Method Article

Wspomagany robotycznie ramieniem powolne wprowadzanie elektrod i jednoczesne pomiary mikrofoniki ślimakowej podczas implantacji ślimakowej

DOI:

10.3791/70720

⸱

June 23rd, 2026

 ,  ,  , 
1ENT Department of the University Clinic Bochum, St. Elisabeth Hospital, 2Med-El GmbH

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W implantacji przesączania ślimakowego wolne włożenie elektrod wykazało się poprawą słuchu i zachowaniem integralności strukturalnej. W tym artykule przedstawiono technikę powolnego włożenia elektrod implantu ślimakowego (CI) przy użyciu ramienia robota, połączoną z rejestracją mikrofoniki ślimakowej, jako możliwą natychmiastową obiektywną miarę zachowania struktury.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Potencjały mikrofoniczne ślimakowe (CMP) są elektryczną odpowiedzią przede wszystkim zewnętrznych, a w mniejszym stopniu wewnętrznych komórek rzęskowych na sygnały akustyczne. Mogą być stosowane do monitorowania słuchu i zachowania struktury podczas implantacji ślimakowej. Wśród innych środków ostrożności, powolne i stałe wkładanie elektrod okazało się korzystne pod tym względem. W tym artykule autorzy przedstawiają połączenie robotycznie wspomaganej implantacji i obserwacji CMP. CMP są rejestrowane przez elektrodę końcową implantu ślimakowego przed i po otwarciu okna okrągłego, podczas wkładania i na końcowej pozycji elektrody. Jako bodźce stosowane są czyste tony akustyczne o częstotliwościach określonych przez stan słuchu pacjenta. Aby ustawić trajektorię wkładania elektrod, używana jest manipulatorka o 5 stopniach swobody (2 rotacyjne, 3 translacyjne). Wkładanie elektrod odbywa się za pomocą liniowego siłownika sterowanego przez chirurga. Dodatkowo, wejście elektrod może być ręcznie kierowane, a trajektoria odpowiednio dostosowywana na podstawie obserwacji CMP. Dotychczasowe doświadczenia wskazują, że kierowanie przez człowieka robotycznym wkładaniem elektrody CI, połączone z jednoczesnym pomiarem CMP, jest wykonalne i wydaje się być obiecującą strategią poprawy zachowania struktury ślimakowej.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mikrofon to przetwornik, który zamienia dźwięk na sygnał elektryczny. W zdrowym ślimaku stymulacja akustyczna powoduje mechaniczne wibracje błony bazalnej i narządu Cortiego. Powoduje to ruch rzęsek komórek włosowych wewnętrznych i zewnętrznych, te ostatnie względem błony rzepowej, prowadząc do otwarcia kanałów potasowych i wymiany jonów między endolimfą a płynem wewnątrzkomórkowym komórek włosowych. Połączona aktywność wszystkich komórek włosowych powoduje zmiany potencjałów w endolimfie i perylimfie, które bardzo przypominają sygnał stymulacji akustycznej. W związku z tym potencjały te nazywa się potencjałami mikrocowymi ślimakowymi (CMP)1. Badacze wykazali, że CMP są generowane przez komórki włosowe i są przemianą prądu przemiennego na dźwięk, przy czym miejscem ich powstania jest granica między narządem Cortiego a przestrzenią endolimfatyczną, blaszką siatkowatą2. Jako częstotliwość podążająca za reakcją komórek włosowych, amplituda CMP gwałtownie spada na miejscach ślimakowych apokalnych do charakterystycznej częstotliwości3.

