Artykuł metodologiczny

Indukcja segmentalnych zwężeń moczowowodu u szczurów za pomocą laparotomii środkowej

233 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/70726

⸱

17 kwietnia 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Urology and Urosurgery, University Medical Center Mannheim, Medical Faculty of the University of Heidelberg, 2Department of General, Visceral, and Transplantation Surgery, Heidelberg University Hospital, 3Division of Intelligent Systems and Robotics in Urology (ISRU), German Cancer Research Center (DKFZ) Heidelberg, 4DKFZ Hector Cancer Institute at the University Medical Center Mannheim, 5Department of Urology, University Hospital Leipzig, 6Department of Plastic Surgery and Hand Surgery, TUM University Hospital Munich, 7ORSI Academy

W tym artykule

Podsumowanie

Protokół ten opisuje powtarzalny model szczura do indukowania stopniowych segmentalnych zwężeń moczu moczowego za pomocą kalibrowanej drutą częściowej ligacji za pomocą laparotomii środkowej. Ligatura 6-0 wokół moczowowodu oraz metalowy drut kalibracyjny generują zdefiniowaną resztkową lumenację, umożliwiającą natychmiastowe funkcjonalne potwierdzenie nasilenia przeszkody.

Streszczenie

Zwężenia moczowowodu pozostają poważnym wyzwaniem w urologii rekonstrukcyjnej i mogą wynikać z urazów jatrogennych, przewlekłego zapalenia, urazu, wad wrodzonych lub promieniowania. Te zmiany często prowadzą do postępującej uropatii obturacyjnej i utraty funkcji nerek. Pomimo postępów w technikach endoskopowych i chirurgicznych, zwężenia moczowowodu pozostają trudne do rozwiązania, a ich efekt remodelowania na mięźmiaczu nerki jest przedmiotem trwających badań, podkreślając potrzebę solidnych modeli przedklinicznych. Niniejsze badanie ustanawia powtarzalny model szczura do kontrolowanej indukcji różnych stopni segmentalnych zwężeń moczowodzie moczowodzie za pomocą kalibracji drutowej za pomocą laparotomii środkowej. Protokół umożliwia segmentalne, nieprzecinające zwężenie moczowodu, mającym na celu przybliżenie zwężenia włóknistego na poziomie funkcjonalnym i anatomicznym, przy jednoczesnym minimalizowaniu widocznych uszkodzeń niedokrwiennych oraz utrzymaniu żywotności tkanki makroskopowej z ciągłością moczowodu. Dzięki zapewnieniu niezawodnej platformy eksperymentalnej o niskiej zmienności między zwierzętami i chirurgami, podejście to wspiera badania translacyjne nad mechanizmami biomolekularnymi, biomateriałami, metodami obrazowania oraz technikami rekonstrukcyjnymi w leczeniu chorób zwężenia moczowodzie moczowodzie.

Wprowadzenie

Zwężenia moczowodowodu są stosunkowo powszechne i stanowią poważne wyzwanie w urologii. Zgłasza się je u nawet 4,9% pacjentów po zabiegach enduoskopowych w leczeniu choroby kamienia 1,2,3, z jeszcze wyższą częstością występowania w grupach wysokiego ryzyka, takich jak biorcy przeszczepu nerki, gdzie nawet 7% może być dotkniętych4. Chociaż wiele zwężeń jest spowodowanych urazem chirurgicznymi lub interwencjami medycznymi, przyczyny nieiatrogenne również stanowią istotną części. Należą do nich przewlekłe zapalenie, infekcje dróg moczowych, urazy fizyczne, wady wrodzone oraz radioterapia 5,6. Każda z tych etiologii może ostatecznie prowadzić do niedrożności dróg moczowych, nawracających infekcji, bólu, powstawania kamieni oraz – jeśli nie jest leczona – nieodwracalnej utraty funkcji nerek. Pacjenci dotknięci chorobą często doświadczają zachorowalności i obniżonej jakości życia, co potwierdzają zarówno kohorty instytucjonalne, jak i przeglądy systematyczne 5,7,8. Długoterminowe obciążenie jest znaczne; W wieloinstytucjonalnej kohorcie pacjentów z zwężeniem moczowodu po operacji kamienia moczowodowcowego, w 25% przypadków wymagana była nefrektomia dotkniętej strony, co podkreśla znaczną zachorowalność tego schorzenia9.

To obciążenie kliniczne podkreśla potrzebę solidnych modeli przedklinicznych, które umożliwią badania nad powiązanymi procesami biomolekularnymi i wspierają optymalizację leczenia. Najczęstsze metody leczenia to metody endoskopowe, takie jak rozszerzenie lub nacięcie laserowe, a także stentowanie, przy czym rekonstrukcja chirurgiczna jest zarezerwowana dla bardziej złożonych przypadków10. Pomimo poprawy wczesnych wyników, nawrót i restenoza pozostają problematyczne. Zgłaszane wskaźniki nawrotów po interwencji wahają się od 11% do 40%, a wielu pacjentów wymaga wielokrotnych operacji lub długotrwałego stentowania dla trwałej ulgi i ochrony narządów11,12. Skuteczność leczenia zależy od miejsca zwężenia, długości, etiologii oraz szczegółów wcześniejszych zabiegów; Kilka ostatnich przeglądów i dużych badań kohortowych podkreśla potrzebę ulepszenia technik i głębszego zrozumienia mechanistycznego 4,5,13.

