Artykuł metodologiczny

Urządzenie mikrofluidyczne do ciągłej hodowli przeznaczone do badania Escherichia coli w warunkach niskich i wahających się stężeń składników odżywczych

DOI:

10.3791/70652

⸱

7 lipca 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Civil, Environmental and Geomatic Engineering, Institute of Environmental Engineering, ETH Zurich, 2Department of Mechanical Engineering, Ulsan National Institute of Science and Technology (UNIST), 3Department of Plant and Environmental Sciences, Institute of Life Sciences, The Hebrew University of Jerusalem, 4Department of Water Resources and Drinking Water, Swiss Federal Institute of Aquatic Science and Technology (Eawag)

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przedstawiamy protokół urządzenia do ciągłej kultury mikrofluidalnej (MCCD), które umożliwia uprawę populacji bakteryjnych w stałych warunkach niskiego pożywienia (aż do setek nanomolarnych stężeń) lub czasowych fluktuacji składników odżywczych w skali minut.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Środowiska mikrobów w naturze często charakteryzują się niskimi stężeniami mieszanych składników odżywczych, przestrzenną niejednorodnością i czasowymi wahaniami. Jednak tradycyjne metody hodowli laboratoryjnej nie radzą sobie z odtworzeniem tych warunków. Kultury wsadu nie mogą utrzymać wzrostu w środowiskach o niskiej zawartości składników odżywczych, podczas gdy chemostaty utrzymują wzrost w stanie stacjonarnym z pojedynczym ograniczającym składnikiem odżywczym, ale są trudne do zaimplementowania, gdy celem jest utrzymanie określonych niskich stężeń mieszanek składników odżywczych lub wprowadzenie szybkiej fluktuacji. Systemy mikrofluidyczne generują dynamiczne środowiska, ale dają niewystarczającą biomasę do analiz omicznych na poziomie populacji. Aby zapobiec tym ograniczeniom, wprowadzamy urządzenie do ciągłej kultury mikrofluidycznej (MCCD), wszechstronną platformę do badania reakcji mikroorganizmów na stabilne i zmieniające się warunki odżywcze. MCCD mieści populacje bakterii wewnątrz filtra Sterivex (0,45 µm poli(chlorowcodan winylu) [PVDF] porowata membrana filtrująca), gdzie ciągły przepływ medium utrzymuje stabilne warunki kultury, zapobiegając jednocześnie wyczerpaniu składników odżywczych. Trójdzielny system zaworów elektromagnetycznych, sterowany za pomocą niestandardowego oprogramowania Matlab, umożliwia precyzyjne, minutowe wahaniu składników odżywczych. Ten protokół zapewnia krokową instrukcję obsługi MCCD w dwóch trybach: (1) stałe warunki niskiego stężenia składników odżywczych i (2) warunki wahadłowego stężenia składników odżywczych. Korzystając z tego systemu, Escherichia coli rosła eksponentowalnie w mieszaninie aminokwasów i nukleobaz obecnych w stężeniach od dziesiątek do setek nanomolarów, osiągając stężenia komórek na rzędzie 109 komórek/mL. Poprzez odtworzenie kluczowych cech naturalnych środowisk mikrobiologicznych, MCCD umożliwia badanie wzrostu i fizjologii bakterii w kontrolowanych, ale ekologicznie istotnych warunkach w E. coli i innych gatunkach mikroorganizmów.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bakteria w naturalnych siedliskach napotykają środowisko odżywcze, które często różni się zarówno pod względem składu, jak i stężenia i może zmieniać się w szerokim zakresie czasowym1,2,3,4. W środowiskach takich jak ocean5, gleba3 i jelito6, wzrost mikroorganizmów jest często ograniczony przez jeden lub więcej podstawowych składników odżywczych, a dostępność składników odżywczych może zmieniać się z powodu procesów fizycznych, chemicznych i biologicznych4. Te mieszanki składników odżywczych i ich fluktuacje napędzają strategię przetrwania i wzrostu mikroorganizmów, kształtując reakcje na różnych poziomach organizacji biologicznej4.

