, przepływu jonów i przewodnictwa pojedynczego kanału, a następnie przypisywanie tych reakcji do zmian przewodnictwa jonowego przypominających plasticzne zmiany w modelu błony zainspirowanym synapsami elektrycznymi.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Interfejsy dwuwarstwowce kropelkowe (DIBs) oferują regulowalną platformę do badania właściwości elektromechanicznych membran lipidowych i lipidowo-peptydowych pod kontrolowanym stymulowaniem elektrycznym. DIBs umożliwiają pomiary przewodnictwa jonów zarówno pojedynczych kanałów, jak i zespołów na obszarach membran o rzędach wielkości większych niż te dostępne za pomocą tradycyjnych technik patch clamp, umożliwiając tym samym analizy na poziomie membrany elektromechanicznej deformacji i jej wpływu na peptydy przewodzące jony. Poprzez systematyczne dostrajanie struktury membrany za pomocą fazy oleju węglowodorowego (np. szesnastowęglan [C16] vs. dodekan/szesnastowęglan [C12/C16] [25%/75%, v/v]), ta platforma od dołu umożliwia systematyczną zmianę składu membrany i środowiska oleju, które wpływają na lepkość membrany i reorganizację strukturalną, a tym samym na przewodnictwo jonów peptydów. Podano szczegółowe procedury montażu membran 1,2-difitanoilo-sn-glicero-3-fosfocholine (DPhPC) zmodyfikowanych gramicydyną A za pomocą różnych składów olejów węglowodorowych oraz zastosowanie protokołów impulsów napięciowych, które prowadzą membrany do metastabilnych stanów elektromechanicznych. Adaptacyjne przewodnictwo jonowe membrany jest charakteryzowane, w tym krótkotrwała plastyczność (STP-like) oraz długotrwała potencjacja i depresja (LTP-like/LTD-like) odpowiedzi w modelowym systemie membranowym. Szersze podejście to zapewnia trwałe, powtarzalne podejście do systematycznego badania zależności od składu, wkładu elektromechanicznego na poziomie membrany w zachowanie przewodzące podobne do synaptycznego oraz do zrozumienia, jak środowisko membrany lipidowej modyfikuje funkcję kanałów jonowych.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Błony biologiczne są krytycznymi supramolekularnymi strukturami, które mogą regulować przewodzenie jonowe i umożliwiać komunikację między neuronami poprzez synapsy elektryczne i chemiczne¹^,²^,³^,⁴^.Ten rodzaj komunikacji jest dalej kontrolowany przez plastyczność synaptyczną, gdzie zmiany strukturalne synaps modulują ich siłę i trwałość na różnych skalach czasowych⁵^,⁶, często opisywane w kategoriach krótkoterminowej plastyczności (STP) i długoterminowej potencjalnej aktywacji lub depresji (LTP lub LTD). Te zjawiska, które obejmują dynamiczne zmiany przewodności membrany w odpowiedzi na aktywność neuronową, są często sprzężone z neuroplastycznością⁷, która leży u podstaw uczenia się i pamięci⁸. Tradycyjne modele plastyczności często podkreślają biochemiczną regulację kanałów jonowych poprzez syntezę białka, przemieszczanie się lub fosforylację⁹. Jednak rola błon plazmatycznych neuronów w modelach plastyczności była w większości pomijana¹⁰^,¹¹.

Metody patch-clamp są stosowane od ponad pół wieku do badania elektrofizjologii pojedynczych kanałów jonowych. Jednakże, pozwalają one na badanie tylko obszarów membrany znacznie mniejszych niż całe synapsy lub duże modele syntetyczne. W związku z tym stanowią ograniczenia techniczne w badaniu reorganizacji i deformacji membrany w skali mezo. Skala mezo jest coraz bardziej rozpoznawana jako krytyczna skala długości dla zrozumienia wielu aspektów biofizyki membran¹²^,¹³.

