Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Oceny tlenowania i perfuzji naczyniowej w przedklinicznych modelach nowotworów i gojenia ran z wykorzystaniem OS-DCE OAI

276 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/70689

⸱

7 kwietnia 2026

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Medical Physics, University of Wisconsin, 2University of Texas MD Anderson Cancer Center

W tym artykule

Podsumowanie

Przedstawiamy tutaj protokół do wykonywania Oxygen Sensitive – Dynamic Contrast Enhanced Optoacoustic Imaging (OS-DCE OAI) w celu oceny przedklinicznych modeli raka i gojenia się ran. OS OAI może obrazować oksysyhemoglobinę i oksyhemoglobinę, mapując natlenowanie tkanek. DCE-OAI może obrazować farmakokinetykę egzogenicznego środka kontrastowego, mapując tym samym perfuzję naczyniową.

Streszczenie

Obrazowanie optoakustyczne na tlen (OS OAI) oraz dynamiczne obrazowanie optoakustyczne z kontrastem wzbogaconym (DCE OAI) zapewniają uzupełniające, nieinwazyjne odczyty fizjologii tkanek. OS OAI wykorzystuje wielospektralne wykrywanie endogennej oksyhemoglobiny i deoksyhemoglobiny do generowania map nasycenia tlenem we krwi (%sO₂), podczas gdy DCE OAI śledzi farmakokinetykę in vivo absorbera bliskiego podczerwieni, aby ilościowo określić perfuzję i przepuszczalność naczyń. Celem tego protokołu jest przedstawienie jednolitego workflow OS-DCE OAI, który umożliwia jednoczesną ocenę natlenienia i perfuzji w dwóch szeroko stosowanych warunkach przedklinicznych: ortotopowych guzach raka piersi oraz pełnogrubych ranach skórnych.

W tym protokole zademonstrowaliśmy OAI na myszych modelach raka piersi lub rany rozciętej cięć. W przypadku OS OAI skany wielospektralne są wykonywane na częstotliwości 700–875 nm, aby umożliwić rozdzielanie spektralne i estymację %sO₂. W przypadku DCE OAI powtarzane akwizycje z rozdzielczością czasową ≤5 s wykonuje się przed i po dożylnym wstrzyknięciu bolusu indocyjaninowego zielenia (ICG), wykorzystując wielospektralne próbkowanie przy 700-875 nm lub próbkowanie pojedynczej długości fali przy 800 nm do wygenerowania krzywych amplitudy sygnału czasowo-OA. Szczegółowo opisano opracowanie modeli zwierzęcych, przygotowanie do obrazowania OA, akwizycje OAI i DCE OAI w OS oraz analizy mające na celu pomiar cech natlenienia i perfuzji naczyniowej, wraz z kluczowymi wskazówkami dotyczącymi rozwiązywania problemów dotyczących artefaktów ruchu, pochłaniaczy powierzchniowych i nieudanych zastrzyków.

Razem ten protokół OS-DCE OAI daje zintegrowany funkcjonalny portret hipoksji i transportu naczyniowego, który może wykrywać zmiany fizjologiczne w guzach i ranach wcześniej niż ogólne pomiary anatomiczne. OS-DCE OAI jest łatwo adaptowalny do innych modeli chorób.

Wprowadzenie

Obrazowanie optyczne (OAI), znane również jako obrazowanie fotoakustyczne lub wielospektralna tomografia optoakusistyczna, to stosunkowo nowa metoda łącząca wzbudzenie optyczne z detekcją ultrasonograficzną (US), umożliwiając obrazowanie głębokietkanek 1,2. W OAI krótkie impulsy laserowe o długości nanosekundy pobudzają endogenne chromofory, takie jak oksyhemoglobina i oksyhemoglobina, powodując lokalne termoelastyczne rozszerzanie i szerokopasmowe fale akustyczne wykrywane przez amerykańskie przetworniki. Sygnały te umożliwiają OAI uzyskanie obrazów o kontraście optycznym o rozdzielczości przestrzennej podobnej do ultradźwięków, jednocześnie osiągając głębokość widzenia na skalę centymetra in vivo. Gdy dane są pozyskiwane na wielu długościach fal i analizowane za pomocą rozmieszania spektralnego, Oxygen Sensitive (OS) OAI może oszacować względne stężenia tlenu i deoksyhemoglobiny, a tym samym wywnioskować nasycenie tkanką tlenem (%sO₂)2. Saturacja tlenem we krwi umożliwia funkcjonalną ocenę fizjologii mikronaczyniowej, do której trudno uzyskać dostęp nieinwazyjny innymi metodami.

Perfuzja naczyniowa jest również przydatna do oceny fizjologii mikronaczyniowej. Perfuzja naczyniowa reprezentuje kombinację przepływu naczyniowego, przepuszczalności oraz powierzchni naczyń3. Aby ilościowo określić perfuzję, OAI może być stosowany z egzogenicznym środkiem kontrastowym do wykonania dynamicznie wzmocnionego kontrastem OAI (DCE OAI). W tym podejściu obrazowanie czasowe przed, w trakcie i po wstrzyknięciu środka kontrastowego monitoruje farmakokinetykę (PK) środka. Wyniki te można modelować do pomiaru tempa wypłukiwania (NKtrans) z przedziału osocza krwi do przedziału zewnątrznaczyniowego guza oraz tempa wypłukiwania (kep) z zewnątrzkomórkowego przedziału guza do przedziału osocza. Opracowaliśmy metodę modelowania PK, która unika słynnego problemu płynności światła (czyli rozpraszania i absorpcji w tkankach, które powodują zmienną energię promieniowania przez tkankę)4. Nasza metoda normalizuje zmianę dynamicznego sygnału OAI od 0% (przed wtryskiem) do 100% (maksymalne wzmocnienie), a następnie wykorzystuje równania różniczkowe do oszacowania szybkości wlewaniaNK trans oraz kep. Inne badania DCE OAI stosowały standardowe metody modelowania PK, które opierają się na głównym założeniu, że płynność światła jest jednolita w całej tkance 5,6.

Wyniki DCE OAI mogą być również wykorzystywane do oceny szybkości wlewania sygnału poprzez empiryczne pomiary maksymalnego wzmocnienia sygnału (MSE), czasu do szczytu (TTP) do osiągnięcia MSE, nachylenia (zazwyczaj przy wstrzykiwaniu do TTP) oraz początkowego obszaru pod krzywą (IAUC; ponownie zazwyczaj dla wstrzyknięcia do TTP po wstrzyknięciu)7. Należy zauważyć, że jeśli TTP występuje później na krzywej PK, nachylenie lub IAUC można mierzyć w linii linii krzywej lub od momentu wstrzyknięcia do 1 minuty po wstrzyknięciu. Wykazaliśmy, że pomiary empiryczne mogą być również przydatne przy ocenie leczenia modeli nowotworowych lub przy ocenie gojenia się ran 8,9. Inne badania również wykazały wartość wykorzystania pomiarów empirycznych do oceny przepuszczalności naczyń guzowych oraz włóknienia wątroby10,11. Kształt krzywej PK może być również używany do jakościowej klasyfikacji perfuzji naczyń guza jako wysoki lub niski 12,13,14.