Adaptacje mikroorganizmów do dynamiki składników odżywczych występują na poziomie społeczności, populacji i pojedynczej komórki. Na poziomie społeczności, fluktuacje mogą promować współwystępowanie gatunków7, koordynować skład społeczności i aktywność metaboliczną z zmiennością czasową8 oraz stwarzać możliwości kolonizacji nowych gatunków9. Na poziomie populacji, zmieniające się warunki odżywcze mogą przyspieszyć ewolucję poprzez selekcję zmian genetycznych10 lub indukować zmienność fenotypów, w tym strategie typu bet-hedging11, które poprawiają przetrwanie w nieprzewidywalnych warunkach. Na poziomie pojedynczej komórki bakterie dostosują swoją fizjologię w odpowiedzi na środowisko odżywcze12,13. Jednym z niedawno zgłoszonych przykładów jest specyficzna fizjologia, która zapewnia bakteriom przewagę wzrostową w warunkach zmiennych14. Ponieważ bakterie często napotykają ograniczenie odżywcze, badanie ich reakcji na niskie i zmienne warunki odżywcze - zarówno jako pojedyncze komórki, jak i w populacjach lub społecznościach - jest niezbędne do zrozumienia ich zachowania w naturalnym środowisku.

Chemostaty są dobrze przystosowane do badania wzrostu pod warunkami ograniczenia przez pojedynczy składnik odżywczy, ale są trudne do zastosowania, gdy celem jest kontrola stężeń wielu składników odżywczych w mieszankach o niskich stężeniach. Chemostaty były cennym narzędziem do badania adaptacji bakterii do ograniczenia składników odżywczych, zapewniając dobrze kontrolowane, stałe środowisko. Jednak ich działanie z zasady ogranicza je do warunków, w których wzrost jest ograniczony przez pojedynczy podstawowy składnik odżywczy. W chemostatach szybkość rozcieńczenia jest dostosowywana tak, aby wzrost komórkowy równoważył dopływ jednego limitującego składnika odżywczego, tym samym ustalając szybkość wzrostu, a nie stężenia poszczególnych składników odżywczych15. Ten rama nie daje się łatwo uogólnić na środowiska zawierające mieszanki podstawialnych składników odżywczych - takich jak wiele źródeł węgla - ponieważ szybkość rozcieńczenia kontroluje tylko ogólną szybkość wzrostu, a nie stężenia każdego składnika w medium16,17. W rezultacie stężenia poszczególnych składników odżywczych i ich współużytkowanie wynikają z wykorzystywania mikroorganizmów, a nie są zewnętrznie określone16,17.

Ponadto, choć fluktuacje składników odżywczych można wywołać w chemostatach, szybkie fluktuacje lub pojedyncze zmiany w skali minut są trudne do osiągnięcia ze względu na zwykle duże objętości kultur. Urządzenia mikrofluidalne stały się potężnymi narzędziami do tworzenia precyzyjnych, niskokoncentracyjnych i fluktuujących środowisk odżywczych14. W połączeniu z mikroskopią wideo umożliwiają pomiar wzrostu pojedynczych komórek. Chociaż systemy mikrofluidalne pozwalają na ilościową ocenę ekspresji wybranych białek za pomocą fluorescencyjnych reporterów, w przeciwieństwie do chemostatów, typowe urządzenia mikrofluidalne są zbyt małe, aby wyprodukować biomasę potrzebną do analiz omic, na przykład do badania proteomu populacji bakterii. Aby wypełnić tę lukę, opracowałeś urządzenie do ciągłej kultury w skali milifluidalnej (MCCD).