Oprócz tych potencjałów, potencjały czynnościowe złożone (CAP) generowane przez komórki zwojów ślimakowych i nerw słuchowy, potencjały sumaryczne (SP) i neurofoniki nerwu słuchowego (ANN) mogą być rejestrowane1,4. Te jednak mają niewiele znaczenia dla natychmiastowej oceny struktury i zachowania słuchu podczas operacji. W środowisku klinicznym elektrokokleograffia (ECochG), graficzne rejestrowanie tych potencjałów, jest szeroko stosowaną procedurą do oceny stanu ucha wewnętrznego i diagnozowania różnych stanów, np. neuropatii słuchowej, wodobrzusza endolimfatycznego5,6,7. Diagnostyka ECochG jest przeprowadzana za pomocą igły przezbłonowej, której końcówka umieszczana jest na wypukłości w pobliżu okna okrągłego (RW)5. W tym celu CMP są obliczane poprzez wzięcie różnicy dwóch odpowiedzi na przemienne bodźce akustyczne8.

Otwarcie ślimaka tylko w celach diagnostycznych nie jest rozważane ze względu na ryzyko utraty słuchu. Jednakże w implantacji ślimakowej, rejestracji doślimakowych można dokonać, jeśli CI jest technicznie zdolny do wykonania takich pomiarów9,10,11,12. Rejestrowanie doślimakowe uważa się za bardziej wrażliwe, ponieważ elektroda rejestrująca może być doprowadzona bliżej obszaru generowanego. Zachowanie słuchu akustycznego i struktury poprawia rozpoznawanie mowy w hałasie i w ciszy, percepcję muzyki i orientację przestrzenną13,14,15,16. Dlatego teraz ECochG jest stosowany jako narzędzie monitorujące funkcjonowanie ślimaka podczas wstawiania elektrod17 i szczególnie CMP mogą okazać się predykcyjne dla zachowania słuchu i struktury pooperacyjnej. Ponadto wielu pacjentów staje się ostrożnych i obawia się utraty pozostałego słuchu18.

Powolne wstawianie elektrod okazało się korzystne nie tylko dla zachowania słuchu podczas implantacji ślimakowej, ale także dla zachowania funkcji przedsionkowych19,20. Zgodnie z tymi ustaleniami, powolne i stałe robotyczne wstawianie elektrod ma poprawić zachowanie słuchu21,22. Jedno badanie21 obliczało prędkość wstawiania poprzez analizę nagrań wideo; prędkość ręcznego wstawiania wynosiła 2,48 ± 0,52 mm/s. Nowy system wstawiania robotycznego (OTOARM/OTODRIVE, Cascination/Med-El) oferuje stałą prędkość do 0,1 mm/s, więc wstawianie zajmuje około 5 minut dla konwencjonalnych długości elektrod. Pierwsze ilościowe in vitro wyniki z tym systemem dostarczają dowodów na bardziej jednolite tempo wstawiania w porównaniu z technikami wstawiania manualnego. Ponadto stosowanie wstawiania robotycznego może znacznie zmniejszyć czynniki związane z urazami doślimakowymi23. Zgodnie z naszą wiedzą, jest to pierwszy przypadek, gdy zarówno robotycznie wspomagane wstawianie elektrod, jak i rejestrowanie CMP są stosowane w połączeniu. Techniki i procedury chirurgiczne zostały specjalnie dostosowane do tej skoordynowanej aplikacji.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury były przeprowadzane zgodnie z Deklaracją Helsińską i na podstawie zatwierdzonych protokołów instytucjonalnych (numer zgody komitetu etycznego RUB 23–7894) za pisemną, świadomą zgodą pacjenta.

1. Rejestracja pacjenta i zgoda świadoma

  1. Poinformuj pacjenta o dodatkowych pomiarach mikrofoniki ślimakowej (CMP) podczas operacji. Opisz wstawianie elektrod z użyciem robota i uzasadnij powolną, stałą prędkość wstawiania.
    UWAGA: Dzięki temu dodatkowemu ostrożności operacje często trwają 30 min dłużej. W przypadku awarii wstawiania za pomocą robota (np. zniszczenie lub zwiększone krwawienie), natychmiast przejdź do manualnego wstawiania i ukończ operację.
  2. Sprawdź błonę bębenkową i usuń wosk uszny, aby nie utrudniał pomiaru CMP.