Dodatkowo, sygnał OAI w jednym punkcie po wstrzyknięciu może być używany jako empiryczna ocena perfuzji, znana jako niedynamiczny Contrast Enhanced OAI (CE OAI)15. Obraz CE OA pokazujący jasny guz lub ranę jest prosty i bardzo widoczny, a mimo to często służy jedynie do jakościowej oceny wysokiej i niskiej przekręcenia przesyłek. Ogólnie rzecz biorąc, dynamiczna zmiana sygnałów OAI po TTP nie jest analizowana w celu empirycznej oceny perfuzji naczyniowej w guzach. Jednak, jak pokazano poniżej, wskaźniki wnikania w ranach są niezwykle szybkie, dlatego trudno zmierzyćtranzyt NK, TTP, nachylenie i IAUC. Dlatego wykorzystaliśmy liniowy lub wykładniczy nachylenie fazy wypłukania jako empiryczną miarę perfuzji naczyniowej w ranach9.

Większość środków OAI absorbuje w zakresie długości fal bliskiej podczerwieni (NIR), które mogą przenikać głębiej do tkanek 16,17. Jednak absorpcja wody przy długościach fal powyżej 900 nm ogranicza użyteczny zakres długości fal in vivo OAI do 700–900 nm dla większości zastosowań2. Zieleń indocyjanina (ICG) jest prototypowym środkiem DCE OAI, ponieważ zapewnia silne wchłanianie NIR na 780–800 nm, emituje umiarkowanie silny sygnał OAI oraz ma korzystną biokompatybilność z zatwierdzeniem FDA do zastosowań klinicznych. Te cechy umożliwiają kontrast wewnątrznaczyniowy oraz interpretowalne krzywe PK.

Opracowaliśmy wspólny protokół OS-DCE OAI do oceny tlenowania i perfuzji naczyniowej w przedklinicznych modelach guzów i ran litych 8,9. Część tego protokołu dotycząca OS może ocenić tlenowanie w wielu obrazowaniach, które mogą objąć cały guz i objętość ran w modelach myszy. Część naszego protokołu dotycząca DCE umożliwia obrazowanie pojedynczego cięcia guza lub rany przy użyciu wielu długości fal laserowych (poprawiając dokładność wykrywania środka kontrastowego) lub obrazowania nawet 5 przekrojów jedną długością fali laserowej (poprawiając pokrycie przestrzenne). Stosowaliśmy OS-DCE OAI do monitorowania zmian w natlenieniu i perfuzji naczyniowej po leczeniu modelu nowotworu radioterapią lub kombretastatyną A4, czynnikiem zakłócającym naczynia 4,8. Korzystaliśmy także z OS-DCE OAI do monitorowania gojenia się ran9. DCE OAI daje OAI możliwość monitorowania postępu poprzez perfuzję naczyniową, co można stosować w leczeniu różnych chorób.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury przeprowadzaj za zgodą Komitetu ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt Instytucjonalnych (IACUC) Twojej instytucji. Wszystkie procedury zawarte w poniższym protokole zostały zatwierdzone przez IACUC naszej instytucji.

1. Znieczulenie (na kolejne zabiegi)

  1. Wprowadź znieczulenie. Początkowo indukuj i utrzymuj znieczulenie z 5% izofluranem w 100% gazie nośnikowym tlenu, aż mysz przestanie być przytomna.
  2. Utrzymuj znieczulenie. Kontynuuj znieczulenie myszy 1,5–2% izofluranem w 100% tlenowym gazie nośnym. Sprawdź brak odruchu pedałowego.
  3. Utrzymuj normotermię. Upewnij się, że zwierzęta są na ciepłej powierzchni i monitoruj temperaturę przez cały okres znieczulenia.
    UWAGA: (Punkt pauzy) Po całkowitym znieczuleniu zwierzęcia przejdź do wszczepienia guza lub powstania rany.

2. Przygotowanie modelu

UWAGA: Wszystkie prace nad komórkami powinny być wykonywane w szafie zabezpieczeń biologicznych, aby uniknąć narażenia i potencjalnego skażenia.