Przedstawiono metodologię stosowania kropel dwuwarstwy lipidowo-olejowej (DIB) 1,2-difitanoilo-sn-glicero-3-fosfocholinem (DPhPC)¹⁴^,¹⁵ dopeowanych kationem monowalentnego peptydowego jonofora, gramicydyny-A (gA), do modelowania przewodzenia jonowego, podobnego do tego zachodzącego w synapsie elektrycznej. System ten oferuje kilka kluczowych zalet: (i) DIB zapewniają skalowalną platformę lipidową i olejną, która pozwala na systematyczną reorganizację membrany¹⁶; (ii) DIB pozwalają na badanie pojedynczych zdarzeń kanałowo-kanałowo w całym zakresie skal długości¹⁷^,¹⁸; oraz (iii) DIB umożliwiają badanie submilimetrowych kawałków membrany, które przechwytują zbiorcze, wywołane elektromechanicznie zmiany struktury membrany, zachowując jednocześnie zdolność do rozdzielania pojedynczych zdarzeń przewodzenia jonów przez kanały¹⁹^,²⁰. Ta metoda jest najbardziej odpowiednia dla badań wymagających jednoczesnego badania elektrycznego i optycznego elektromechaniki membrany na obszarach większych niż te dostępne za pomocą konwencjonalnego patch clamp, zachowując jednocześnie zdolność do rozdzielania dyskretnych zdarzeń kanałowo. Jest szczególnie przydatna, gdy celem eksperymentu jest zbadanie, jak skład membrany, środowisko oleju i nałożone formy fali napięcia wpływają na zbiorcze restrukturyzację membrany i przewodzenie peptydów. Metoda ta jest mniej odpowiednia dla eksperymentów wymagających natywnej architektury komórkowej lub bezpośrednich odczytów molekularnych zmian konformacyjnych białek w całych błonach biologicznych¹⁹^,²⁰^,²¹.

Zastosowanie fizjologicznie odpowiednich stymulacji elektrycznych powoduje, że DIB są prowadzone w stany niezrównoważone, w których dynamiczna restrukturyzacja elektromechaniczna zmienia przewodzenie kanału jonowego peptydu. Te współistniejące zmiany przewodzenia jonowego są opisowo analogiczne do neurologii STP, LTP i LTD zjawisk omówionych w neuronaukach²²^,²³^,²⁴. W niniejszym badaniu te zachowania są interpretowane głównie jako fizyczne odpowiedzi na poziomie membrany na stymulację elektryczną związane z właściwościami mechanicznymi membrany, takimi jak plastyczność i ściśliwość w modelowym układzie membranowym²⁵. Warto zauważyć, że opisane tu badanie opiera się na wcześniejszych dowodach na to, że dwuwarstwy lipidowe mogą wykazywać fundamentalną pamięć elektryczną poprzez trwałe zmiany przewodności i magazynowanie ładunku pojemnościowego po stymulacji¹⁴^,¹⁵^,²⁵^,²⁶^,²⁷^,²⁸^,²⁹^,³⁰^,³¹^,³²^,³³^,³⁴, oferując nowe wglądy w mechanizmy, za pomocą których dwuwarstwy lipidowe mogą wspierać adaptacyjne, synaptycznopodobne funkcje w obecności prostych struktur mechanicznych. Wreszcie, ta metodologia umożliwia również bezpośrednie badanie relacji struktura-funkcja i jak współistniejące zachowanie makros

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dokładnie wyczyść cały szklany sprzęt laboratoryjny i wyposażenie pomocnicze odpowiednimi środkami czyszczącymi laboratoryjnymi i spłucz przed przygotowaniem próbki w przede wszystkim wodą destylowaną. Noś zawsze okulary ochronne i rękawiczki z nitrylu lub lateksu, aby uniknąć skażenia. Utylizuj wszystkie odpady chemiczne zgodnie z instytucjonalnymi wytycznymi bezpieczeństwa. Upewnij się, że lotne rozpuszczalniki są przechowywane zgodnie z instytucjonalnymi wytycznymi bezpieczeństwa. Upewnij się, że przestrzeń laboratorium eksperymentalnego i sprzęt (Rysunek 1A), naczynie eksperymentalne (Rysunek 1B) oraz połączenia elektryczne i optyczne (Rysunek 1C) pozostają wolne od przeszkód.

1. Przygotowanie buforu wodnego

Waż do odpowiedniej ilości kwasu 3-(N-morfolino)propanosulfonowego (MOPS) i chlorku potasu (KCl), aby uzyskać żądane końcowe stężenia (np. 10 mM MOPS, 0,1 M KCl w 500 mL).
Dodaj MOPS i KCl do ~450 mL wody destylowanej w 500 mL kolbie objętościowej lub miarki i mieszaj za pomocą magnezycznej łopatki do uzyskania pełnego rozpuszczenia.
Zmierzyć pH kalibrowanym wskaźnikiem pH. Wyreguluj pH do 7,4, dodając 1 M potasu wodorotlenku (KOH) lub kwas chlorowodorowy (HCl) w 0,25 mL przyrostkach, ciągle mieszając.
Doprowadź całkowitą objętość do 500 mL wodą destylowaną i dokładnie wymieszaj. Przenieś bufor do czystej, oznakowanej butelki, zamknij i przechowuj w temperaturze 4 °C.
UWAGA: Używaj buforu przez ok. 2 miesiące. Weryfikuj i ponownie wyreguluj pH do 7,4 przed każdym użyciem.