2. Przygotowanie operacji

  1. Pozycjonuj głowę pacjenta w pozycji leżącej na plecach, obróconej kontralateralnie.
    UWAGA: Podczas golenia włosów upewnij się, że zewnętrzna cewka nadawcza układu CI będzie pewnie zamontowana przez kilka minut, więc usuń więcej włosów niż w innych procedurach.
  2. Podaj retroauralnie i w miejscu implantu 10–15 mL miejscowego znieczulenia z adrenaliną (1 % Prilocainhydrochlorid).
  3. Włóż gąbkę stymulującą do słuchawki (Tabela materiałów) mocno. Następnie przymocuj zgięty płat ucha z przodu, razem z zatyczką do ucha.
    UWAGA: Włóż końcówkę do ucha niezbyt głęboko i zamocuj jej bawełnianym tamponem, aby przewód doprowadzający dźwięk wychodził pionowo i nie zaciskał się ani nie odsuwał.
  4. Zamontuj dwukanałowy system monitorowania twarzy.
  5. Zamontuj ramię robota nad głową pacjenta po stronie przeciwnej, najlepiej z wykorzystaniem stabilnego przedłużacza szyny (Tabela materiałów).
    UWAGA: Montując ciało robota, upewnij się, że nie tylko górna szyna, ale także dolne dwa zęby na jego interfejsie szynowym z tyłu skrzynki mają mocne uchwyty wokół przedłużacza szyny stołu od góry i od dołu. Sprawdź ponownie.
  6. Wyreguluj ustawkę systemu robotycznego.
    UWAGA: Pozycja bardziej tylna w kierunku podłużnym i dolna w kierunku pionowym (oś Y) okazała się korzystna w naszym przypadku, ponieważ zapewniła dodatkową prędkość pozycjonowania do przodu i w górę, jeśli była to konieczne (Rysunek 1). Podczas ustawiania ustawki należy wziąć pod uwagę potencjalny kierunek robotycznej kleszczy, jak jest to konieczne do wstawienia. W początkowej pozycji spoczynkowej ramienia po stronie przeciwnej, końcówka musi w sposób nieintuicyjny wskazywać w kierunku od pacjenta (Rysunek 2). Kiedy ramię jest ponownie ustawione do wstawienia, jego końcówka automatycznie wskazuje w kierunku operowanego ucha.
  7. Prześciel ucho najpierw za pomocą sterylnej folii op-site. Następnie, prześciel jak zwykle na operację ucha. Zakończ prześcieleniem ramienia robota za pomocą dostarczonej maseczki.
  8. Skoordynuj kroki operacji z anestezjologiem, zespołem audiologicznym i zespołem wspierającym.
  9. Podczas operacji podaj dożylnie antybiotyk (Cefuroxim 1,5 g), zwykle na pół godziny przed operacją.
  10. Na początku operacji, jeśli nie ma przeciwwskazań do glikokortykosteroidów, można podać 250 mg dożylnie Solu Decortin.

3. Nacięcie i podwójne klapy

  1. Użyj wycięcia w kształcie leniu S-owanego w linii włosów. Przygotuj warstwy skóry i podskórne.
  2. Przeciąć tkanki pod nim, w tym mięśnie i warstwę powięzi, i uformuj klape opartą na górę. Ujawnij poniżej planum mastoideum, przednio planum mastoideum, ścianę zewnętrzną przedniej części kanału słuchowego i powyżej jedną górną i linię skroniową.