  1. Ustalenie ortotopowego modelu guza 4T1 (Rysunek 1).
    1. Przygotowanie komórek na lodzie: Ponowna zawieszka komórek 4T1 w lodowatym PBS w stężeniu 2 × 107 komórek /mL.
    2. Mieszaj komórki z matrycą: Połącz zawiesinę komórkową 1:1 (v/v) z lodowatym biologicznym hydrożelem, który ma bogatą matrycę zewnątrzkomórkową. Połączenie powinno dać roztwór komórek o stężeniu 1 × 107 komórek/mL.
    3. Załaduj strzykawkę: Załaduj mieszaninę komórek do sterylnej strzykawki laboratoryjnej o objętości nie większej niż 1,0 mL. Ogranicz objętość do 100 μL na zastrzyk (1 × 106 ogniw). Opcjonalnie delikatnie podgrzej strzykawkę do 30 °C, co sprawia, że biologiczny hydrożel jest lekko lepki i bardziej ogniskowy w miejscu wstrzyknięcia.
      UWAGA: Pamiętaj, że strzykawki są ostre i unikaj ponownego zalewania.
    4. Znieczulaj mysz zgodnie z sekcją 1.
    5. Usuń sierść, jeśli obecna: Usuń depilację okolicy poduszki piersiowej. Pomiń ten krok, jeśli używasz athymicznych nagich myszy.
    6. Ustaw igłę i wstrzyknij: Sterylizuj czwartą poduszkę tłuszczową pachwinową mlecznej. Wprowadź igłę fazowaną i powoli wstrzyknij 100 μL do tłuszczu, aby uniknąć refluksu.
    7. Wychroczenie zwierzęcia z narkozy: Wróć mysz do rozgrzanej klatki i obserwuj ją do momentu, gdy będzie w stanie się poruszać.
    8. Pozwól guzowi rosnąć: Pozwól guzom 4T1 osiągnąć minimalną średnicę 0,3 cm przed badaniem obrazowym 8-10 dni.
      UWAGA: Guzy o większej średnicy również mogą być obrazowane. Średnicę guza można zmierzyć za pomocą skalibrowanego zacisku werniera. Guzy przekraczające maksymalną średnicę zatwierdzoną przez IACUC (lub równoważną instytucję) powinny zostać uśpione. Stosuj ortotopowe zastrzyki i dostosuj liczbę/objętość komórek do pożądanego protokołu wszczepienia.
  2. Powstawanie rany wyciężowej u myszy (Rysunek 2)
    1. Przygotuj pole operacyjne: Sterylizuj miejsce pracy i narzędzia.
    2. Znieczulaj mysz zgodnie z sekcją 1.
    3. Usuń sierść, jeśli jest obecna: Rozpięć okolice grzbietowej. Pomiń ten krok, jeśli używasz athymicznych nagich myszy.
    4. Podaj analgezję: Zabezpiecz mysz na sterylnej powierzchni chirurgicznej. Wstrzyknięcie buprenorfiny 0,05–0,1 mg/kg podskórnie (SC) w okolice grzbietowej.
    5. Dezynfekuj okolice rany: Dezynfekuj skórę grzbietową powidon-jodem, a następnie 70% etanolem.
    6. Stwórz ranę wycięciową: Użyj 6 mm wycina do biopsji, aby wyznaczyć miejsce. Wyciąć skórę i panniculus carnosus, aby utworzyć defekt o pełnej grubości.
    7. Osadz silikonową szynę:
      1. Wokół rany umieść silikonową szynę w kształcie pączka. Upewnij się, że wewnętrzna średnica rozcięcia jest o 2–4 mm większa niż średnica rany, a szerokość szyny to ~5 mm.
      2. Wytnij silikonową szynę w kształcie pączka z arkusza silikonowego materiału. Użyj przezroczystego materiału do szwiwania, aby przyszyć szynę. Jeśli trzeba, użyj cienkiej folii klejącej do osadzenia pierścienia.
        UWAGA: Materiały sze pigmentowane mogą pochłaniać światło NIR, dlatego nie powinny być stosowane.
    8. Zszyj szynę: Umieść osiem równomiernie rozmieszczonych przerywanych szwów, aby przymocować szynę do otoczenia skóry bez duszenia.
    9. Załóż opatrunek okluzywny: Przykryj ranę i szynę opatrunkiem okluzyjnym, aby chronić łóżko i ujednolicić warunki rany.
    10. Wychroczenie zwierzęcia z narkozy: Wróć mysz do rozgrzanej klatki i obserwuj ją do momentu, gdy będzie w stanie się poruszać.
    11. Pozwól zwierzęciu się zagoić: 6 godzin po powstaniu rany podaj 1 dawkę buprenorfiny. Następnego dnia podaj jeszcze 2 dawki buprenorfiny w odstępie 6 godzin. Kontynuuj codzienną opiekę i oceny według projektu badania lub do całkowitego zagojenia rany.
    12. Wymieniaj opatrunek codziennie: Codziennie wymieniaj opatrunek okluzywny po zdjęciach lub zdjęciach, aby ograniczyć zanieczyszczenia i zachować bezpłodność.
      UWAGA: (Krok krytyczny) Szynuj ranę, aby ztłumić skurcz i sprzyjrzeć się reepitelizacji, poprawiając znaczenie translacyjne dla gojenia człowieka. (Punkt pauzy) Po nałożeniu opatrunku wstrzymaj się do kolejnej zaplanowanej oceny lub sesji obrazowej.