MCCD umożliwia wzrost bakterii w kontrolowanych warunkach odżywczych, w tym stałych warunkach niskoodżywczych z minimalnym lub żadnym wyczerpaniem, a także warunkach fluktuujących składników odżywczych, dzięki ciągłemu systemowi kultury, który jest w stanie wytworzyć wystarczającą biomasę do dalszych analiz. MCCD używa filtra PVDF o przepływie 0,45 μm jako naczynia do hodowli, w którym medium jest ciągle uzupełniane przez pompę perystaltyczną dostarczającą świeże medium z zbiornika (Rysunek 1A). Porowata membrana filtra zatrzymuje bakterie, jednocześnie pozwalając na przepływ składników odżywczych według zalecenia, co zapobiega

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Wzrost bakterii w stałych warunkach żywieniowych

UWAGA: Ten protokół opisuje procedurę wykonywania krzywej wzrostu E. coli NCM3722 w bardzo rozcieńczonym środowisku Rich-Defined Medium ("niska RDM") warunków. Ta krzywa wzrostu trwa 12 h, z jedną próbką pobieraną co 2 h (łącznie 6 punktów czasowych). Kluczowym założeniem tego protokołu jest to, że każdy punkt czasowy odpowiada jednemu filtrowi Sterivex (zwanym dalej filtrem PVDF 0,45 μm). Aby pobrać próbkę, kulturę wewnątrz filtra pobiera się poprzez wirowanie go do góry nogami, liczba komórek jest ilościowo określana, a filtr jest wyrzucana. Każdy filtr PVDF 0,45 μm daje tylko jedną próbkę. Przygotowanie eksperymentu wymaga określenia trzech kluczowych parametrów eksperymentalnych: przepływu pompy perystaltycznej, czasu trwania eksperymentu i pożądanej liczby próbek (czyli liczby filtrów PVDF 0,45 μm). Ustaw początkową szybkość przepływu na 2 mL/min. Dostosuj ten parametr według potrzeb (np. zwiększ szybkość przepływu, aby utrzymać dostarczanie bardzo rozcieńczonego składnika odżywczego).