2. Przygotowanie roztworu gramicydyny

W kapturze chemicznym dodaj 5 mg gramicydyny A (gA) do czystej 20 mL szklanej fiolki. Dodaj 10 mL metanolu za pomocą szklanej strzykawki lub strzykawki gazoszczelnej i wymieszaj do pełnego rozpuszczenia peptydu. Oznakuj fiolkę jako “gA stock” i przechowuj w -80 °C.
UWAGA: Eksperymenty zbiorowe wykorzystują proporcje liz:peptyd ~1:10^-4. Eksperymenty z pojedynczym kanałem wykorzystują ~10-100 razy niższe stężenie peptydu (1:10^-5-10^-6), aby rozdzielić pojedyncze zdarzenia w krótkim czasie nagrywania (< 1 min). Przygotowanie rozcieńczonego stocku poprawia dokładność pipetowania przy niskich proporcjach molowych (< ~ 1:10^-4).
Wypuść dwie dodatkowe czyste 20 mL szklanej fiolki gazem argonowym przez ~5 s każda, aby usunąć kurz.
Za pomocą czystej strzykawki gazoszczelnej, wleć 9,9 mL metanol do każdej wypuszczonej fiolki.
Wymieszaj 100 µL stockowego roztworu gA za pomocą sterylnej strzykawki gazoszczelnej do jednej fiolki, aby uzyskać całkowitą objętość 10,0 mL. Oznakuj tę fiolkę jako “A”. Stężenie = 2,66 µM gA w metanolu.
Wymieszaj 100 µL roztworu “A” do drugiej szklanej fiolki, aby uzyskać całkowitą objętość 10,0 mL. Oznakuj tę fiolkę jako roztwór “B”. Stężenie = 26,6 nM gA w metanolu.
Zamknij fiolki zamkami i zawijaj parafilmem.
Przechowuj wszystkie roztwory gA w -80 °C do momentu użycia.

3. Przygotowanie wezyku lipidowo-peptydowego

Wypuść czystą 20 mL szklaną fiolkę gazem argonowym przez ~5 s.
Dodaj 4 mg lipidu 1,2-difitanoilo-sn-glicero-3-fosfocholiny (DPhPC) do fiolki.
W kapturze dodaj 1 mL metanol za pomocą szklanej pipety. Delikatnie mieszaj lub wymieszaj do pełnego rozpuszczenia lipidu.
Za pomocą 500 µL strzykawki gazoszczelnej dodaj 178 µL roztworu ”A” (dla eksperymentów STP na poziomie zbiorowym; proporcja liz:gA = 1:10^-4) lub 890 µL roztworu “B” (dla eksperymentów z pojedynczym kanałem; proporcja liz:gA = 1:5×10^-6) do roztworu DPhPC w metanolu. Delikatnie wymieszaj.
Pod delikatnym strumieniem argonu w kapturze, odparuj metanolu, aż uformuje się cienki, jednolity film lipidowy na dnie fiolki.
Umieść otwartą fiolkę w 40 °C piekarniku próżniowym i wyciągnij pełną próżnię przez 10-12 h lub na noc, aby usunąć resztki rozpuszczalnika.
Wyjąć fiolkę z piekarnika próżniowego i dodać 2 mL buforu 0,1 M KCl przygotowanego w Sekcji 1 dla eksperymentów STP, co daje końcowe stężenie lipidu i gramicydyny w zawiesinie odpo

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ustawienia eksperymentalne DIB
System rejestrujący znajduje się wewnątrz klatki Faradaya na stole antywibracyjnym, a dane elektryczne i wideo są zbierane przez dwa osobne komputery (Rycina 1A), choć można również użyć pojedynczego komputera z funkcją podzielenia ekranu. Środowisko próbki DIB składa się z dwóch pokrytych żelaminą elektrod zanurzonych w określonej objętości oleju alkanowego (Rycina 1B).Rycina 1C pokazuje schemat podstawowych połączeń elektrycznych i optycznych dla opisane w niniejszym rękopisie ustawienia eksperymentalnego.