3. Protokoły pozyskiwania OAI OS-DCE

  1. Przygotuj mysz i środek kontrastujący do badania OAI.
    1. Przygotuj środek kontrastowy.
      1. Przygotuj roztwór 1,62 mM środka kontrastowego ICG w wodzie sterylnej. Przefiltruj roztwór filtrem strzykawkowym o średnicy 0,3 μm. Napełnij sterylną strzykawkę laboratoryjną 100 μμL tego roztworu.
        UWAGA: Ta dawka wynosi 162 nmol lub 125,5 μμg, oparta na masie cząsteczkowej 775 g/mol ICG. Dawka wynosi 6,28 mg/kg masy ciała myszy, biorąc pod uwagę, że mysz waży około 20 g. Dawka ekwiwalentna u zwierzęcia jest 12,3 razy większa niż u człowieka18. Dlatego odpowiednik ludzkiej dawki wynosi 0,51 mg/kg masy ciała. Maksymalna tolerowana dawka dla ludzi to 2 mg/kg19. Dlatego dawka użyta w tym przedklinicznym badaniu stanowi około 1/4 maksymalnej tolerowanej dawki u ludzi.
    2. Przygotuj skaner OAI.
      1. Napełnij zbiornik obrazujący wodą dezynzystyczną. Ustaw temperaturę akwarium na 36 °C dla myszy o masie ciała <25 g.
        UWAGA: Temperatura tego zbiornika utrzymuje temperaturę ciała rdzenia ciała na poziomie około 37 °C, ponieważ mysz jest owinięta w plastikową torbę w kołysce. Temperatura akwarium powinna być ustawiona na 35 °C dla większej myszy o masie ciała >25 g, aby nie przegrzać myszy, ponieważ większa mysz ma więcej tkanki tłuszczowej podskórnej działającej jako warstwa izolująca.
    3. Znieczulaj mysz zgodnie z sekcją 1. Przez resztę protokołu pozyskiwania należy upewnić się, że mysz pozostaje znieczulona z 1,5–2% izofluranem w 100% tlenowym gazie nośnikowym.
    4. Jeśli wykonujesz DCE OAI, załóż dostęp żylny.
      1. Przepłukaj cewnik żyły ogonowej o masie 27 g z solą fizjologiczną heparyną. Wprowadź cewnik do bocznej żyły ogonowej i zabezpiecz cewnik, aby zapobiec jego wyjściu z żyły ogonowej (Rysunek 3A). Upewnij się, że nie ma tam pęcherzyków powietrza.
        UWAGA: (Krok krytyczny) Używaj soli fizjologicznej heparyzowanej do utrzymania drożności cewnika.
      2. Dodatkowo przygotuj sterylną strzykawkę laboratoryjną o objętości nie większej niż 500 μL, która może być podłączona do cewnika. Upewnij się, że strzykawka zawiera 100 μL 2,14 mM ICG (~322 nmol; ~16 μmol/kg dla myszy o masie 20 g).
    5. Przykryj mysz i kołyskę żelem ultradźwiękowym (Rysunek 3B).
      1. Nałóż cienką warstwę przezroczystego żelu ultradźwiękowego na guz lub obszar rany (rysunek 3C). Nałóż także żel ultrasonograficzny na kołyskę, aby uszczelić ją od guza lub rany.
        UWAGA: Eliminuj pęcherzyki powietrza. Opcjonalnie żel ultradźwiękowy może być odwirowany w celu usunięcia powietrza przed użyciem żelu. Używaj też minimalnej ilości żelu ultradźwiękowego, aby uniknąć powstawania bąbelków w grubych warstwach żelu.
    6. Umieść mysz w kołysce (rysunek 3D): Zapoznaj się z instrukcją producenta instrumentu. Umieść mysz w uchwytie z nosem myszy mocno wewnątrz nosa. Używaj kajdanek do trzymania rąk i nóg myszy. Użyj pętli zęba, aby ustabilizować głowę.
      1. (OPCJONALNIE) Używaj kołyski z nosem szczura, gdy obrazujesz mysz. Stożek szczura podnosi głowę myszy z dolnej części kołyski, co pozwala uniknąć przypadkowego utonięcia, jeśli niewielka ilość wody dostanie się do kołyski.
    7. Umieść mysz i kołyskę w instrumencie OAI. Zapoznaj się z instrukcją producenta dotyczącą instrumentu.
      1. Obserwuj wszelkie przecieki w kołysce myszy. Jeśli występują wycieki, usuń mysz i kołyskę z instrumentu i ponownie uszczelnij mysz w łóżeczku, aby uniknąć przypadkowego utonięcia.
      2. Jeśli pożądane jest DCE OAI, podłącz cewnik do strzykawki z środkiem kontrastowym.
    8. Wyrównaj mysz przed obrazowaniem: Przed wykonaniem obrazu odczekaj 10 minut na stabilizację fizjologii myszy w zbiorniku z ciepłą wodą (35-36 °C, w zależności od wielkości zwierzęcia, patrz sekcja 3.1.2) przed wykonaniem obrazu (rysunek 3E).
    9. Ustawij mysz względem przetwornika OAI:
      1. Przesuń mysz lub przetwornik OAI zgodnie z instrukcjami producenta, tak aby guz lub rana znalazły się w zestawie obrazów wielokrojowych.
      2. Zoptymalizuj prędkość dźwięku dla zestawu obrazów. Wykonaj ten krok, gdy mysz jest wyrównywana przed obrazowaniem (krok 3.1.7).
      3. (Krytyczny krok) Utrzymuj stałą orientację zwierząt/pozycję krojków dla wszystkich myszy i w każdym momencie, aby zapewnić rygorystyczne wyniki
  2. Ustaw parametry OAI systemu operacyjnego.
    1. Wybierz parametry cięcia obrazu, aby było obrazowanych wiele przekrojów, które pokrywają cały guz lub obszar rany o grubości 1 mm.
    2. Wybierz długości fal absorpcji. Dla OS OAI wybierz długości fal absorpcyjne 700, 730, 760, 800, 850 i 875 nm.
    3. Stosuj uśrednianie sygnału: Wybierz parametry, które uzyskują 10 średnich na długość fali przed uzyskaniem kolejnej długości fali i przed przejściem do kolejnego fragmentu obrazowania. 10 średnich na długość fali zwiększa stosunek sygnał-szum każdego fragmentu obrazu.
    4. Ustaw liczbę powtórzeń:
      1. Ustaw liczbę powtórzeń zgodnie z Tabelą 1 , aby utrzymać łączny czas przyswajania około 2 minut. Dla użytkowników instrumentu o częstotliwości powtarzalności 10 Hz całkowity czas akwizycji wynosi 6,0 s na jeden fragment obrazu.
      2. Przesunięcie myszy do kolejnego fragmentu obrazu, a następnie powrót do pierwszego fragmentu wymaga średnio 0,2 s, więc każdy fragment zajmuje 6,2 s.
      3. Wykonaj co najmniej 3 powtórzenia, aby zapewnić stabilność pomiaru. Całkowity czas przyswajania dłuższy niż 2 minuty jest akceptowalny, jeśli zależy na większej liczbie powtórzeń.
  3. Pobierz obrazy OA systemu operacyjnego.
  4. Ustaw parametry DCE OAI.
    1. Ustaw parametry akwizycji DCE OAI dla protokołu obrazowania pojedynczego fragmentu z wieloma długościami fal.
      1. Ustawij obrazy obrazujące. Wybierz ≤5 obrazów wyśrodkowanych na guzie lub ranie o grubości 1 mm.
      2. Wybierz optymalną długość fali absorpcji dla środka kontrastowego. Dla indocyjaniny zielonej w środowisku in vivo ustaw długość fali na 800 nm.
      3. Ustaw liczbę średnich i powtórzeń zgodnie z Tabelą 2. Zalecenia te utrzymają rozdzielczość czasową ≤ 5 s oraz całkowity czas przyswojenia 11,0–11,2 min dla użytkowników instrumentu OAI, który ma powtarzalność obrazowania 10 Hz.
        UWAGA: Użytkownicy innych instrumentów o innej częstotliwości powtarzalności obrazowania powinni dostosować liczbę średnich, aby utrzymać rozdzielczość czasową ≤ 5 sekund dla każdego zestawu obrazów.
    2. Alternatywnie dla kroku 3.4.1, ustaw parametry akwizycji DCE OAI dla protokołu obrazowania wielosliceowego o jednej długości fali.
      1. Ustawij obrazy obrazujące. Wybierz ≤ 5 obrazów obrazujących wyśrodkowane na guzie lub ranie o grubości 1 mm.
      2. Wybierz optymalną długość fali absorpcji dla środka kontrastowego. Dla indocyjaniny zielonej w środowisku in vivo ustaw długość fali na 800 nm.
      3. Ustaw liczbę średnich i powtórzeń zgodnie z Tabelą 2. Zalecenia te utrzymają rozdzielczość czasową ≤ 5 s oraz całkowity czas przyswojenia 11,0–11,2 min dla użytkowników instrumentu OAI, który ma powtarzalność obrazowania 10 Hz.
        UWAGA: Użytkownicy innych instrumentów o innej częstotliwości powtarzalności obrazowania powinni dostosować liczbę średnich, aby utrzymać rozdzielczość czasową ≤ 5 sekund dla każdego zestawu obrazów.
  5. Pobierz zdjęcia DCE OA.
    1. Nagrywaj zdjęcia bazowe: Rozpocznij akwizycję i zbierz 12 zestawów zdjęć (~1 min).
    2. Wstrzyknięcie środka kontrastowego: Podaj 100 μL przez cewnik, kontynuując pobieranie.
      UWAGA: Wstrzyknięcie bolusu powinno być regularne przez około 10–15 sekund, aby uniknąć narastania ciśnienia w cewniku w żyłce kruchej ogonowej. Tę spójność można kontrolować stałym naciskiem na tłok strzykawki podczas ręcznego wstrzykiwania lub za pomocą automatycznego wtryskiwacza. Co ważne, szybkość wstrzyknięć wynosząca 10–15 sekund wygładza początkowe podanie środka do guza, zamiast powodować skoki kinetyki pierwszego przejścia na krzywej PK, które są spowodowane szybszym tempem podawania iniekcji, co poprawia modelowanie PK i analizę pomiarów empirycznych.
      1. (Krytyczny krok) Unikaj wycieku środków kontrastowych z naczyń krwionośnych do otaczających tkanek w miejscu wstrzyknięcia, aby zachować dokładny czas podawania bolusu.
    3. Kontynuuj obrazowanie: Pobierz pozostałe 128 zestawów obrazów na 10,2 minuty po wstrzyknięciu, aby uchwycić kinetykę wymycia i wypłukania.
    4. Monitoruj proces obrazowania, aby upewnić się, że zdjęcia zostaną zebrane: Monitoruj tempo oddechu myszy, aby upewnić się, że fizjologia myszy jest stabilna podczas skanowania.
    5. Wyjmij mysz i kołyskę z instrumentu: Wyjmij mysz z kołyski. Pozwól myszy dojść do siebie po znieczuleniu. Wróć mysz do rozgrzanej klatki i obserwuj ją do momentu, gdy będzie się przesuwać.
      UWAGA: Używaj odpowiedniego oprogramowania i odwołuj się do instrukcji producenta dotyczącej instrumentu OAI. Poniższe kroki opisują etapy rekonstrukcji i analizy dla instrumentu OAI korzystającego z oprogramowania viewMSOT v4.0 oraz Matlab R2019b lub nowszej wersji oprogramowania Matlab.