Skuteczne badania translacyjne wymagają modeli eksperymentalnych, które wiernie odwzorowują mechanizmy włókniste, cechy histopatologiczne, kontekst anatomiczny oraz wyrostki nerkowe w ludzkiej chorobie zwężenia moczu moczowego moczu moczowego. Wśród nich modele gryzoni stały się wiarygodnymi platformami do badania migotawki moczowodzie i utraty funkcji nerek oraz do oceny interwencji przeciwfibrotycznych i strategii rekonstrukcyjnych 6,14,15,16,17. Podstawy patofizjologiczne dla tych modeli położyli Chevalier i in., którzy omówili różne strategie niedrożności moczowodu, koncentrując się na jednostronnej niedrożności cewki moczowodzie (UUO) jako powtarzalnym modelu włóknienia śródmiąższowego nerek i nefropatii obturacyjnej u szczurów6.

Na tym fundamencie współczesne modele udoskonaliły poziom i wzorzec przeszkód. Vroomen i in. wprowadzili technicznie bezpieczne podejście wykorzystujące nieodwracalną elektroporację do indukowania częściowej jednostronnej niedrożności układu moczowego z bliznami nerek14. Podobnie Chen i in. zaproponowali odwracalny model UUO umożliwiający dynamiczne badanie regresji włóknienia przy zmiennych warunkach hemodynamicznych15. Nan i in. oraz Khater i in. dodatkowo wyjaśnili kaskady molekularne napędzające postęp włóknienia moczowowodu i terapeutyczne modulacje w częściowej niedrożności16,17.

Wcześniejsze modele opierające się na całkowitej ligacji moczowodu, resekcji segmentalnej, zakopaniu w mięśniu pęsiowodziowym lub urazie termicznym często skutkowały niekontrolowanym, niestandaryzowanym stopniem niedrożności, rozległym niedokrwieniem i martwicą, prowadzącymi do ciężkiego zaniku mięśmiaszka nerek zamiast stopniowej niedrożności. Te podejścia, opisane przez Chevaliera i in. oraz Thornhilla i in., dostarczyły cennych mechanistycznych wglądów w obturacyjną nefropatię, ale nie powtórzyły lokalnego zwężenia włóknistego charakterystycznego dla klinicznej łagodnej choroby zwężenia moczowowodumoczowodzie 6,18. Wciąż brakuje prostych, standaryzowanych modeli gryzoni, które generowałyby skalibrowane, nieprzecinające się zwężenia segmentowe z zachowaną żywotnością tkanek i określonym stopniem niedrożności dróg moczowych.

Aby wypełnić tę lukę, badanie to ustanawia ustandaryzowany protokół chirurgiczny do kontrolowanej indukcji częściowych zwężeń cewki moczowej u szczurów. Model został zaprojektowany tak, aby był powtarzalny, anatomicznie precyzyjny i wszechstronny do zastosowań w badaniach przedklinicznych, obejmujących urologię rekonstrukcyjną, ocenę obrazową wewnątrzoperacyjną oraz zastosowania inżynierii tkankowej. Minimalizując zmienność między operatorami i replikując klinicznie istotne zwężenie włókniste, model ten oferuje platformę translacyjną do pogłębiania wiedzy mechanistycznej i przyspieszania rozwoju terapii dla chorób zwężenia moczowodzie.

W praktyce stopień przeszkody można dostosować poprzez wybór odpowiedniej średnicy drutu kalibracyjnego, aby odpowiadała pytaniu badawczemu. Większe średnice (np. 0,65 mm) przybliżają łagodną częściową niedrożność przy bliskim fizjologicznym przepływie moczu, podczas gdy mniejsze średnice (0,30–0,20 mm) modelują zator o wysokim stopniu z wyraźnym ograniczeniem przepływu. Ponadto to podejście chirurgiczne może być stosowane zarówno jako ostry model terminalny do badania natychmiastowych zmian hemodynamicznych i funkcjonalnych, jak i dostosowane do eksperymentów przeżywalności, które badają przewlekłą remodelację tkanek, postęp włóknienia oraz długoterminową adaptację nerek.