4. Mastoidektomia i tylna tympanotomia

  1. Przeprowadź typową mastoidektomię, pozostawiając cienką warstwę kostną nad oponą twardą środkowej czaszki i żyłą kątniczo-krzyżową. Ujawnij krótki wyrostek kości młoteczkowatej w komorze nadkątowej.
    UWAGA: Podczas mastoidektomii konieczne jest, aby krawędzie były odwrócone, “przesadzone”, aby uzyskać bezpieczną długość kabla elektrody wewnątrz utworzonej jaskini. Aby wyrównać kabel, bardziej przyśrodkowa płaszczyzna (przestrzeń ucha środkowego, zatoka skroniowa i końcówka mastoidyczna) jest opcjonalna. Pozycja kabla jest ważna, ponieważ najlepiej, aby był on przemieszczany jak najmniej po włożeniu, aby uniknąć kompromisu w zakresie zachowania strukturalnego lub resztkowego słuchu.
  2. Przeprowadź szeroką tylną tympanotomię:
    1. Ujawnij nerw twarzowy z trzech stron (z ty

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Kryteria oceny ślimaka
Do tej pory ponad 50 pacjentów zostało ocenionych przy użyciu tych specyficznych metod. Rysunek 1 przedstawia przygotowanie mechanicznego ramienia do operacji, zgodnie z protokołem 2. Jak pokazano powyżej, niniejsze badanie zmodyfikowało technikę chirurgiczną implantacji ślimaka, aby dostosować ją do wymaganych pomiarów i narzędzi robotycznych. Rysunek 3 przedstawia szeroką tylną tympanotomnię z kleszczami, a Rysunek 4 - przygotowanie ucha środkowego przez tylną tympanotomnię z dużym oknem okrągłym. Rysunek 5 przedstawia pomiar impedancji styku elektrodowego z elektrodą CI umieszczoną w kleszczach, otwartą błoną okna okrągłego i końcówką elektrod, umieszczoną na samym wejściu do ślimaka przy oknie okrągłym. Elektryczna impedancja styku nr 1 wynosi poniżej 5 kΩ. Styk nr 6 wykazuje impedancję około 10 kΩ, prawdopodobnie z powodu kontaktu z wypustką twarzowa, co nie jest istotne ani szkodliwe dla zapisów CMP z elektrod nr 1. Rysunek 6 przedstawia zapisy CMP o znacznych amplitudach powyżej 60 µV z wejścia do ślimaka z otwartym oknem okrągłym i częstotliwością stymulacji 250 Hz. Te zapisy były kontynuowane podczas wstawiania elektrody przez robota. Rysunek 7 przedstawia pomiary podczas wstawiania, w tym rozwój amplitud CMP w czasie. Elektroda CI (FLEXSoft w tym przypadku) jest przedstawiona w prawie końcowej, całkowicie włożonej pozycji. Podczas wstawiania przez robota można dokonywać małych manualnych korekt wejścia elektrody do ślimaka, np. kąt wstawiania lub punkt wejścia. Można sterować wstawianiem, trzymanie lub cofaniem bezpośrednio za pomocą pedału. Prędkość wstawiania musi być ustalona w oprogramowaniu sterującym OTODRIVE i można ją modyfikować podczas wstawiania. Jednak jest to możliwe tylko wtedy, gdy OTODRIVE utrzymuje pozycję, czyli oba pedały są zwolnione. Rysunki 8 i 9 przedstawiają zapisy CMP i dobre zachowanie słuchu rok po operacji.