4. Analiza wyników OAI OS-DCE

  1. Odbuduj zdjęcia OA.
    1. Wybierz parametry rekonstrukcji obrazu: Ustaw rekonstrukcję obrazu z użyciem metody przefiltrowanej projekcji wstecznej z filtrem pasmowym 50 kHz–6,5 MHz i umożliwić automatyczną korekcję energii impuls-do-impulsu.
    2. Odtworzenie wszystkich obrazów: Uzyskanie obrazów na wszystkich długościach fal laserowych, wszystkich pozycjach przekrojów obrazu oraz wszystkich punktach czasowych. Ta ilość danych może wymagać znacznego czasu na rekonstrukcję obrazu.
  2. Analizuj obrazy OS OA.
    1. Rozmieszanie chromoforów: Wykonaj rozmieszanie spektralne, aby uzyskać parametryczne mapy oksyhemoglobiny (HbO2), deoksyhemoglobiny (Hb), hemoglobiny całkowitej (gdzie HbT = HbO2 + Hb) oraz %sO2 (gdzie %sO 2 = HbO2/HbT).
    2. Zdefiniuj zwroty z inwestycji:
      1. Ręcznie narysuj zwrot z inwestycji (ROI), który reprezentuje guz lub ranę w każdym wycinku obrazu. Określ konserwatywny zwrot z inwestycji, który sprzyja wykluczeniu pikseli obwodu guza lub obwodu rany, zamiast uwzględniać piksele dla tkanki normalnej na obrzeżach.
      2. Alternatywnie, ręcznie narysuj jeden ROI reprezentujący brzeg guza oraz drugi ROI reprezentujący rdzeń guza. Krawędź guza może mieć większą unaczynienie niż rdzeń guza, co umożliwia potencjalnie przydatną analizę podregionów.
        UWAGA: Chociaż mogą być wyznaczane dodatkowe zwroty z inwestycji (ROI) podregionów guza lub ran, albo można oceniać wartości pikselowe HbO2, Hb, HbT lub %sO 2 (bez zwrotu z inwestycji), te mniejsze obszary mają niższy stosunek sygnał-szum, co prowadzi do nieprecyzyjnych pomiarów.
      3. Utrzymuj pozycje zwrotu z inwestycji na wszystkie obrazy przy każdej długości fali i punkcie czasowym.
    3. Oblicz średnie parametry dla całego guza.
      1. Oblicz średnią wartość HbO2, Hb, HbT oraz %sO 2 w ROI guza lub RAN dla każdego cięcia obrazowego i każdego punktu czasowego.
      2. Dla wieloplastowego OS OAI oblicz średnią wartość HbO2, Hb, HbT i %sO 2 ze wszystkich obrazowych fragmentów, aby uzyskać jedną średnią wartość dla każdego parametru dla całego guza lub rany.
    4. Oceń stabilność parametrów. Wyrysuj wartość %sO2 dla każdego powtórzenia (patrz krok 3.2.4). Oceń, czy wartość %sO 2 zmieniła się o więcej niż 10% podczas skanowania, co wskazuje na niestabilny pomiar czasowy.
  3. Analizuj obrazy DCE OA.
    1. Rozmieszanie chromoforów w wielofalowych obrazach DCE OA: Wykonaj rozmieszanie spektralne, aby wygenerować parametryczne mapy HbO2, Hb i środka kontrastowego. Ten krok nie jest potrzebny dla jednofalowego DCE OAI.
    2. Definiuj zwrot z inwestycji.
      1. Ręcznie narysuj zwrot z inwestycji (ROI), który reprezentuje guz lub ranę w każdym wycinku obrazu. Określ konserwatywny zwrot z inwestycji, który sprzyja wykluczeniu pikseli obwodu guza lub obwodu rany, zamiast uwzględniać piksele dla tkanki normalnej na obrzeżach.
      2. Alternatywnie, ręcznie narysuj jeden ROI reprezentujący brzeg guza oraz drugi ROI reprezentujący rdzeń guza. Krawędź guza może mieć większą unaczynienie niż rdzeń guza, co umożliwia potencjalnie przydatną analizę podregionów.
        UWAGA: Chociaż mogą być pobierane dodatkowe zwroty z inwestycji podregionów nowotworów lub oceniane wartości kontrastu pikselowe (bez zwrotu z inwestycji), te mniejsze obszary mają niższy stosunek sygnał-szum, co prowadzi do nieprecyzyjnych pomiarów.
      3. Utrzymuj pozycje zwrotu z inwestycji na wszystkie obrazy przy każdej długości fali i punkcie czasowym.
    3. Wyodrębniaj krzywe PK z obrazów DCE OA.
      1. Aby uzyskać zwrot z inwestycji w każdym wycinku obrazu, eksportuj punkty czasowe względem średniego sygnału ICG (z wielofalowego DCE OAI) lub sygnału OAI na pojedynczej wybranej długości fali (dla jednofalowego DCE OAI).
      2. Oblicz średni sygnał dla wszystkich fragmentów obrazu. Wykres średniego sygnału w całym guzie lub ranie w stosunku do czasu nazywany jest krzywą PK.
      3. Przekaż średni sygnał ze wszystkich fragmentów obrazu w każdym punkcie czasowym do programu komputerowego, który może ocenić poniżej parametry empiryczne. Na przykład Microsoft Excel i Graphpad Prism mogą wykonywać proste analizy grafów.
    4. Oblicz parametry empiryczne opisane w krokach 4.3.5–4.3.11.
    5. Normalizuj krzywą PK: Określ średnią wartość punktów czasowych przed wstrzyknięciem, znaną jako sygnał bazowy. Odejmij wartość sygnału bazowego od wszystkich wartości sygnału po wstrzyknięciu.
    6. Określ Maksymalne Wzmocnienie Sygnału (MSE): Zidentyfikuj najwyższą wartość sygnału po wstrzyknięciu na krzywej PK.
    7. Określ czas do szczytu (TTP): Zidentyfikuj wartość punktu czasowego MSE.
    8. Oblicz początkowe nachylenie krzywej PK.
      1. Uzyskaj ten początkowy spadek od momentu wstrzyknięcia do TTP. Alternatywnie, oblicz nachylenie 1 minutę po wstrzyknięciu, jeśli kształt krzywej jest zbyt stromy lub jeśli TTP jest zbyt późne.
      2. W tym scenariuszu pobierz obrazy przed wstrzyknięciem na 1 minutę i oblicz ten spadek od Minuty 1,0 do Minuty 2,0 na krzywej PK.
    9. Oblicz początkową powierzchnię pod krzywą (IAUC): Oblicz średnią wartość sygnału od momentu początkowego wstrzyknięcia do TTP na krzywej PK.
    10. Oblicz empiryczną szybkość fazy wypłukania.
      1. Dla części krzywej PK od 1 minuty po TTP do ostatniego punktu czasowego, dopasuj tę część krzywej prostą lub funkcję monowykładniczo malejącą z wyrazem stałego przesunięcia.
      2. Użyj nachylenia prostej lub stałej wykładniczego zaniku jako empirycznej miary szybkości PK w fazie wypłukania.
    11. Oblicz OAI z podwyższonym kontrastem.
      1. Wybierz punkt czasowy dłuższy niż TTP. Określ wartość sygnału w tym momencie jako miarę wzmocnienia kontrastu.
        UWAGA: Często wybiera się punkt czasu 10 minut po wstrzyknięciu, ale w razie potrzeby można wybrać także inne punkty czasu.
      2. Alternatywnie, oblicz średni sygnał od TTP do wybranego punktu czasu, średni sygnał od TTP do ostatniego punktu czasu lub inny zakres punktów czasowych w razie potrzeby.
      3. Należy zauważyć, że średni sygnał jest równoważny powierzchni pod krzywą PK dla tych dwóch punktów czasowych, co technicznie nazywane jest miarą intensywności sygnału, a nie miarą amplitudy sygnału.
    12. Wykonaj modelowanie PK zgodnie z krokami 4.3.13–4.3.20.
      UWAGA: Następujące kroki analizują obrazy DCE OA uzyskane za pomocą instrumentu inVision OAI. Inne instrumenty OAI mogą generować obrazy w innym formacie danych. Poniższe kroki można nadal przekonywać do analizy obrazów DCE OA przy użyciu innych instrumentów OAI, jeśli format danych z innych instrumentów można przenieść do MatLab, a format danych zostanie dostosowany do przykładowych plików danych dostarczonych w oprogramowaniu.