W tym modelu częściową przeszkodę osiąga się poprzez związanie ligatury 6-0 wokół mocowodu wraz z metalowym przewodem kalibracyjnym o określonej średnicy, a następnie usunięcie przewodu, pozostawiając resztkowy lumen odpowiadający rozmiarowi przewodu. Taki projekt umożliwia stopniowe, geometrycznie kontrolowane zwężanie, które można bezpośrednio skorelować z funkcjonalnym wypływem nerek moczem.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie opisane tu działania związane ze zwierzętami były prowadzone w akredytowanych placówkach i zatwierdzone przez instytucjonalny komitet ds. opieki i użytkowania zwierząt (IACUC) Rady Regionalnej Badenii-Wirtembergii w Karlsruhe, Niemcy. Zwierzęta doświadczalne były traktowane zgodnie z protokołami instytucjonalnymi oraz zgodnie z niemieckim prawem regulującym dobrostan zwierząt, a także z wytycznymi Rady Wspólnoty Europejskiej (2010/63/UE) oraz wytycznymi Animal Research: Reporting of In Vivo Experiments (ARRIVE). Samce szczurów Sprague Dawley (średnia masa: 400 g) zostały wykorzystane po 7-dniowym okresie aklimatyzacji w ośrodku zwierzęcym w warunkach standaryzowanych. Odczynniki i używany sprzęt są wymienione w Tabeli Materiałów.

1. Znieczulenie i analgezja

  1. Indukuj sedację przy użyciu izofluranu o stężeniu 4% objętości, podanego w 100% tlenu przez komorę indukcyjną z przepływem 5 L/min.
  2. Po utracie odruchu prostowania podaj podskórne zastrzyk 100 mg/kg ketaminy (roztwór 10%; około 0,35 mL) oraz 4 mg/kg ksylazyny (rozcieńczenie 1:10 roztworu 2%; około 0,75 mL) w celu znieczulenia dysocjacyjnego, analgezji i sedacji.
  3. Potwierdź głębokość znieczulenia, nie reagując na mocny bodziec zaciskowy za pomocą kleszczy.
  4. Nakładaj maść okulistyczną na oba oczy, aby zapobiec wysychaniu rogówki.
  5. Dodatkowe przeciwból należy uzyskać poprzez podskórne wstrzyknięcie karprofenu 5 mg/kg (rozcieńczenie 1:10 roztworu 5%; około 0,35 mL).
  6. Utrzymuj znieczulenie z dodatkiem izofluranu o 4% objętości w formie noworodkowej maseczki w razie potrzeby przez cały zabieg.
  7. Utrzymuj temperaturę ciała na poziomie 36,5–37,5 °C przez cały czas trwania zabiegu, stosując termostatycznie sterowaną podkładkę grzewczą.

2. Miejsce operacyjne i przygotowanie instrumentów

  1. Przygotuj stół do szorowania ze wszystkimi wymaganymi narzędziami, w tym aurazowymi kleszczemi przygotowawczym, tępymi zaciskami do przeciążenia, nożyczkami do przygotowania, nieresorbowalnymi jednofilamentowymi ligaturami 6-0, metalowymi drutami kalibracyjnymi (stop z elektropolerowaną powierzchnią i odburzanymi końcami; 0,65, 0,55, 0,30, 0,20 mm średnicy; sterylizowane (autoklawowane) przed użyciem), nawilżane patyczki watowe, gazy, 1 mL strzykawka z zintegrowaną igłą 30 G, błękit metylenowy (roztwór 0,5%, nierozcieńczony), roztwór chlorku sodu izotoniczny (0,9% NaCl) oraz rurki kapilarne.
  2. Zamontuj zwierzę na aparaturze chirurgicznej ekspozycji gryzoni, jak opisano w poprzednich raportach19,20.
  3. Ogol obszar dostępu do brzucha i wykonuj naprzemienne potrójne peelingi z 70% etanolem oraz powidonem z jodem lub chlorheksydyną w koncentrycznych okręgach od miejsca nacięcia na zewnątrz. Powtórz trzy razy.
  4. Przykryj zwierzę sterylnymi zasłonami, zostawiając odsłonięte tylko pole chirurgiczne.
  5. Obsługa lotnych środków znieczulających, ostrych i barwników chemicznych zgodnie z instytucjonalnymi przepisami biobezpieczeństwa, przy użyciu odpowiednich systemów usuwania gazów, sprzętu ochronnego oraz zatwierdzonych pojemników na utylizację ostrych przedmiotów.

3. Dostęp chirurgiczny poprzez laparotomię środkową

  1. Wykonaj środkowe nacięcie skórne brzucha o długości około 3 cm za pomocą cienkich nożyczek.
  2. Nacinaj linię alba podłużnie w linii środkowej, aby uzyskać dostęp do jamy otrzewnej.
  3. Użyj haczyków przygotowawczych i wilgotnych okładów, aby cofnąć ścianę brzucha i odsłonić otrzewnę.

​4. Identyfikacja i mobilizacja lewego moczowowodu

  1. Zidentyfikuj nerkę i przestrzeń zaotrzewną i delikatnie uruchom otaczający tłuszcz za pomocą tępego rozwarstwiania za pomocą kleszczy i nawilżonych patyczków (Rysunek 1A).
  2. Przekłuć miednicę nerkową przez międziaszę nerkową cienką igłą o masie 30 g (Rysunek 1B).
  3. Wstrzyknąć 0,01–0,2 mL nierozcieńczonego błękitu metylenowego, aby ułatwić wizualną identyfikację moczowowodu (Rysunek 1B.5).
  4. Obserwuj stopniowe wyznaczanie barwników, aby wizualnie śledzić przebieg moczowowodu od miednicy nerki w kierunku pęcherza moczowego (Rysunek 1B.6–10).
  5. Delikatnie oddziel otaczającą tkankę łączną i tłuszczową od moczowodu oznaczonego barwniką, używając cienkich kleszczy i nawilżonych patyczek kosmetycznych ruchem wyrywającym (Rysunek 1C). Unikaj bezpośredniego chwytania, ucisku lub nadmiernej trakcji ściany moczowodu, aby zapobiec pęknięciom lub przetokom. Uruchom moczowód, aż będzie można go ciągle śledzić od miednicy nerki w kierunku połączenia pęcherzykowo-moczowego (Rysunek 1D).