figure-results-1
Rysunek 1: Ustawienia i wstępne dopasowanie wskaźnika OTOARM przed zasłonięciem i umieszczeniem ramienia w pozycji spoczynkowej. Wskaźnik zapewnia 5 mechanicznych stopni swobody (2 obrotowe, 3 przesuwne) do ustawienia trajektorii wstawiania. Bardziej tylne położenie wzdłużne i bardziej dolne pionowe (oś Y) zapewnia dodatkową szerokość i pionowość, jeśli będzie to potrzebne później. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-2
Rysunek 2: System robotyczny zasłonięty i w pozycji spoczynkowej. Kleszcze nie są jeszcze zamontowane na końcówce dłoni. W pozycji spoczynkowej końcówka wskazuje w stronę od pacjenta. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-3
Rysunek 3: Szeroka tylna tympanotomnia z przygotowanym nerwem twarzowym, pozostawionym z chroniącą skorupą kostną. W górnej lewej części widoczny jest fragment przewodu elektrodowego CI. Bezpośrednio poniżej znajduje się krótki proces rzekomej kości uciążliwej i podpora. Jest to górny pionowy limit tylnej tympanotomii. Kleszcze OTODRIVE są widoczne (nieostro) w centrum pierwszego planu, o tej porze jeszcze bez zamontowanej elektrod CI. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-4
Rysunek 4: Przygotowanie ucha środkowego przez tylną tympanotomnię z dużym oknem okrągłym. Poprzez dużą tylną tympanotomnię koścista warga nad błoną okna okrągłego została usunięta wraz z fałszywą błoną okna okrągłego. Zauważ wystający mięsień stawowy na poziomie piramidy, co czasem jest konieczne, aby osiągnąć takie rozszerzone wywiercenie na miejscu okna okrągłego.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dla pomiarów CM, sygnał stymulacji akustycznej i okno czasowe rejestracji CI’s są zsynchronizowane za pomocą sygnału wyzwalacza24. Zarówno interfejs MAXbox, jak i generator sygnału Dataman są podłączone do komputera kontrolnego przez USB i sterowane przez oprogramowanie przeznaczone wyłącznie do badań (patrz Tabela Materiałów). W przypadku nagrań CMP, w niniejszym badaniu wykorzystywany jest pierwszy (końcówka, dystalny) kontakt elektrod implantu ślimakowego, nr 1, chyba że konkretne wymagania nakazują inaczej25. Wszystkie implanty w naszych przypadkach były Synchrony 2 firmy Med-El z różnymi bocznymi tablicami elektrod: Standard, FLEXSoft, FLEX28, FLEX26 i FLEX24. W tych przypadkach celem było optymalne pokrycie ślimakowe na podstawie estymacji długości przewodu ślimakowego (CDL) według OTOPLAN i indywidualnej historii utraty słuchu pacjenta26. W przypadku stymulacji elektryczno-akustycznej (EAS) wybór elektrod zależy od dostępnego resztkowego zakresu częstotliwości akustycznych i musi być starannie rozważony przez chirurga i audiologa klinicznego27.

Dla częstotliwości stymulu, wybierz tę z najlepszym resztkowym słuchem na podstawie przedoperacyjnych progów audiogramu tonalnego. W większości przypadków będzie to 250 Hz lub 500 Hz. Możliwe jest 125 Hz; jednak wymaga to dłuższego czasu rejestracji. Jeśli nie jest jasne, użyj 500 Hz. Poziom stymulu powinien być ustawiony na 30 dB powyżej przedoperacyjnego progu tonalnego na ustalonej częstotliwości, z minimum 80 dB HL. Stymulem jest czysty ton impulsowy o domyślnej długości 8 ms.

Robotyczny system OTOARM/OTODRIVE składa się z elastycznego mechanicznego ramienia, elektromagnetycznego aktuatora z kleszczami zamontowanymi na końcu pręta magnetycznego (końcówka rękojeści) oraz alineatora do ustawienia trajektorii wstawiania elektrod28. Kleszcze mogą być przemieszczane w przód i w tył na końcówce rękojeści za pomocą pedału nożnego w zakresie 40 mm. Prędkość można ustawić od 1,0 mm/s do 0,1 mm/s, w krokach po 0,1 mm/s, i można ją modyfikować w dowolnym momencie podczas wstawiania. Prędkość jest ustawiana przez chirurga i wprowadzana ręcznie w oprogramowaniu sterującym OTOARM (Oto 1.0). Na ten krok potrzebna jest osoba wspierająca inna niż chirurg, a także aby zmienić prędkość wstawiania, jeśli to konieczne. Aby szybciej ustawić trajektorię i zdefiniować punkt wejścia do ślimaka, ustaw to na 1,0 mm/s. Dla wstawiania elektrod przeznaczonego do zachowania resztkowego słuchu, ustaw to na 0,1 mm/s. Dla częstszego wstawiania, w przypadkach gusher lub gdy kąt wstawiania jest trudny, ustaw to na 0,3 mm/s lub 0,5 mm/s.