Rysunek 1
Rycina 1: Ustawienie eksperymentalne. (A) Stół antywibracyjny i obudowa z klatką Faradaya z zaznaczonymi głównymi składnikami, w tym wzmacniaczem, digitizerem, filtrem szumów, generatorami funkcji i dwukomputerowym interfejsem do pozyskiwania danych elektrycznych i wideo. (B) Widok z przodu i z góry środowiska próbki DIB i elektrod. (C) Schemat połączeń elektrycznych i optycznych związanych z opisanym w niniejszym rękopisie ustawieniem eksperymentalnym. Wszystkie pojedyncze komponenty mają wspólne uziemienie w budynku laboratorium. Wszystkie eksperymenty przeprowadzano w temperaturze pokojowej (21–22 ˚C). Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figury.

Przygotowanie i kontrola jakości elektrod Ag/AgCl
Topienie końcówki drutu srebrnego tworzy kulistą kulkę (Rycina 2A); niejakościowe stopy wyglądają podłużnie lub nieregularnie. Chlorowanie w wybielaczu daje matowo brązowo-szarą powierzchnię Ag/AgCl (Rycina 2B). Cienka, jednolita warstwa żelatyny o grubości kilku mikrometrów na kulce jest niezbędna do stabilnego podtrzymania kropli i niskiego oporu elektrochemicznego, podczas gdy nierównomierne powlekanie prowadzi do słabego przyleganie kropli (Rycina 2C).

Rysunek 2
Rycina 2: Przygotowanie elektrod. (A) Mikroskopowe obrazy dobrej i złej jakości stopów elektrod. (B) Porównanie niechlorowanych i chlorowanych głów elektrod. (C) Przykłady dobrej i złej jakości powłok żelatynowych. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figury.

Rysunek 3
Rycina 3: Ustawienie elektrod. (A) Widok z góry na ustawienie kątowe zamontowanej elektrod. (B) Widok z boku na porównanie nieodkształcających się kropel natychmiast po załadowaniu roztworu LUV z odkształcającymi się kropkami po uformowaniu monowarstwy. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figury.

Pozycjonowanie elektrod i zachowanie się kropli podczas odkształcania
Widoki z góry pokazują właściwe ustawianie kątowe elektrod w celu zminimalizowania zniekształceń optycznych (Rycina 3A). Widoki z boku porównują nieodkształcające się (natychmiast po załadowaniu roztworu LUV) i odkształcające się pokryte warstwą lipidową krople (po 5 minutach) (Rycina 3B). Odkształcające się krople używane do formowania DIB wykazują opóźnione fizyczne reakcje na ruch z powodu znacznego spadku napięcia powierzchniowego związanego z monowarstwą lipidową, co wizualnie potwierdza uformowanie zawieszonej wodnej kropli w pełni pokrytej monowarstwą lipidową. Po ustaleniu się odkształcenia stosuje się stymulację falą trójkątną, aby zapewnić elektryczne potwierdzenie formacji i stabilności dwuwarstwy³⁵.

Rysunek 4
Rycina 4: Formacja dwuwarstwy na interfejsie kropli.(A) Sekwencja time-lapse pokazująca formowanie i ekspansję dwuwarstwy po kontakcie kropli. (B) Wewnętrzne odbicia membrany używane do oszacowania średnicy dwuwarstwy i, przez rozszerzenie, obszaru membrany w czasie. Obrazowanie DIB odbywa się od spodu ustawienia za pomocą odwróconego mikroskopu. Skala wynosi 50 µm.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W praktyce metoda ta zapewnia trzy kluczowe możliwości eksperymentalne: kontrolowalną zmianę składu dwuwarstwy poprzez skład lipidowy i fazę olejową, jednoczesne optyczne i elektryczne monitorowanie przebudowy membrany oraz dostęp do reżimu obszaru membrany, który łączy elektrofizjologię jednokanałową z mechaniką membrany w skali mezo¹⁴^,¹⁵^,²⁰^,²¹^,²⁵^,²¹^,²⁵. Te cechy sprawiają, że metoda ta jest szczególnie przydatna do badań struktura-funkcja w uproszczonych systemach membranowych, gdzie elektromechanika membrany, a nie pełna złożoność komórki, jest perspektywą eksperymentalną zainteresowania¹⁴^,¹⁵^,²⁰^,²¹^,²⁵^,³⁹.