    13. Pobierz oprogramowanie.
      1. Aby uzyskać wielofalowe DCE OAI, pobierz OE-DCE_MSOT_Matlab z repozytorium CAMEL-MartyPagel na Githubie lub https://github.com/CAMEL-MartyPagel/OE-DCE_MSOT_Matlab.
      2. Aby uzyskać DCE OAI o jednofalowej długości fali, pobierz DCE-MSOT_SingleWavelength_Matlab z repozytorium CAMEL-MartyPagel na Githubie lub https://github.com/CAMEL-MartyPagel/DCE_MSOT_SingleWavelength_Matlab.
      3. Rozpakuj skompresowany plik. Otwórz plik SOP w folderze doc i postępuj zgodnie ze standardową procedurą instalacji i korzystania z oprogramowania.
    14. Zorganizuj komponenty oprogramowania w różnych folderach. Przechowywać następujące pliki oprogramowania w jednym folderze:
      Kod główny: run_MSOT_nonneg.m
      Podkody: run_DCE_MSOT_MSP.m ; run_OE_MSOT_AK_nonneg.m
      Inne kody: Negative_pixel_count.m ; Voxel_count.m ; ROI_modification.m
      Teczka zatytułowana: com.itheramedical.msotlib_beta_rev723_20221128_M2022b
      Dane eksportowane z ViewMSOT po rekonstrukcji i rozłączaniu widm.
    15. Uruchom program w MatLab.
      1. Kliknij dwa razy na run_MSOT_nonneg.m, aby rozpocząć program w Matlabie. Kliknij przycisk "Uruchom" u góry okna Matlab. Kod może zgłaszać błąd, że run_OE_MSOT_AK_nonneg nie znajduje się w aktualnym folderze ani na ścieżce MATLAB.
      2. Aby naprawić ten błąd, wpisz addpath, a następnie umieść lokalizację pliku w cudzysłowie (np. addpath 'C:\Users\yourname\Documents\Non negative analysis') przed uruchomieniem kodu.
    16. Wybierz typ analizy: Wprowadź N dla analizy OE i Y dla analizy DCE.
      UWAGA: Program jest zdolny do analizy obrazów OA wzbogaconych tlenem (OE), które składają się z kombinacji map %sO 2 uzyskanych z 21% gazu oddechowegoO2 (powietrze medycznej jakości) lub 100% gazuO2 , który nie jest stosowany w badaniach OS-DCE OAI opisanych w tym protokole.
    17. Wybierz dane:
      1. Wybierz folder zawierający pliki DCE OAI. Wybierz główny folder skanowania, a nie podfolder MSP.
      2. Następnie zweryfikowaj nazwę skanu. Na koniec wybierz folder, aby zapisać przeanalizowane dane.
    18. Wpisz 3 dla liczby chromoforów. Chromofory to Hb,HbO2 oraz środek kontrastowy.
      UWAGA: Program został zaprojektowany tak, aby umożliwić analizę DCE OAI wielu chromoforów, które są współwstrzykiwane do modelu myszy, jeśli jest to konieczne. Jednak protokół DCE OAI w tym protokole wykorzystuje tylko jeden chromofor.
    19. Określ zwroty z inwestycji zgodnie z krokami 4.3.19.1–4.3.19.4.
      1. Rysuj zwrot z inwestycji (ROI) naczyń, które będzie pełnić funkcję wejścia tętnicowego do analizy: pojawi się obraz w skali szarości z badania. Ręcznie prześledz zwrot z inwestycji (ROI), który reprezentuje naczynie krwionośne.
        UWAGA: Powiększ zdjęcie, klikając na lupę z plusem tuż nad prawym górnym rogiem obrazu. Kliknij ponownie na lupę, aby wrócić do trybu i narysować zwrot z inwestycji. Żyła dolna w pobliżu kręgosłupa często można zidentyfikować i użyć jako AIF.
      2. Określ zwrot z inwestycji guza: pojawi się obraz w skali szarości z tego badania. Zlokalizuj zwrot z inwestycji (ROI), który obejmuje cały guz, jego krawędź lub rdzeń guza. Aby przeanalizować więcej niż jeden ROI, powtórz całą procedurę modelowania PK (Krok 4.3.12) dla dodatkowego ROI.
      3. Rysuj zwrot z inwestycji w obszarze mięśni: Nie używaj tego zwrotu w obliczeniach DCE OAI. Wykorzystaj zwrot z inwestycji mięśnia do analizy DCE OAI z wykorzystaniem Linear Reference Region Model, który nie jest używany w tym raporcie. Ten krok musi być nadal wykonany, aby program mógł być kontynuowany.
      4. Sprawdź, czy uzyskano prawidłowy zwrot z inwestycji. Modelowanie krzywej PK zostanie rozpoczęte.
    20. Wizualizuj analizowane wyniki DCE OAI.
      1. Aby załadować przeanalizowane dane DCE, przejdź do paska przeglądarki i wybierz DCE_MSOT_MSP.
      2. W oknie poleceń wpisz "wyczyść wszystko".
        UWAGA: Obecna zakładka folderu jest teraz wypełniona przeanalizowanymi danymi DCE OAI, które obejmują:
        Average_signal_Wavelength_ICG.mat: Kliknij dwukrotnie, aby zobaczyć zgromadzone wartości NKtrans i kep dla ROI guza. Parametry kinetyczne są tabelowane na trzy sposoby:
        NK trans_avg: ŚredniaNK trans obliczana dla każdego piksela.
        NK trans _avg_signal: Pojedyncza wartośćNK trans obliczana po uśrednieniu sygnałów dla całego guza
        NK trans _nz: NK trans_avg obliczany wyłącznie na podstawie niezerowych wartości pikseli.
        Podobnie można wyświetlić wartościk ep .
        NKtrans.fig: Wyświetla mapęNK trans _avg nałożoną na obraz w odcieniach szarości.
        kep.fig: Wyświetla mapę kep_avg nałożoną na obraz w odcieniach szarości.
        Maps_Wavelength_ICG.mat: To musi być załadowane, aby zwizualizować inne mapyNK trans lubk ep . Po załadowaniu tej macierzy użyj "kodu nakładania" (dołączonego osobno), aby wyświetlić pożądany parametr.
        Muscle_Average_signal_Wavelength_ICG.mat i Muscle_Maps_Wavelength_ICG.mat: Parametry wyświetlania zwrotu z inwestycji mięśni.
        Znormalizowany sygnał dla ICG.fig: Oznacza średni sygnał ICG w czasie w trzech ROI, znormalizowany do sygnału maksymalnego.
        Sygnał dla ICG.fig: Oznacza średni sygnał ICG w czasie w trzech ROI.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Sygnał OAI może generować mapy nasycenia tlenem w guzach i ranach
Po pozyskaniu i rekonstrukcji wielospektralnych zbiorów danych OAI można zdefiniować obszary zainteresowania (ROI) wewnątrz guzów lub łóżek ran, aby ilościowo określić natężenie sygnału na różnych długościach fal. Następnie stosuje się algorytmy rozmieszania spektralnego, aby oddzielić wkład oksyhemoglobiny (HbO2) i deoksyhemoglobiny (Hb) od złożonego sygnału optoakustycznego. To przetwarzanie umożliwia generowanie ilościow...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Krzywe DCE OAI PK mogą być wpływane przez różne artefakty, które obniżają wiarygodność analizy PK. Częstą pułapką jest obecność powierzchownych ran, strupów lub zaschniętej krwi w polu obrazowym, które mogą wprowadzać silne, niespecyficzne wchłanianie na powierzchni skóry i zaciemniać głębsze sygnały (Rysunek 8). Podczas rysowania zwrotów z inwestycji wewnątrz guza należy zachować ostrożność, aby nie uwzględniać tych struktur powierzchniowych, aby wyodrębnione krzywe odzwierciedlały dynamikę...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają konfliktów interesów w odniesieniu do tej pracy.