Trajektoria kleszczy jest ustawiana za pomocą alineatora, który ma 5 stopni swobody (3 przesuwowe, 2 obrotowe), a chirurg ręcznie ją ustawia. Pre-ustaw alineator na pozycji tylnej w odniesieniu do przesuwu osowego przód/tył, pozwalając na przesuw w przód. Pre-ustaw alineator na pozycji dolnej w odniesieniu do przesuwu osowego w górę/w dół, pozwalając na pewien przesuw w górę. System robotyczny ma tendencję do opuszczania po zwolnieniu przycisku, co można zrekompensować pewnym przesuwe w górę.

W zależności od stołu operacyjnego, prowadnica przedłużająca może być pomocna do zamontowania ramienia nad głową pacjenta (patrz Tabela materiałów). Jak wskazuje literatura, CMP nie zawsze korelują z wynikami przedoperacyjnej audiometrii tonalnej. W związku z tym, odpowiedzi CMP nie zawsze mogą być wykryte podczas pomiarów in traoperacyjnych. W szczególności, pacjenci o słabym resztkowym słuchu, np. z progiem wyższym niż 80 dB HL, rzadko wykazują odpowiedzi CMP. Konieczną warunkiem do rejestracji CMP jest niezawodna stymulacja akustyczna. Właściwe umieszczenie gąbki w końcówce usznej jest kluczowe, a zginania przewodu dostarczającego dźwięk muszą być ściśle uniknięte.

Jeśli podczas wstawiania elektrody sygnał CMP nagle spadnie, rozważ zatrzymanie lub cofnięcie, opcjonalnie z zwiększoną prędkością29, o około 3 kontakty elektrod. Idealnie, sygnał odzyska się. Jeśli sygnał CMP spadnie umiarkowanie, możesz kontynuować, być może manualnie kierując dokładnym kątem elektrod i punktem wejścia przez RW. Zmiany w amplitudach CMP mogą być spowodowane zmianami w bliskiej odległości elektrody rejestrującej od obszaru generowalnego w ślimaku. Może wystąpić duże wahania sygnału podczas pomiaru30. Przy wstawianiu robotycznym ta zmiana ma tendencję do bycia mniejsza niż przy wstawianiu manualnym. Należy zachować ostrożność, aby pacjent nie poruszał się podczas rejestracji; głęboka anestezja jest wymagana podczas pomiaru i procedury wstawiania31.

Obecnie stosowane oprogramowanie do pomiarów CMP jest ograniczone do użytku badawczego tylko