figure-protocol-1
Rysunek 1: Identyfikacja i mobilizacja lewego moczowodu wspomagana barwnikiem. Zielona strzałka przedstawia miejsce zastrzyku do nerki. Szara strzałka przedstawia naiwny moczowód. Niebieska strzałka przedstawia moczowód oznaczony barwnikiem. skrzynka przedstawia później powiększony obszar. (A) Ekspozycja lewej otrzewnowej zaotrzewnowej po laparotomii linii środkowej. (B) Demarkacja moczowowodu wspomagana barwnikiem. (C) Tępe rozwarstwienie mobilizuje moczowód z otaczającej tkanki. (D) Całkowicie odsłonięty lewy moczowód od miednicy nerki do połączenia pęcherzykowo-moczowo-pęcherzykowego. (E) Schematyczna ilustracja opisanych kroków, w tym strzykawka i błękit metylenowy. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

5. Dystalna kalibrowana częściowa ligacja lewego moczowodu za pomocą metalowego drutu

  1. Uniesienie zmobilizowanego segmentu dystalnego moczowowodu za pomocą kleszczy bezurazowych bez ucisku moczowodu (Rysunek 2A.1–2).
  2. Przełóż pod moczowód szew monofilamentowy 6-0 za pomocą tępych kleszczy (rysunek 2A.3).
  3. Umieść metalowy drut kalibracyjny o żądanej średnicy (0,65, 0,55, 0,30 lub 0,20 mm) równolegle do moczowodu w obrębie pętli ligatury (Rysunek 2B.1–6).
  4. Stopniowo zaciskaj ligaturę za pomocą węzła ślizgowego z kilkoma rzutami pętli w tym samym kierunku, aż pas do szwów ściśle dostosuje się do kompleksu przewodowodu, nie poluzując się, co wymaga co najmniej 4 rzutów z powoli odbijającymi się ruchami palców, aby umożliwić osadzenie się między rzutami.
    UWAGA: Napięcie szwające powinno być tuż poniżej wytrzymałości na rozciąganie, która wynosi 5–7 N dla szwu nieabsorbowalnego 6-0, dlatego zaleca się 3 N. Daje to ciężar ciągnący około 306 g i można go zmierzyć za pomocą wagi sprężynowej lub porównywalną z siłą cyfrową przy trzymaniu zwykłego telefonu komórkowego dwoma palcami w uścisku. Istotne jest to, że szew jest całkowicie zamknięty na kompleks przewodowodu, a jest tak wiele pętli, że nie rozluźniają się przed kolejnymi blokadami. Ze względu na delikatność szwów 6-0 nie ma "zbyt ciasnego", ponieważ szew pęknie zanim stanie się zbyt ciasny, by tkanka moczowowodu mogła się zwyrodnić. Teraz zabezpiecz węzeł trzema przeciwnymi pętlami blokującymi, aby zapobiec powstawaniu węzłów powietrznych (Rysunek 2B.7–10).
  5. Ostrożnie wyciągnij przewód kalibracyjny powolnym, prostym ruchem, aby uniknąć uszkodzeń ścinania ściany moczowodu, pozostawiając ustandaryzowany resztkowy lumen moczowowodu odpowiadający średnicy przewodu (Rysunek 2C.1–5). Polerowana powierzchnia drutu minimalizuje tarcie podczas usuwania i zmniejsza ryzyko uszkodzenia tkanek.

figure-protocol-2
Rysunek 2: Dystalna kalibrowana częściowa ligacja lewego moczowodu za pomocą metalowego przewodu. (A) Dystalny moczowód izolowany i uniesiony za pomocą zacisków nadholtowych; Szew 6-0 umieszczony pod spodem. (B) Drut kalibracyjny umieszczony równolegle do moczowodu w obrębie wiązania i podwiązywania za pomocą węzła przesuwającego. (C) Wyciąganie przewodu, pozostawiając ustandaryzowany resztkowy lumen. (D) Schematyczna ilustracja opisanych kroków z moczowodu (niebieski), przewodem kalibracyjnym (szary) i ligaturą (czarnym). Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

6. Identyfikacja i mobilizacja prawego moczowodu.

  1. Powtórz kroki w analogii do strony przeciwległej (Rysunek 3).

figure-protocol-3
Rysunek 3: Identyfikacja i mobilizacja prawego moczowowodu wspomagana barwnikiem. (A) Ekspozycja prawego zaotrzewnego z demarkacją moczowodu wspomaganą barwnikiem. (B) Tępe rozwarstwienie mobilizujące moczowód z otaczających tkanek. (C) Schematyczne zilustrowanie opisanych kroków. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

