Badanie to zostało przeanalizowane i zatwierdzone przez Komitet Etyki Zwierząt Szpitala Przyjaźni Chiny-Japonia (nr zatwierdzenia: zryhyy21-22-08-10) i przeprowadzone zgodnie z wytycznymi instytucjonalnymi dotyczącymi etycznej opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych.
Przewidywanie i przesiewanie celów związanych z TFRD i związanych z GA
Składniki chemiczne Rhizoma Drynariae zostały pobrane z Traditional Chinese Medicine Systems Pharmacology Database and Analysis Platform (TCMSP), używając "Rhizoma Drynariae" jako hasła29. Badania przesiewowe pod kątem potencjalnie bioaktywnych składników przeprowadzono na podstawie kryteriów biodostępności doustnej (OB) ≥ 30% oraz podobieństwa do leku (DL) ≥ 0,18 30,31,32. Z powstałej puli związków zidentyfikowano i wybrano składniki flawonoidów zgodnie z ich strukturą chemiczną. Te składniki flawonoidów, dalej określane jako całkowite flawonoidy Rhizoma Drynariae (TFRD), zostały włączone do analizy dalszej. Po uzyskaniu genów docelowych związanych z TFRD z bazy TCMSP, ich odpowiadające im standaryzowane symbole genów zostały zaanotowane przy użyciu bazy danych UniProt33. Używając terminu "dna moczanowa" jako hasła, cele związane z chorobą zostały pobrane z bazy danych GeneCards, aby ustalić zestaw genów kandydatów34.
Utworzenie sieci compound-target
Zidentyfikowano i zdefiniowano przecięcie celów związanych z TFRD a celami związanymi z GA jako kluczowe cele terapeutyczne pośredniczące w anty-GA efektach TFRD, a nakładający się zestaw zobrazowano za pomocą diagramu Venna. Ponadto zbudowano i przeanalizowano sieć regulacyjną "TFRD - cele - GA" przy użyciu oprogramowania Cytoscape35.
Sieć interakcji białko-białko
Kluczowe terapeutyczne cele TFRD wobec GA zostały zaimportowane do internetowej bazy danych, aby wygenerować sieć interakcji białko-białko (PPI), z minimalnym wymaganym wynikiem interakcji ustawionym na "wysoki poziom pewności (0,700)"36. Sieć PPI została zoptymalizowana za pomocą oprogramowania Cytoscape, a 30 głównych celów uszeregowanych według centralności stopnia zostało wybranych do wygenerowania wykresu słupkowego37,38.
Analiza wzbogacania szlaku KEGG
Analiza wzbogacenia szlaku KEGG została przeprowadzona na tych kluczowych celach przy użyciu oprogramowania R oraz bazy danych Bioconductor38,39. Szlaki o wartości p < 0,05 uznano za statystycznie istotne. Po wykluczeniu szlaków związanych z chorobą i metabolizmem, w Cytoscape zwizualizowano sieć interakcji szlak-cel. Wśród tych szlaków, 20 najlepszych szlaków uszeregowanych według rosnącej wartości P zostało przedstawionych na wykresie słupkowym.
Przygotowanie leków
Do przygotowania zawiesiny kryształowej z usaniany monosodu (MSU) ważono 500 mg kryształów MSU za pomocą wagi analitycznej, rozpraszano w 10 mL soli fizjologicznej i 2 mL Tween 80, a następnie podgrzewano podczas mieszania magnetycznego. Następnie mieszanina została dostosowana do końcowej objętości 20 mL z normalną solą fizjologiczną, aby uzyskać zawiesinę 25 mg/mL. Po autoklawowaniu zawieszenie przechowywano w temperaturze 4 °C do czasu użycia. Typowa kliniczna dawka TFRD wynosi 750 mg dziennie dla dorosłego o wadze 70 kg, co odpowiada dawce szczura 67,5 mg/kg masy ciała dziennie. TFRD rozpuszczano w wodzie destylowanej do stężenia 6,75 mg/mL i przechowywano w temperaturze 4 °C do późniejszego użytku. Zgodnie z metodą normalizacji powierzchni ciała, równoważna doustna dawka kolchicyny (leku pozytywnego) u szczurów przekształconych w stosunku do klinicznej dawki u ludzi (0,6 mg/60 kg) wynosi 0,062 mg/kg. Roztwór kolchicyny przygotowywano w wodzie destylowanej w stężeniu 0,0062 mg/mL i przechowywano w temperaturze 4 °C do późniejszego użycia.
Zwierzęta
W tym badaniu wykorzystano łącznie 36 sześciotygodniowych samców szczurów Sprague–Dawley (SD) (220 ± 10 g) (licencja zwierzęca nr SCXK [Jing] 2025-0008). Zwierzęta były przechowywane w Centrum Zwierząt Laboratoryjnych Szpitala Przyjaźni Chiny-Japonii w standardowych warunkach dietetycznych w temperaturze 22–24 °C i wilgotności 50–70%.