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy deklarują, że zainicjowało oni kliniczne projekty badawcze, które są częściowo fundowane przez Med-El Germany. Pierwszy autor, IB, który jest chirurgiem w niniejszym badaniu, jest żonaty z ostatnim autorem, SB, który wykonał pomiary intraoperacyjne i sterował ramieniem robotycznym wspólnie z SH. Zarówno SH jak i SB są pracownikami Med-El Germany. Manuskrypt został przygotowany przez IB i SB z korektą dokonaną przez SD. Wersja ograniczona do użytku badawczego oprogramowania klinicznego do dopasowywania, przedstawiona tutaj, nie jest jeszcze zatwierdzona do użytku klinicznego, ani diagnostycznego ani terapeutycznego. Zastosowaliśmy to oprogramowanie wyłącznie w kontekście badawczym, aby zbadać wpływ różnych kroków chirurgicznych, takich jak otwarcie błony okna okrągłego, na CMP.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dziękujemy Joe Guerin za korektorat rękopisu.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
AWG Dataman 530 Type: 531Dataman, UKGenerator fali dźwiękowych
ComputerX13 Yoga,
Lenovo		Regularny nowoczesny notebook Intel lub AMD > 1,5 GHz, > 8 GB RAM, system MS Windows
Gazowe kuleNobamed877020Sterylne, 3 cm średnicy
Tablica elektrodMed-ElNp. Standard, FLEXSoft, FLEX28, FLEX26 i FLEX24
zewnętrzna cewka nadawczaMed-El
wkład słuchawkowyER-3C, Etymotic, USA)2-61000179Podłączony do rury dostarczającej dźwięk i końcówki piankowej
MaestroMed-ElOprogramowanie sterujące do dopasowywania CI, pomiar impedancji kontaktu elektrod, CAP itp.
Interfejs MAXboxMed-ElŁączy się z CI poprzez zewnętrzną cewkę nadawczą
Octeniderm farblosschülke118211Bezbarwny roztwór antyseptyczny do skóry 
wersja do badań (9.0)Med-ElSterowana przez wersję do badań (9.0) oprogramowania klinicznego do dopasowywania CI MAESTRO 9.0.3 (Med-El, Innsbruck, Austria)
Xylonest 1%aspenróżni dostawcyZnieczulenie miejscowe
Zasłony do OTOARM/OTODRIVEMed-El
OTOARM i narzędzie do wyrównaniaMed-ElMechaniczny element systemu
OTODRIVE z kleszczami i pedałemMed-ElAktywny element systemu
OprogramowanieMed-ElKontrola prędkości
Przekładka stołuMaquet, Getinge AB, Sztokholm, Szwecjaróżni dostawcy