7. Proksymalna całkowita ligacja prawego moczowodu za pomocą węzła przesuwającego się bez drutu

  1. Uniesienie zmobilizowanego segmentu proksymalnego moczowodu za pomocą kleszczy bezurazowych, nie uciskając moczowowodu (Rysunek 4A.1–3).
  2. Przeprowadzić nieresorbowalny szew monofilamentowy 6-0 pod moczowód za pomocą tępych kleszczy (Rysunek 4A.4,5).
  3. Stopniowo zaciskaj ligaturę, używając węzła przesuwanego z kilkoma pętlami w tym samym kierunku, aż pasek szczelnie podwiązuje moczowód, nie poluzując się, jak opisano powyżej. Następnie zabezpiecz się za pomocą przeciwnych pętli blokujących, aby osiągnąć niemal całkowite zamknięcie światła (Rysunek 4B.1–4).

figure-protocol-4
Rysunek 4: Bliższa całkowita ligacja prawego moczowodu za pomocą węzła przesuwanego bez drutu. (A) Izolowany i podniesiony moczowód proksymalny za pomocą zacisków Overholta; Szew 6-0 założony pod spodem. (B) Całkowite podwiązywanie bez drutu, używając węzła przesuwającego. (C) Schematyczne zilustrowanie opisanych kroków. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

8. Funkcjonalna walidacja częściowej i całkowitej niedrożności moczowodzie moczowej

  1. Aby potwierdzić częściową niedrożność po lewej stronie, wstrzyknij 0,2 mL nierozcieńczonego błękitu metylenowego transparenchymatycznie do miednicy nerki za pomocą strzykawki i obserwuj wypełnienie przedwczesnego wypełnienia moczowodu dystalnie od miejsca podwiązania (Rysunek 5A.1–3).
  2. Wstrzyknąć 1,0 ml soli fizjologicznej do miednicy nerki, aby stopniowo usuwać sygnał barwnika przez płukanie i potwierdzić dalszą przechodność moczowowodu (rysunek 5A.3). Aby jeszcze bardziej zwiększyć pewność niepełnego niedrożności moczowodu, kontynuuj iniekcję aż do przekroczenia pojemności pęcherza i zaobserwowania widocznego odpływu płynu z cewki moczowej (rysunek 5A.4–5).
  3. Aby potwierdzić całkowitą niedrożność po prawej stronie, wstrzyknąć 0,2 mL nierozcieńczonego błękitu metylenowego transparenchymatycznie do miednicy nerki i potwierdzić brak dalszego przejścia barwnika (rysunek 5B.1,2).
  4. Identyfikacja rozszerzenia kalibru moczowowodu moczowowodowcowego w pobliżu miejsca ligacji jako wskaźnik całkowitego bloku odpływu (Rysunek 5B.3).
  5. Aby uzyskać dodatkową weryfikację wykraczającą poza wykonalność modelu zwierzęcego, przeciń oba moczowody dystalnie i umieść otwarte końce moczowodowodowych bezpośrednio obok szklanych naczyń włosowatych do pomiarów pobierania moczu (Rysunek 5C).
  6. Aby zweryfikować ten model, należy ilościowo określić produkcję moczu na nerkę w ciągu 30 minut w warunkach fizjologicznych oraz po częściowej ligacji, używając drutów kalibracyjnych o średnicach 0,65, 0,55, 0,30 i 0,20 mm (rysunek 5C.2).

figure-protocol-5
Rysunek 5: Funkcjonalna walidacja częściowej i całkowitej niedrożności moczowodu. (A) Częściowa niedrożność: kolorowanie barwnika i wypłukanie soli fizjologicznej wykazują dalsze wypełnienie moczowowodu i wypływ cewki moczowej, co wskazuje na resztkową patencję. (B) Niemal całkowita niedrożność: brak barwnika dystalnego, z nadmiękłym mocowodem bliższym powyżej ligatury. (C) Zebranie kapilarne jednostronnej objętości moczu powyżej 30 minut na nerkę wykazuje stopniowe zmniejszenie ilości wydzielania moczu z warunków fizjologicznych do całkowitej okluzji. (D) Mikroskopowe miary (1) średnicy ligatury, (2) zewnętrznej średnicy moczowodu, (3) średnicy wewnętrznej moczowodu oraz (4) grubości ścianki moczowodu. Gwiazdki wskazują poziomy istotności eksploracyjnej. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