Niniejszy protokół opisuje zestawienie i analizę domieszkowanego gramicydyną A DIB-u w olejach alkanowych w celu zbadania zdolności błon lipidowych do przebudowy pod fizjologicznie istotną stymulacją elektryczną¹⁴^,¹⁵^,²⁵^,³⁵^,³⁸. W porównaniu z technikami patch clamp²¹, platforma DIB bada plamki membranowe, które są o wiele większe, zachowując jednocześnie wystarczającą rozdzielczość, aby uchwycić dyskretne zdarzenia kanałowe¹⁴^,¹⁵^,¹⁹^,²⁰^,²¹^,²⁸^,³⁸. Ta możliwość jest szczególnie wartościowa dla rozdzielania mezo skalowych przemian elektromechanicznych (np. w postaci elektrozwilżania i elektrokompresji) i łączenia ich z mikroskopową zachowaniem kanałowym, które łącznie dają początek fenotypom przewodności membranowej podobnym do STP-, LTP- i LTD- pod stymulacją inspirowaną fizjologicznie¹³^,²⁵^,²⁷^,³⁸. Obecny system DIB nie jest przeznaczony do replikowania molekularnej złożoności biologicznych synaps¹^,²^,³^,⁴^,⁵^,⁶^,⁷^,⁸^,⁹^,¹⁰^,¹¹. W związku z tym terminy takie jak STP, LTP, LTD, PPF i PPD są używane w opisowym, analogicznym sensie, aby oznaczać krótko- i długotrwałe wzrosty i spadki przewodności jonowej membrany w ramach określonych protokołów stymulacji. Główne wyniki niniejszej pracy są zatem interpretowane najbezpośredniej w kategoriach elektromechaniki membrany, adaptacji przewodności oraz niezrównoważonej przebudowy zależnej od składu w DIB-ach, co może oferować użyteczne analogie koncepcyjne i fizyczne perspektywy na plastyczność synaptyczną bez implikowania mechanizmowej równoważności do obwodów neuronowych lub biochemicznej regulacji synaptycznej¹⁰^,¹¹^,²⁵^,³⁸.

Kilka kroków technicznych jest kluczowych dla uzyskania wyników powtarzalnych. Staranna przygotowanie elektrody Ag/AgCl, łącznie z jednolitym topieniem sferoidalnego końca srebra, dokładnym chlorowaniem i cienką, równomierną warstwą agarose, zapewnia stabilne przymocowanie kropli i niskoprzewodne sprzężenie elektrochemiczne²⁰^,³⁵. Wizualne potwierdzenie ugięcia kropli i poprawnej orientacji elektrody minimalizuje zniekształcenie optyczne podczas nagrywania wideo i poprawia dokładność pomiarów powierzchni membrany. Kalibracja skali po zakupie przy użyciu znanego średnicy drutu srebrnego zapewnia niezawodną konwersję pikseli na mm, co jest niezbędne do wiarygodnego obliczania powierzchni membrany i strumienia jonów. W niniejszej pracy przewodność membrany (strumień) jest definiowana jako prąd na jednostkę powierzchni (I/A), a ponieważ obszar DIB zmienia się podczas elektrozwilżania, dokładne określenie strumienia wymaga pomiarów prądu i powierzchni dwuwarstwy dopasowanych czasowo¹³^,²⁵^,²⁷^,³⁵.

To podejście wspiera również uzupełniające odczyty na poziomie zespołowym i jednokanałowym w ramach tej samej platformy¹⁴^,¹⁵^,²⁰^,²⁵^,³⁵^,³⁸. Na poziomie zespołowym, zsynchronizowane nagrania wideo i elektryczne ilościowo

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszyscy autorzy nie mają nic do ujawnięcia.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