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Pickles, J. An introduction to the physiology of hearing. , Emerald Publishing. Leeds, UK. (2014).
  2. Tasaki, I., Davis, H., Eldredge, D. H. Exploration of cochlear potentials in guinea pig with a microelectrode. Journal of the Acoustical Society of America. 26, 765-773 (1954).
  3. Honrubia, V., Ward, P. H. Longitudinal distribution of the cochlear microphonics inside the cochlear duct (guinea pig). Journal of the Acoustical Society of America. 44, 951-958 (1968).
  4. Forgues, M., et al. Distinguishing hair cells from neural potentials recorded at the round window. Journal of Neurophysiology. 111 (3), 580-593 (2014).
  5. Cumpson, E., Totten, D. J., Hohman, M. H. Electrocochleography. , StatPearls Publishing LLC. Treasure Island, USA. (2025).
  6. Gibson, W. P. The clinical uses of electrocochleography. Frontiers in Neuroscience. 11, 274(2017).
  7. De Siati, R. D., et al. Auditory neuropathy spectrum disorders: from diagnosis to treatment: literature review and case reports. Journal of Clinical Medicine. 9 (4), 1074(2020).
  8. Ruben, R. J., Bordley, J. E., Lieberman, A. T. Cochlear potentials in man. Laryngoscope. 71, 1141-1164 (1961).
  9. Adunka, O., Roush, P., Grose, J., Macpherson, C., Buchman, C. A. Monitoring of cochlear function during cochlear implantation. Laryngoscope. 116 (6), 1017-1020 (2006).
  10. Calloway, N., et al. Intracochlear electrocochleography during cochlear implantation. Otology & Neurotology. 35 (8), 1451-1457 (2014).
  11. Campbell, I., Kaicer, A., Briggs, R., O’Leary, S. Cochlear response telemetry: intracochlear electrocochleography via cochlear implant neural response telemetry pilot study results. Otology & Neurotology. 36 (3), 399-405 (2015).
  12. Bester, W. C., Campbell, L., Dragovic, A., Collins, A., O’Leary, S. J. Characterizing electrocochleography in cochlear implant recipients with residual low-frequency hearing. Frontiers in Neuroscience. 11, 141(2017).
  13. O’Leary, S., et al. Monitoring cochlear health with intracochlear electrocochleography during cochlear implantation: findings from an international clinical investigation. Ear and Hearing. 44 (2), 358-370 (2023).
  14. Gifford, R. H., et al. Cochlear implantation with hearing preservation yields significant benefit for speech recognition in complex listening environments. Ear and Hearing. 34 (4), 413-425 (2013).
  15. Lenarz, T., et al. European multi-center study of the Nucleus Hybrid L24 cochlear implant. International Journal of Audiology. 52 (12), 838-848 (2013).
  16. Loiselle, L. H., Dorman, M. F., Yost, W. A., Cook, S. J., Gifford, R. H. Using ILD or ITD cues for sound source localization and speech understanding in a complex listening environment by listeners with bilateral and with hearing-preservation Cochlear Implants. Journal of Speech, Language, and Hearing Research. 59 (4), 810-818 (2016).
  17. Gifford, R. H., Stecker, G. C. Binaural cue sensitivity in cochlear implant recipients with acoustic hearing preservation. Hearing Research. 390, 107929(2020).
  18. Mangan, A. R., et al. Assessing patient barriers to cochlear implantation. Otology & Neurotology. 43 (10), e1090-e1093 (2022).
  19. Rajan, G. P., Kontorinis, G., Kuthubutheen, J. The effects of insertion speed on inner ear function during cochlear implantation: a comparison study. Audiology and Neurotology. 18 (1), 17-22 (2013).
  20. Nguyen, S., et al. Outcomes review of modern hearing preservation techniques in cochlear implants. Auris Nasus Larynx. 43 (5), 485-488 (2016).
  21. Barriat, S., Peigneux, N., Duran, U., Camby, S., Lefebvre, P. P. The use of a robot to insert an electrode array of cochlear implants in the cochlea: a feasibility study and preliminary results. Audiology and Neurotology. 26 (5), 361-367 (2021).
  22. Miroir, M., et al. Friction force measurement during cochlear insertion: application to a force-controlled insertion tool design. Otology & Neurotology. 33 (6), 1092-1100 (2012).
  23. Aebischer, P., Anschuetz, L., Caversaccio, M., Mantokoudis, G., Weder, S. Quantitative in vitro assessment of a novel robot-assisted system for cochlear implant electrode insertion. International Journal of Computer Assisted Radiology and Surgery. 20 (2), 323-332 (2024).
  24. Schuerch, K., et al. Performing intracochlear electrocochleography during cochlear implantation. Journal of Visualized Experiments. (181), e63153(2022).
  25. Kim, J. -S. Electrocochleography in cochlear implant users with residual acoustic hearing: a systematic review. International Journal of Environmental Research and Public Health. 17 (19), 7043(2020).
  26. Timm, M. E., et al. Patient-specific selection of lateral wall cochlear implant electrodes based on anatomical indication ranges. PLoS One. 13 (10), e0206435(2018).
  27. Van de Heyning, P., Kleine Punte, A. Electric acoustic stimulation: a new era in prosthetic hearing rehabilitation. Advances in Oto-Rhino-Laryngology. 67, 1-5 (2010).
  28. Oetiker, Y., et al. Hearing preservation outcomes with motorized cochlear implant electrode insertion: matched-cohort observations. Frontiers in Surgery. 12, 1700744(2025).
  29. Eichler, T., et al. Impact of two visualization methods for electrocochleographic potentials on hearing and vestibular function during cochlear implantation. Otology & Neurotology. 46 (4), e98-e104 (2025).
  30. Fontenot, T. E., et al. Residual cochlear function in adults and children receiving cochlear implants: correlations with speech perception outcomes. Ear and Hearing. 40 (3), 577-591 (2019).
  31. Brill, I. T. Effect of round window opening on cochlear microphonics in humans. XII Hearing and Structure Preservation Workshop, October 23-25, Niagara Falls, Canada, , (2025).
  32. Caversaccio, M., et al. Robotic cochlear implantation for direct cochlear access. Journal of Visualized Experiments. (184), e64047(2022).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Robotic Arm AssistanceElectrode InsertionCochlear MicrophonicsCochlear ImplantationStructure PreservationPure Tone StimuliLinear ActuatorRound Window MembraneHearing MonitoringElectrode Trajectory
Video Coming Soon

Related Articles