9. Etapy końcowe i kwestie

  1. Zamknąć ścianę brzucha w kilku warstwach w warunkach sterylnych, jak opisano w poprzednich raportach19, 20, 21.
  2. Po operacji obserwuj każde zwierzę nieprzerwanie, aż odzyska on położenie mostka i spontaniczną ruchomość. Oddawaj zwierzęta dopiero wtedy, gdy są w pełni czujne i zdolne do skoordynowanych ruchów. Podawaj pooperacyjne środki przeciwbólowe podskórnym karprofenem w dawce 5 mg/kg dwa razy dziennie przez 48 godzin oraz upewnij się, że personel weterynarijski przeprowadza codzienne oceny kliniczne w celu monitorowania rekonwalescencji i wykrywania potencjalnych powikłań.
  3. Dokumentuj dobrostan zwierząt za pomocą standaryzowanych systemów punktacji, takich jak Skala Grimasu Szczurów22 oraz Wynik Kondycji Ciała23. Humanitarne punkty końcowe to Rat Grimace Score ≥ 6 lub Body Condition Score 1 mimo odpowiedniej analgezji. Natychmiast zakończyć życie zwierząt wykazujących te wyniki, a także te wykazujące infekcję rany pooperacyjnej lub dehiscencję ściany brzucha, zgodnie ze standardami opieki instytucjonalnej.
  4. W eksperymentach nieprzeżywalnych lub w przypadku zakończenia po obserwacji należy uśpić zwierzę poprzez ostrą kardiolektomię pod głębokim znieczuleniem lub przez zwichnięcie szyjki macicy (zgodnie z zatwierdzonymi protokołami instytucjonalnymi). Opcjonalnie należy usunąć zarówno nerki, jak i moczowody en bloc do późniejszej inspekcji anatomicznej, analizy biomolekularnej lub obrazowania histopatologicznego.
  5. Pozbywaj się zwłok zwierząt, wyciętych tkanek, ostrych fragmentów oraz pozostałych roztworów chemicznych zgodnie z wytycznymi instytucjonalnych obiektów zwierzęcych i bezpieczeństwa biologicznego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Skalibrowana technika ligacji spowodowała zależne od średnicy zmniejszenie przepływu moczu we wszystkich grupach eksperymentalnych. Przepływ moczu oceniono u łącznie 14 szczurów przy użyciu obu nerek, co dało pomiary z 5 narządów na każdy poziom częściowej przeszkody (średnica 0,65, 0,55, 0,30 i 0,20 mm). Dodatkowo uwzględniono 4 zwierzęta, które przeszły poddanie z jednej strony (moczowód został uruchomiony, a luźna, niezwężająca się pęchewna wiązka bez drutu) oraz całkowite zatkanie z drugiej strony (ligatura bez ułoże...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Niniejsze badanie ustanawia powtarzalną metodę chirurgiczną indukowania jednostronnych zwężeń moczowowodu moczowodzie u szczurów poprzez laparotomię środkową i skalibrowaną podwiązanie częściową, co skutkuje segmentalnym zwężeniem moczowodzie moczowodzie przy zachowanej makroskopowej żywotności tkanki, która funkcjonalnie i anatomicznie przypomina łagodne ludzkie zwężenia moczowodu.

Klinicznie choroba zwężenia moczowowodu moczowodopowodzie pozostaje głównym czynnikiem przyczyniającym się do ni...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Nie zgłoszono konfliktów interesów. Nie otrzymano konkretnego finansowania. Wykorzystanie zwierząt zatwierdzone przez Radę Regionalną Badenia-Wirtembergii (IACUC 35-9185.81/G-62/23).