Podziękowania

Autorzy chcieliby podziękować dr Nealowi Burtonowi z iThera Medical, GmbH za konsultacje. Prace te zostały sfinansowane z grantu UW-Madison Radiology NRSA (2T32CA009206-46), pilotażowego grantu ITPT Radiological Sciences Trainee, programu Clinical and Translational Science Award (CTSA), National Center for Advancing Translational Sciences (NCATS), grantu UL1TR002373 i TL1TR002375, NIH R43 CA265603, NIH R01 EB034261, NIH R21 EB037731 oraz nagrody Falk Catalyst od Falk Medical Research Trust.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Wskazówka 20 GExel INT26417Igła hipodermiczna; 20G x 1", używane do przygotowywania roztworów heparyny
Komórki 4T1ATCCCRL-2539Linia komórkowa raka piersi z potrójnym ujemnym wynikiem
Anti-Anti (100x)Gibco15240-062Koktajl antybiotyków
Cios biopsjiIntegra  33-366 mm jednorazowy cios do biopsji  
Woda jakości do hodowli komórkowychCorning25-055-CV500 mL; przetestowany na USP sterile sater pod kątem specyfikacji inakcji  
Roztwór matrycy kolagenowejCorning354262Matryca kolagenowa do fomacji i zastrzyków nowotworowych
EtanolLaboratorium Deacona2701Środek odkażający ogólnego przeznaczenia
Lubrykant do oczu Optixcare 50-218-844220 g/0,70 uncji; wyłącznie do użytku zwierzęcego 
Gaza Fisherbrand22-415-468Bawełniana gazia; 3" x 3" (7,6 x 7,6 cm); 12-warstwowy
RękawiceVWR76457-130Rękawice do badania nitrylowego
HeparynaMeithealNDC71288-402-1010 000 jednostek USP na 10 mL, 1000 jednostek USP na mL; 10 ml fiolki wielodawkowej
Indocyanina zielonaTCII0535Optoakustyczny Środek Kontrastowy
IzofluranIzospire17033-091-25Niepalny, niewybuchowy środek wdychawczy stosowany u koni i psów; 250 mL 
Film laboratoryjnyParafilm  PM-9922" x 250'; Rdzeń o średnicy 1"
Nair body bream Preparat do usuwania włosów  NairLL4038Krem depiliacyjny; Bogate masło kakaowe & witamina E
Needle TerumoNN2732R27G x 1 1/4" (6,40 mm x 32 mm); R.W. Reg. Bevel 
Optoakustyczna Maszyna ObrazowaniaiTheraMedical MSOT inVision 512Skaner optoakustyczny
PBS, 1xCorning  21-040-CV500 mL; Sól fizjologiczna z buforem fosforanowym bez wapnia i magnezu  
RPMICorning  10-040-CVPodłoże hodowli komórkowych
Sól fizjologicznaHospiraNDC0409-4888-0210 ml pojedynczej dawki; Zastrzyk chlorku sodu 0,9%, USP
StoperiTheraMedical 4135333Używano do zapisywania minut i sekund &
StrzykawkiKardynał Zdrowia11881280121 mL strzykawki insulinowej; Tylko insulina U-100; 27G x 1/2" (0,35 x 12,7 mm)
Przezroczyste opatrunki ranoweTegaderm1624Wprzezroczysty styl ramki z dekoracją filmową; 2 3/8" x 2 3/4" (6 cm x 7 cm)
PęsetaTermo Electron 7626Używany do cofania skóry podczas wstrzykiwania komórek myszom
Żel ultradźwiękowyEcoVue28332 g opakowania, bez glikolu prpylenowego, rozpuszczalny w wodzie, bez parabenów i barwników
Niebarwione szwyEthiconVR493cięcie 18"; P-3 3/8 13 mm; niebarwiony i pleciony, syntetyczny szw chłonny, bez USP
Podkład grzewczyRepti Therm UTH120VAC 60Hz 8W Używana do ogrzewania zwierząt pod znieczuleniem;  
Czy szynyGrace Bio-Labs476684Przezroczysty silikon, 14 mm średnicy x 10 mm o grubości 0,5 mm z szwami i niebsp;
Klipsy na ranyReflex 7203-1000System zamykania skóry refleks, 7 mm, nierdzewna stee