  1. Przygotowanie medium i materiałów
    UWAGA: Ponieważ każdy filtr odpowiada jednej próbce w danym punkcie czasowym, czas trwania eksperymentu dla każdego filtra PVDF 0,45 μm różni się w zależności od czasu pobrania (np. 2 h dla pierwszego punktu czasowego, 4 h dla drugiego punktu czasowego i tak dalej).
    1. Szacuj wymaganą objętość środowiska hodowlanego za pomocą wzoru
      figure-protocol-1,
      gdzie n to liczba próbek (filtry PVDF 0,45 μm), Q to szybkość przepływu (w mL/min), a ti to czas trwania eksperymentu (w minutach) dla każdej próbki.
    2. Pomnóż przez 1,2, aby uwzględnić dodatkową objętość 20% w celu uwzględnienia wahań szybkości przepływu. Dla tego przykładu oblicz
      figure-protocol-2
    3. Zaokrąglij obliczoną objętość w górę (np. przygotuj 6200 mL w tym przykładzie).
    4. Przygotuj materiał do sterylizacji (patrz Tabela 1).
      UWAGA: Przygotuj i sterylizuj materiały dzień przed eksperymentem, aby zapewnić gotowość i zminimalizować opóźnienia. Zakaż tymi materiałami, z wyjątkiem jednokierunkowych zaworów Luer; zawory należy sterylizować za pomocą 70% alkoholu etylowego.
      1. Podłącz oba końce sześciu silikonowych rurek perystaltycznych do złączy z "Męskim Luer do Barb" plastikowych, wstawiając koniec Barb złącza do przewodu. Pokryj męskie końce Luer folią aluminiową, aby zapobiec zanieczyszczeniu.
        UWAGA: Przygotowano sześć rurek perystaltycznych, ponieważ eksperyment korzysta z sześciu filtrów PVDF 0,45 μm. Wszystkie rury zostaną później zamontowane na tej samej głowicy pompy perystaltycznej, aby wszystkie filtry otrzymywały identyczny przepływ.
      2. Umieść przewody wewnątrz zamkniętej, możliwej do sterylizacji pojemnika.
      3. Umieść filtry wentylacyjne wewnątrz zamkniętej, możliwej do sterylizacji pojemnika.
      4. Umieść nakrętki z silikonowymi przewodami przechodzącymi przez nakrętki wewnątrz zamkniętej, możliwej do sterylizacji pojemnika.
        UWAGA: Używane w tym protokole nakrętki z przewodami są wyposażone w trzy rury, które przechodzą przez nakrętki: dwie rury o równej średnicy do dostarczania medium do filtrów PVDF 0,45 μm oraz trzecią rury o większej średnicy. Te rury są mocno przymocowane do nakrętek i nie mogą być usunięte.
      5. Zanurz 12 jednokierunkowych zaworów Luer w roztworze 70% alkoholu etylowego i pozostaw na noc, aby sterylizować.
        UWAGA: (PUNKT PAUZY) Wysterylizowano materiały można przechowywać zanurzone i uszczelnione w temperaturze pokojowej do 24 h przed eksperymentem. Przed użyciem usuń zawory z alkoholu i spłucz sterylną wodą ultraczystą, aby usunąć resztki alkoholu. Alternatywnie, zawory mogą być drukowane 3D za pomocą materiałów nadających się do sterylizacji przez zakłócenie zamiast leczenia alkoholem.
    5. Zasterylizuj przewody perystaltyczne, filtry wentylacyjne, nakrętki, miareczki i butelki za pomocą standardowych ustawień sprzętu laboratoryjnego.
    6. Przygotuj 6200 mL niskiego środowiska zdefiniowanego bogactwa (RDM; patrz Tabela Materiałów), mieszając reagenty wymienione w Tabeli 2.
      UWAGA: Przygotuj środowisko w dniu eksperymentu, w czasie około 5-godzinnego czasu oczekiwania po rozpoczęciu hodowli wstępnej (patrz krok 1.2.1). To zachowuje świeżość środowiska i minimalizuje ryzyko skażenia.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym badaniu zastosowano MCCD do ilościowego określenia szybkości wzrostu E. coli NCM3722 w stałych warunkach niskich stężeń składników odżywczych przy trzech stężeniach RDM. Stężenia te zostały wyprowadzone z formuły bogato zdefiniowanego podłoża (RDM) opisanej przez Neidhardt19, przy czym suplementy aminokwasowe i nukleobazowe zostały rozcieńczone do 0,5%, 0,25% i 0,01% oryginalnej receptury, odpowiednio.

Aby określić szybkość wzrostu, wykonano replikowane e...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Metody hodowli bakteryjnej, które odzwierciedlają złożoność składników odżywczych w środowiskach naturalnych, są niezbędne do poszerzenia badań nad fizjologią mikroorganizmów poza uproszczonymi warunkami laboratoryjnymi. Naturalne ekosystemy zawierają mieszanki składników odżywczych o szerokim zakresie stężeń, które często nie wspierają maksymalnych wskaźników wzrostu1,3,4,21,