Podziękowania

Autorzy z wdzięcznością doceniają usługę przechowywania danych, SDS@hd wspierana przez Ministerstwo Nauki, Badań i Sztuki Badenii-Wirtembergii (MWK) oraz Niemiecką Fundację Badawczą (DFG) poprzez granty INST 35/1314-1 FUGG oraz INST 35/1503-1 FUGG. Ponadto autorzy z wdzięcznością doceniają wsparcie ze strony NCT (Narodowego Centrum Chorób Nowotworowych w Heidelbergu, Niemcy) poprzez ustrukturyzowany program postdoktorancki oraz program chirurgii onkologicznej. Dziękujemy również za wsparcie w formie funduszy państwowych zatwierdzonych przez Parlament Krajowy Badenii-Wirtembergii dla Innovation Campus Health + Life Science Alliance Heidelberg Mannheim z ustrukturyzowanego programu postdoktorskiego dla Alexandra Studier-Fischera: Sztuczna Inteligencja w Zdrowiu (AIH) – współpraca DKFZ, EMBL, Uniwersytetu w Heidelbergu, Szpitala Uniwersyteckiego w Heidelbergu, Szpitala Uniwersyteckiego Mannheim, Centralnego Instytutu Zdrowia Psychicznego, oraz Instytut Maxa Plancka ds. Badań Medycznych. Ponadto dziękujemy za wsparcie ze strony DKFZ Hector Cancer Institute przy Uniwersyteckim Centrum Medycznym Mannheim.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Aurazowe kleszcze przygotowująceAesculapFB395RDE BAKEY ATRAUMATA Aurazowe kleszcze, proste
Zaciski tępe nadholtoweAesculapBJ012RBABY-MIXTER przygotowanie i zacisk ligatury, zgięte, 180 mm
KanulaBD (Beckton, Dickinson)301300BD Microlance 3 kanniula 20 G
Rurki naczyniowateSigma AldrichP1174Mikrokapilarna rurka, skalibrowana 100 & mikro; L
KarprofenCP Pharma115Karprofen 0,5% (5% z rozcieńczonym 1:10 mg/mL) (Carprosol®)
Cotton Whool SwapsAmazonASIN: B0FPDB8ZGSNiesterylne bawełniane swapy Whool
(autoklaw do eksperymentów przetrwania)
pręty stabilizującelegefirm‎ 500343896Kamertony używane jako metalowe pręty mocujące w kształcie litery Y
Zamiany gazyMedrullASIN: B09164D1JGSterylne zamiany gazy
Poduszka grzewczaKrólewski GardineerIP67Poduszka grzewcza Royal Gardineer rozmiar S, 20 W
izofluranPiramal Intensywna Opieka KrytycznaPZN / EAN 09714675 / 4150097146757100% izofluran 250 mL
Izofluranowy waporyzatorUNO ROESTVASTSTAAL BV180000002Izofluranowy waporyzator
Roztwór chlorku sodu izotonicznegoB. BraunASIN: B007PZJOQ4Roztwór chlorku sodu 0,9%
ketaminaCP Pharma1202Ketamina 10% (100 mg/mL)
Metalowy drut kalibracyjny
(średnica 0,20 mm)		QUARKZMANASIN: B0DCZBT4LWDrut metalowy Cr20Ni80-Nichrom
(średnica 0,20 mm)
Metalowy drut kalibracyjny
(średnica 0,30 mm)		Rayher4006166052859Drut metalowy Cr20Ni80-Nichrom
(średnica 0,30 mm)
Metalowy drut kalibracyjny
(średnica 0,55 mm)		SKYPROUPC: 792138793816Drut metalowy Cr20Ni80-Nichrom
(średnica 0,55 mm)
Metalowy drut kalibracyjny
(średnica 0,65 mm)		twippASIN: B07WFWNNRMCr20Ni80-Nichrom drut metalowy
(średnica 0,65 mm)
Błękit metylenowy 0,5%ProvepharmPZN / EAN 10179678 / 4150101796787METYLIONIONINCHLOREK Proveblue 5 mg/mL w fiolkach po 10 ml
Nieabsorbowalne ligatury monofilamentowe 6-0COVIDIENVP-889-Xmonofilamentowy szew chirurgiczny z nieabsorbowalnego poli-propylenu; igła może być usunięta
Maść okulistycznaBayer Vital GmbH15786815% dexpanthenolu
Plastikowa rurka perfuzorowaM. Schilling GmbHS702NC150Złączka COEX 150 cm
Nożyczki do przygotowaniaAesculapBC177RNOŻYCZKI JAMESON przygotowania, zgięte, drobne modele, tępe/tępe, 150 mm (6")
Blacha stalowaMaschinenbau Feld GmbHC010206Blacha blachowa ocynkowana, 40 x 50 cm, grubość 4,0 mm
Strzykawka z igłą zintegrowanąBLPRKOTBL2509L3yici08Strzykawka 1 ml z zintegrowaną igłą 30 G
ksylazynaCP Pharma1206Ksylazyna 0,2% (2% z rozcieńczonym 1:10 20 mg/mL) (Xylavet)