Bibliografia

  1. Wang, L. V., Hu, S. Photoacoustic tomography: In vivo imaging from organelles to organs. Science. 335 (6075), 1458-1462 (2012).
  2. Ntziachristos, V., Razansky, D. Molecular imaging by means of multispectral optoacoustic tomography (MSOT). Chem Rev. 110 (5), 2783-2794 (2010).
  3. Sourbron, S. P., Buckley, D. L. Classic models for dynamic contrast-enhanced MRI. NMR Biomed. 26 (8), 1004-1027 (2013).
  4. Hupple, C. W., et al. A light-fluence-independent method for the quantitative analysis of dynamic contrast-enhanced multispectral optoacoustic tomography (DCE MSOT). Photoacoustics. 10, 54-64 (2018).
  5. Xiao, T. G., et al. Applying dynamic contrast-enhanced MSOT imaging to intratumoral pharmacokinetic modeling. Photoacoustics. 11, 28-35 (2018).
  6. Han, Z., et al. Dynamic 2-deoxy-D-glucose-enhanced multispectral optoacoustic tomography for assessing metabolism and vascular hemodynamics of breast cancer. Photoacoustics. 32, 100531(2023).
  7. Pickles, M. D., Manton, D. J., Lowry, M., Turnbull, L. W. Prognostic value of pre-treatment DCE-MRI parameters in predicting disease-free and overall survival for breast cancer patients undergoing neoadjuvant therapy. Eur J Radiol. 71 (3), 498-505 (2009).
  8. Goel, S., et al. Evaluations of radiotherapy in small animal models of pancreatic cancer with oxygen-enhanced–dynamic contrast-enhanced multispectral optoacoustic tomography (OE-DCE MSOT). Photons Plus Ultrasound: Imaging and Sensing 2023, 12379, (2023).
  9. Yang, E., et al. Evaluations of a cutaneous wound healing model using oxygen-enhanced dynamic contrast-enhanced photoacoustic imaging (OE-DCE PAI). Mol Imaging Biol. 26 (6), 995-1004 (2024).
  10. Longo, D. L., et al. Water-soluble melanin derivatives for dynamic contrast-enhanced photoacoustic imaging of tumor vasculature and response to antiangiogenic therapy. Adv Healthcare Mater. 6 (1), 1600550(2017).
  11. Ermolayev, V., Dean-Ben, X. L., Mandal, S., Ntziachristos, V., Razansky, D. Simultaneous visualization of tumour oxygenation, neovascularization and contrast agent perfusion by real-time three-dimensional optoacoustic tomography. Molec Imaging. 26, 1843-1851 (2016).
  12. Chen, Z., et al. Concurrent fluorescence and volumetric optoacoustic tomography of nanoagent perfusion and bio-distribution in solid tumors. Biomed Opt Express. 10 (10), 5093-5102 (2019).
  13. Taruttis, A., Morscher, S., Burton, N. C., Razansky, D., Ntziachristos, V. Fast multispectral optoacoustic tomography (MSOT) for dynamic imaging of pharmacokinetics and biodistribution in multiple organs. PLoS One. 7 (1), e30491(2012).
  14. Tomaszewski, M. R., Gehrung, M., Joseph, J., Quiros-Gonzalez, I., Disselhorst, J. A., et al. Oxygen-enhanced and dynamic contrast-enhanced optoacoustic tomography provide surrogate biomarkers of tumor vascular function, hypoxia, and necrosis. Cancer Res. 78 (20), 5980-5991 (2018).
  15. Choi, W., Park, B., Choi, S., Oh, D., Kim, J., et al. Recent advances in contrast-enhanced photoacoustic imaging: and practical challenges. Chem Rev. 123 (11), 7379-7419 (2023).
  16. Weber, J., Beard, P. C., Bohndiek, S. E. Contrast agents for molecular photoacoustic imaging. Nat Methods. 13 (8), 639-650 (2016).
  17. Fu, Q. R., Zhu, R., Song, J. B., Yang, H. H., Chen, X. Y. Photoacoustic imaging: Contrast agents and their biomedical applications. Adv Materials. 31 (6), 1805875(2019).
  18. Nair, A. B., Jacob, S. A simple practice guide for dose conversion between animals and human. J Basic Clin Pharm. 7 (2), 27-31 (2016).
  19. Alander, J. T., et al. A review of indocyanine green fluorescent imaging in surgery. Int J Biomed Imaging. 2012, 940585(2012).
  20. Xia, J., Chen, W. Y., Maslov, K., Anastasio, M. A., Wang, L. H. V. Retrospective respiration-gated whole-body photoacoustic computed tomography of mice. J Biomed Opt. 19 (1), 016003(2014).
  21. Liu, S., Wang, T., Zheng, X., Zhu, Y., Tian, C. On the imaging depth limit of photoacoustic tomography in the visible and first near-infrared windows. Optics Express. 32 (1), 5460-5480 (2024).
  22. Oraevsky, A., Clingman, B., Zalev, J., Stavros, A., Yang, W., et al. Clinical optoacoustic imaging combined with ultrasound for coregistered functional and anatomical mapping of breast tumors. Photoacoustics. 12, 30-45 (2018).
  23. Cox, B., Laufer, J. G., Arridge, S. R., Beard, P. C. Quantitative spectroscopic photoacoustic imaging: a review. J Biomed Opt. 17 (6), 061202(2012).
  24. Khodaverdi, A., et al. Two photoacoustic spectral coloring compensation techniques adapted to the context of human in-vivo oxygenation measurements. Biomed Optics Express. 16 (6), 2217-2231 (2025).
  25. Reinhart, M. B., Huntington, C. R., Blair, L. J., Heniford, B. T., Augenstein, V. A. Indocyanine green: Historical context, current applications, and future considerations. Surg Innov. 23 (2), 166-175 (2016).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Obrazowanie optoakustyczneocena utlenowaniadynamiczne obrazowanie kontrastowemodele raka piersisaturacja krwi tlenemziele indocyjaninowaobrazowanie wielospektralne
Oceny tlenowania i perfuzji naczyniowej w przedklinicznych modelach nowotworów i gojenia ran z wykorzystaniem OS-DCE OAI
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.