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Z wyrazami wdzięczności przyjmujemy wsparcie finansowe z grantu Gordon and Betty Moore Foundation Symbiosis in Aquatic Systems Initiative Investigator Award (GBMF9197; https://doi.org/10.37807/GBMF9197), Fundacji Simons poprzez współpracę Principles of Microbial Ecosystems (PriME) (grant 542395FY22), oraz szwajcarskiej Narodowej Fundacji Nauki grant 205321_207488 dla R.S. K.S.L. z wdzięcznością przyjmuje wsparcie od Korea Basic Science Institute (National Research Facilities and Equipment Center; Grant No. RS2025-00554860) oraz Narodowej Fundacji Badań Naukowych Korei (NRF; Grant No. RS2025-23523643), oba fundowane przez Rząd Korei (MSIT), oraz z Funduszu Badań 2025 (1.260002.01) UNIST.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
1K Ohm ResistorBC RoboticsELC-021Power Rating: 1/6 W
1N4001 DiodeBC RoboticsELC-001DC Reverse Voltage: 50 V; Average Rectified Current: 1 A
3-stop platinum-cured silicone peristaltic tubingInnofluidSE-TUB-SIL-SSS-2.4*0.8Inner diameter 0.8 mm; outer diameter 2.4 mm; compatible with peristaltic pump used
3-way Solenoid valvesEmerson Electric Co. 0055A301L0T00F312 V DC, 1 W
Aluminum foilSuitable for autoclaving
Arduino Uno Rev4ArduinoSKU ABX00173
AutoclaveSystecD-200Or different company
Cap closure with three ports – for 1 and 2 L bottlesNalgene2162-0531Or different company (make sure they fit the selected bottles)
Cap closure with three ports – for 4 L bottleNalgene2162-0830Or different company (make sure they fit the selected bottles)
Cell density meter CO8000WPA biowaveOD meter
CentrifugeEppendorf5804RCentrifuge that fits 50 mL Falcon tubes
CentrifugeEppendorf5424RCentrifuge that fits 1.5 and 2 mL eppendorf tubes
Conical centrifuge tube - 50 mLFischer Scientific10788561Falcon tube
Culture tubes (14 mL, sterile)Greiner bio-oneCulture tubes
EthanolSigma Aldrich493511Dilute to 70%
Flow cytometerBeckmanC09756CYTOFlex
Glutaraldehyde 25%Sigma AldrichG5882Or different company
Graduated cylinder - 500 mLNalgene3662-0500 Or different company
Incubator boxCustom-built incubator box – contact corresponding authors for construction details
LabV1 Intelligent Low Flow Rate Peristaltic PumpInnofluidSE-LABV1-AMC12(10)Available at Darwin Microfluidics
Male Luer-to-barb fittingAldrichZ277142Male Luer-to-barb adapter compatible with 0.8 mm ID tubing (see Figure 1C)
Male Luer-to-threaded fittingAldrichZ277142Used to connect the solenoid valve to the "inlet tubing" (see Figure 1D)
MatlabMathworksR2022b or laterSoftware to run the custom-made software for the solenoid valves
MOPS EZ Rich Defined Medium KitTeknovaM2105MOPS medium for Enterobacteria
One-way Luer check valveMasterflex30505-92Prevents backflow into medium reservoirs
Pipe cutter - 0-37 mmKS Tools2222051Or different company
Pipette setFisher Scientific05-403-151Or different company
Platinum-Cured Silicone Tubing - 1/16 inNalgene8060-0020Inner diameter 1/16 in (1.6 mm); used for fluctuating-nutrient experiments
Platinum-Cured Silicone Tubing - 1/8 inNalgene8060-0030Inner diameter 1/8 in (3.2 mm); used for fluctuating-nutrient experiments
Polypropylene copolymer bottle - 1 L Nalgene2126-1000Or different company
Polypropylene copolymer bottle - 2 LNalgene2126-2000Or different company
Polypropylene copolymer bottle - 4 LNalgene2126-4000Or different company
Serological pipette - 5 mLCorningCLS4487Or different company
Solderless BreadboardBC RoboticsPROTO-001
Sterivex-HV filter - 0.45 µm PVDFMilliporeSVHV01015
SYBR Green I Nucleic Acid Gel StainInvitrogenS7563Nucleic acid stain for cell counting in flow cytometer
TIP120 Darlington TransistorBC RoboticsTRN-005
Tubes - 1.5 mLEppendorf3810XTubes for centrifuging cell cultures and storing pellets
Vent filterMillexSLFG050000.2 µm hydrophobic vent filter
Waste receptacleVolume capacity should be at least the total media volume to be used in the experiment