Bibliografia

  1. Moretto, S., et al. Ureteral stricture rate after endoscopic treatments for urolithiasis and related risk factors: systematic review and meta-analysis. World J Urol. 42 (1), 234(2024).
  2. Sahin, C., et al. Ureteral stricture formation after endoscopic removal of obstructing stones: could it be predicted with well-assessed radiological parameters. Urolithiasis. 52 (1), 34(2024).
  3. Sunaryo, P. L., et al. Ureteral strictures following ureteroscopy for kidney stone disease: A population-based assessment. J Urol. 208 (6), 1268-1275 (2022).
  4. Minkovich, M., et al. Ureteral strictures post-kidney transplantation: Trends, impact on patient outcomes, and clinical management. Can Urol Assoc J. 15 (10), E524-E530 (2021).
  5. Rosenfeld, J., et al. A review of complications after ureteral reconstruction. Asian J Urol. 11 (3), 348-356 (2024).
  6. Chevalier, R. L., Forbes, M. S., Thornhill, B. A. Ureteral obstruction as a model of renal interstitial fibrosis and obstructive nephropathy. Kidney Int. 75 (11), 1145-1152 (2009).
  7. Reicherz, A., et al. Ureteral obstruction promotes ureteral inflammation and fibrosis. Eur Urol Focus. 9 (2), 371-380 (2023).
  8. Li, Z., et al. Health-related quality of life (HRQoL), anxiety and depression in patients with ureteral stricture: A multi-institutional study. World J Urol. 41 (1), 275-281 (2023).
  9. May, P. C., et al. The morbidity of ureteral strictures in patients with prior ureteroscopic stone surgery: multi-institutional outcomes. J Endourol. 32 (4), 309-314 (2018).
  10. Contreras, P., et al. Ureteral stricture: Endoscopic management. Eur Urol Focus. 11 (5), 730-732 (2025).
  11. Su, B., et al. Long-term outcomes of Allium ureteral stent as a treatment for ureteral obstruction. Sci Rep. 14 (1), 21958(2024).
  12. Kowalski, F., et al. Endourological treatment of ureteral strictures with the use of self-expanding stents: Is it possible to completely cure the stricture endoscopically? a retrospective study with two-year follow-up. World J Urol. 43 (1), 201(2025).
  13. Bourillon, A., et al. Robotic upper urinary tract reconstruction for ureteral stricture: A single-center series. J Robot Surg. 19 (1), 573(2025).
  14. Vroomen, L., et al. A new intrasurgical technique to safely and reproducibly induce partial unilateral urinary obstruction and renal scarring in a rat model. Int Urol Nephrol. 52 (7), 1209-1218 (2020).
  15. Chen, T., Zhang, Z., Lai, C. Improvement of the reversible unilateral ureteral obstruction model. Ren Fail. 47 (1), 2454721(2025).
  16. Nan, Q. Y., et al. Pathogenesis and management of renal fibrosis induced by unilateral ureteral obstruction. Kidney Res Clin Pract. 43 (5), 586-599 (2024).
  17. Khater, Y., Barakat, N., Shokeir, A., Samy, A., Karrouf, G. Renal fibrosis progression following partial unilateral ureteral obstruction: mechanisms and therapeutic insights. World J Urol. 43 (1), 229(2025).
  18. Thornhill, B. A., Burt, L. E., Chen, C., Forbes, M. S., Chevalier, R. L. Variable chronic partial ureteral obstruction in the neonatal rat: A new model of ureteropelvic junction obstruction. Kidney Int. 67 (1), 42-52 (2005).
  19. Studier-Fischer, A., et al. Endotracheal intubation via tracheotomy and subsequent thoracotomy in rats for non-survival applications. J Vis Exp. (205), e66684(2024).
  20. Studier-Fischer, A., et al. Controlled reversible visceral arterial ischemia, venous congestion and combined malperfusion via midline laparotomy in rats. J Vis Exp. (209), e67171(2024).
  21. Studier-Fischer, A., et al. 5/6 nephrectomy using sharp bipolectomy via midline laparotomy in rats. J Vis Exp. (218), e67322(2025).
  22. Sotocinal, S. G., et al. The rat grimace scale: A partially automated method for quantifying pain in the laboratory rat via facial expressions. Mol Pain. 7, 55(2011).
  23. Hickman, D. L., Swan, M. Use of a body condition score technique to assess health status in a rat model of polycystic kidney disease. J Am Assoc Lab Anim Sci. 49 (2), 155-159 (2010).
  24. Gild, P., et al. Adult iatrogenic ureteral injury and stricture-incidence and treatment strategies. Asian J Urol. 5 (2), 101-106 (2018).
  25. Luo, J., et al. marrow mesenchymal stem cells reduce ureteral stricture formation in a rat model via the paracrine effect of extracellular vesicles. J Cell Mol Med. 22 (9), 4449-4459 (2018).
  26. Maruschke, M., et al. Development of a rat model for investigation of experimental splinted uretero-ureterostomy, ureteral stenting and stenosis. In Vivo. 27 (2), 245-249 (2013).
  27. Demirhan, K., Saglam, H. S., Cimen, H. I., Elcin, B., Cokluk, E. Effect of the location and severity of partial ureteral obstruction on urinary system stone disease formation. Sci Rep. 15 (1), 11560(2025).
  28. Wen, J. G., Chen, Y., Frøkiaer, J., Jørgensen, T. M., Djurhuus, J. C. Experimental partial unilateral ureter obstruction I pressure flow relationship in a rat model with mild and severe acute ureter obstruction. J Urol. 160 (4), 1567-1571 (1998).
  29. Li, P., et al. An immature murine model of reversible unilateral ureteral obstruction. J Vis Exp. (218), e67238(2025).
  30. Martínez-Klimova, E., Aparicio-Trejo, O. E., Tapia, E., Pedraza-Chaverri, J. Unilateral ureteral obstruction as a model to investigate fibrosis-attenuating treatments. Biomolecules. 9 (4), 141(2019).
  31. Mohammadi, A., et al. Effects of the surgical ligation of the ureter in different locations on the kidney over time in the rat model. Adv Urol. 2024, 6611081(2024).
  32. Narváez Barros, A., et al. Reversal unilateral ureteral obstruction: A mice experimental model. Nephron. 142 (2), 125-134 (2019).
  33. Nakazawa, R., et al. Renal replacement strategies: dual benefits of hydrogen gas inhalation and hydrogen-enriched dialysate. Med Gas Res. 15 (3), 444-445 (2025).
  34. Cheng, J., Shi, M., Sun, X., Lu, H. Therapeutic effect of hydrogen and its mechanisms in kidney disease treatment. Med Gas Res. 14 (2), 48-53 (2024).
  35. Liu, B., et al. Hyperbaric oxygen therapy for male infertility: a systematic review and meta-analysis on improving sperm quality and fertility outcomes. Med Gas Res. 15 (4), 529-534 (2025).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Segmentalne zw enie moczowodumodel szczurzyligacja z kalibracj drutemuropatia zatorowafunkcja nerekurologia rekonstrukcyjnamodel przedklinicznyzw enie moczowodu

Powiązane artykuły