C.P.C. i J.K. są wspierani przez Wydział Użytkowników Naukowych Biura ds. Energii (DOE) Urzędu Nauki, sponsorowany przez Program Podstawowych Badań Energetycznych (BES), Urząd Nauki DOE, na podstawie kontraktu nr. DE-AC05-00OR22725. D.B. był wspierany przez Narodową Fundację Nauki, Wydział Biologii Molekularnej i Komórkowej (MCB), na podstawie kontraktu nr. 2219289. Badania były częściowo finansowane w ramach nagrody Nonequilibrium and Emergent Transients in Advanced and Soft Materials (NEAT), sponsorowanej przez Program Badań i Rozwoju Kierowanych przez Laboratorium Oak Ridge National Laboratory, zarządzany przez UT-Battelle, LLC, dla Departamentu Energii Stanów Zjednoczonych. P.T.P. i C.M. byli wspierani przez Program Stażu w ramach Sojuszu Technologicznego DOE i program Edukacyjnej Współpracy w ORNL (ECO). P.T.P. i V.S. byli wspierani przez program Stażów dla Studentów Badawczych Oak Ridge National Laboratory (ORNL). P.T.P., O.Z. i Z.G. byli wspierani przez program Stażów dla Studentów Zakładów Naukowych DOE (SULI). A.A. i J.H.M. byli wspierani przez Stypendium dla Studentów Mniejszościowych (GEM). Pozyskiwanie i analiza danych zostały przeprowadzone w Shull-Wollan Center i w Centrum Nanophase Materials Sciences, które jest Wydziałem Użytkowników DOE Urzędu Nauki.

Materials

List of materials used in this article
Name	Company	Catalog Number	Comments
1,2-diphytanoy-sn-glycero-3-phosphocholine (DPhPC)	Avanti Polar Lipids	850356P/850356C	Kupno jako liofilizowany proszek (P) lub w chloroforem (C)
Agarose	Sigma-Aldrich	A9539
Agarose (0.5g Agarose Tablets)	Benchmark	A2501	Można użyć zarówno postaci proszku jak i tabletek
Agilent Technologies 33522A waveform generator	Keysight	–	Można użyć dowolnego generatora fal z wyjściami kabli BNC
Argon (Ar) gas	Airgas	AR UHP300; 72-402221259-1	Argon sprężony; Ultra High Purity
Analytical balance	Mettler Toledo	Model: MS304S/03	Każda laboratoria waga analityczna z precyzją 0,0001 g
Axopatch 200B Amplifier	Molecular Devices	–
BK Precision 4017B 10 MHz DDs Sweep/Function Generator	Digi-Key	BK4017B-ND
Borosilicate Glass Capillaries	World Precision Instruments	1B100F-4
Clampex pCLAMP 11 Software Suite	Molecular Devices	–
DigiData 1550B system	Molecular Devices	–	To obejmuje mini-extruder, 2 strzykawkę, 100 membran PC, 100 podpór filtra i 1 uchwyt/blok grzewczy
Dodecane, 99%	Sigma-Aldrich	112-40-3
Extruder Set With Holder/Heating Block	Avanti Polar Lipids	610000
Fiji software	ImageJ	–
Freezer (-80 °C)	Fisher Scientific	Isotemp; Model: 8964; S/N: 828278-21
Glassware	VWR International	–
Gramicidin-A	Millipore Sigma	368020
Hexadecane, 99%	Sigma-Aldrich	544-76-3
Hum Bug Noise Eliminator (60Hz)	A-M Systems	726300
Inverted Microscope System (Nikon Ti2-A)	Nikon	–	Można użyć dowolnego odwróconego lub pionowego mikroskopu
Isopropyl Alcohol	VWR International	BDH1133-4LP
Microelectrode Holder	World Precision Instruments	MEH1S
Micromanipulators	Sutter Instrument	MP-285	Można użyć manualnych manipulatorów
Microscope Camera	Olympus	DP74
Microsoft Excel	Microsoft	–
MOPS	Sigma-Aldrich	M1254
NIS-Elements Microscope Camera Software	Nikon	–	Można użyć oprogramowania do przechwytywania obrazu z mikroskopu z funkcją podglądu na żywo i/lub możliwością nagrywania wideo. Podgląd na żywo i jednoczesne nagrywanie na ekranie można wykorzystać jako zamiennik dla nagrywania wideo.
Parafilm M All-Purpose Laboratory Film	Parafilm	PM999
Petri Dish	-	-	Miszka musi być przezroczysta na dnie i idealnie też na ściance
Potassium Chloride (KCl)	Sigma-Aldrich	P3911
Powder Free Soft Nitrile Examination Gloves	VWR International	CA89-38-272
Refrigirator (4 °C)	Fisher Scientific	CAT NO: 97-938-1; Model NO: 3556FS
Silver wire	GoodFellow	147-346-94
Stirring Hot Plate	Thermo Scientific	SP131325

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Charakterystyka struktury i funkcji błony lipidowo-białkowej z wykorzystaniem dwuwarstwy interfejsowych kropel

In This Article

Summary

Abstract

Introduction

Protocol

Results

Discussion

Disclosures

Acknowledgements

Materials

Reprints and Permissions

Tags

Related Articles