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Stocker, R. Marine microbes see a sea of gradients. Science. 338 (6107), 628-633 (2012).
  2. Vorholt, J. A. Microbial life in the phyllosphere. Nat Rev Microbiol. 10 (12), 828-840 (2012).
  3. Or, D., et al. Physical constraints affecting bacterial habitats and activity in unsaturated porous media: a review. Adv Water Resour. 30 (6–7), 1505-1527 (2007).
  4. Nguyen, J., et al. Environmental fluctuations and their effects on microbial communities, populations and individuals. FEMS Microbiol Rev. 45 (1), (2021).
  5. Moore, C. M., et al. Processes and patterns of oceanic nutrient limitation. Nat Geosci. 6 (9), 701-710 (2013).
  6. Doranga, S., et al. Nutrition of Escherichia coli within the intestinal microbiome. EcoSal Plus. 12 (1), eesp-0006(2024).
  7. Rodríguez-Verdugo, A., et al. The rate of environmental fluctuations shapes ecological dynamics in a two-species microbial system. Ecol Lett. 22 (5), 838-846 (2019).
  8. Thaiss, C. A., et al. Transkingdom control of microbiota diurnal oscillations promotes metabolic homeostasis. Cell. 159 (3), 514-529 (2014).
  9. Kearney, S. M., et al. Orthogonal dietary niche enables reversible engraftment of a gut bacterial commensal. Cell Rep. 24 (7), 1842-1851 (2018).
  10. Elena, S. F., Lenski, R. E. Evolution experiments with microorganisms: the dynamics and genetic bases of adaptation. Nat Rev Genet. 4 (6), 457-469 (2003).
  11. Beaumont, H. J. E., et al. Experimental evolution of bet hedging. Nature. 462 (7269), 90-93 (2009).
  12. Schaechter, M., Maaloe, O., Kjeldgaard, N. O. Dependency on medium and temperature of cell size and chemical composition during balanced growth of Salmonella typhimurium. J Gen Microbiol. 19 (3), 592-606 (1958).
  13. Ballesta, J. P. G., Schaechter, M. Effect of shift-down and growth inhibition on phospholipid metabolism of Escherichia coli. J Bacteriol. 107 (1), 251-258 (1971).
  14. Nguyen, J., et al. A distinct growth physiology enhances bacterial growth under rapid nutrient fluctuations. Nat Commun. 12 (1), (2021).
  15. Novick, A., Szilard, L. Description of the chemostat. Science. 112 (2920), 715-716 (1950).
  16. Egli, T., Lendenmann, U., Snozzi, M. Kinetics of microbial growth with mixtures of carbon sources. Antonie Van Leeuwenhoek. 63 (3-4), 289-298 (1993).
  17. Lendenmann, U., Snozzi, M., Egli, T. Kinetics of the simultaneous utilization of sugar mixtures by Escherichia coli in continuous culture. Appl Environ Microbiol. 62 (5), 1493-1499 (1996).
  18. Tappe, W., et al. Cultivation of nitrifying bacteria in the retentostat, a simple fermenter with internal biomass retention. FEMS Microbiol Ecol. 19 (1), 47-52 (1996).
  19. Neidhardt, F. C., Bloch, P. L., Smith, D. F. Culture medium for enterobacteria. J Bacteriol. 119 (3), 736-747 (1974).
  20. Controlling a solenoid valve with Arduino. , Available from: https://bc-robotics.com/tutorials/controlling-a-solenoid-valve-with-arduino/ (2015).
  21. Egli, T. The Ecological and Physiological Significance of the Growth of Heterotrophic Microorganisms with Mixtures of Substrates. Advances in Microbial Ecology. , Plenum Press. New York. (1995).
  22. Koch, A. L. Oligotrophs versus copiotrophs. BioEssays. 23 (7), 657-661 (2001).
  23. Muenster, U. Concentrations and fluxes of organic carbon substrates in the aquatic environment. Antonie Van Leeuwenhoek. 63 (3-4), 243-274 (1993).
  24. Murugan, A., et al. Roadmap on biology in time varying environments. Phys Biol. 18 (4), (2021).
  25. Cox, C. D., Bavi, N., Martinac, B. Bacterial mechanosensors. Annu Rev Physiol. 80 (1), 71-93 (2018).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

BiologiaWydanie 233Wydanie 233Warto pustaWydanierodowiska o niskiej zawarto ci sk adnik w od ywczychMieszaniny sk adnik w od ywczychMilifluidykaFluktuacje sk adnik w od ywczychFizjologia mikroorganizm w

Powiązane artykuły