Tworzenie wzorca i interwencja
Po tygodniu aklimatyzacji szczury zostały losowo podzielone na cztery grupy (n = 9 każda): kontrola, model, TFRD oraz lek pozytywny. Losowość przeprowadzono za pomocą tabeli liczb losowych. Zbieranie i analiza danych odbywały się w warunkach zaślepienia. Wszystkie zabiegi podawano raz dziennie za pomocą doustnej dawki. Wszystkie interwencje były podawane raz dziennie doustnie o godzinie 08:00 przez siedem kolejnych dni. Grupy kontrolne i modelowe z pustymi lekami otrzymały prawidłową sól fizjologiczną (10 mL/kg), natomiast grupy leków TFRD i pozytywne otrzymały odpowiednie zawiesiny leków w równoważnej objętości (10 mL/kg). Czwartego dnia interwencji grupa kontrolna z pustą dawką otrzymała wewnątrzstawowy zastrzyk bezpłodnej soli fizjologicznej, natomiast szczury w modelu, TFRD oraz pozytywnych lekach zostały wstrzyknięte z zawiesiną kryształów MSU w celu wywołania ostrego zapalenia stanu moczanowego. Przed podaniu szczurów unieczulony za pomocą systemu znieczulenia izofluranowego. Każdy szczur w modelu, TFRD oraz pozytywnych grupach leków otrzymał 200 μL zawiesziny MSU do jamy lewego stawu skokowego. Po wyjęciu igły delikatnie naciskano sterylny waciczek w miejscu wkłucia przez kilka sekund, aby zapobiec wyciekowi.
Pobieranie próbek i przetwarzanie
72 godziny po indukcji modelu szczury zostały znieczulone i ułożone na plecach. Po dezynfekcji jamy brzusznej otwarto jamę otrzewną, a jelita delikatnie cofano, odsłaniając aortę brzuszną. Igła pobierająca krwi była prowadzona równolegle do naczynia, aby pobrać krew z aorty brzusznej, która natychmiast była przenoszona do heparynizowanych rurek schłodzonych w kąpieli w lodowatej wodzie. Próbki były wirowane w 3000 × g przez 10 minut w temperaturze 4 °C, aby uzyskać surowicę, która została alicytowana i przechowywana w -80 °C do późniejszego profilowania metabolomowego. Zwierzęta były następnie usypiane przez uduszenie CO₂. Sierść wokół lewego stawu kostkowego została ogolona, a otaczająca skóra i mięśnie starannie usunięte, by odsłonić nienaruszoną strukturę stawową. Tkanka maziowa, wyglądająca jako cienka biaława błona wyściełająca torebkę stawową, była delikatnie izolowana od sąsiedniej powięzi za pomocą cienkich kleszczy. Pobrane próbki łączeń zostały utrzane w 4% paraformaldehydzie w temperaturze 4 °C przez 72 godziny. Następnie część tkanki stawowej była odwapniana w roztworze DEKALCYFIKACJI EDTA, a roztwór odnawiano co tydzień przez 8 tygodni. Całkowitą dewaccyfikację potwierdzono testem kłuciowym igłą: jeśli napotkano opór, kontynuowano odwapnianie aż do pełnej penetracji tkanki.
Po odwapnieniu stawy kostkowe były przecięte sagittalnie, umieszczane w kasetach przetwarzających i poddawane stopniowemu odwodnieniu etanolem. Tkanki były oczyszczane ksylenem, infiltrowane parafiną i osadzane w blokach parafiny. Sekcje o grubości 6 μm były cięte za pomocą automatycznego mikrotomu, unosiły na wodzie o temperaturze 40 °C i montowane na klejowych szkiełkach. Po wyschnięciu w 60 °C przez 30 minut przekroje były deparafinizowane, barwione hematoksyliną i eozyną (H&E) zgodnie ze standardowymi protokołami, a na końcu pokrywane neutralnym balsamem. Całe zdjęcia slajdów były pozyskiwane za pomocą cyfrowego skanera slajdów.
Analiza metabolomiki surowicy
Próbki serum z grup modelowych i TFRD były rozmrażane w temperaturze 4 °C przed procesem. Na każdą próbkę 100 μL surowicy zostało przelane do rurki mikrowirówki i połączone z 400 μL wstępnie schładzonego rozpuszczalnika ekstrakcyjnego (metanol: acetonitryl, 1:1, v/v) zawierającego standardy wewnętrzne. Mieszanka była wirowana przez 1 minutę, a następnie sonakowana w kąpieli lodowo-wodnej przez 10 minut. Następnie inkubowano go w temperaturze -40 °C przez godzinę, aby ułatwić wytrącanie białka, a następnie wirowano w 12 000 × g przez 15 minut w temperaturze 4 °C. Supernatant uzyskany po wirowaniu był starannie pobierany i przeładowywany do fiolek z autopróbkowaniem do analizy UHPLC–MS. Dodatkowo, równe ilości supernatantu z każdej próbki w tej samej grupie były łączone, aby uzyskać próbki kontroli jakości (QC).
Po wykryciu metabolitów w próbkach surowicy obu grup, surowe dane ze spektrometrii mas zostały przetworzone przez dedykowane oprogramowanie do automatycznego wykrywania, ekstrakcji szczytów, wyrównywania i integracji, co dało ustrukturyzowaną macierz danych cech spektralnych jonów. Wykryte cechy spektralne zostały porównane z ugruntowanymi bibliotekami spektralnymi metabolomiki, aby zidentyfikować metabolity pochodzące z TFRD, które weszły w obieg systemowy. Niezidentyfikowane cechy oraz te zawierające nadmierne braki wartości zostały usunięte z zbioru danych. Kuratorowany zbiór danych został ponownie zindeksowany i ustrukturyzowany w standaryzowanym formacie40.
Różnicowanie ekspresji metabolitów między tymi dwoma grupami oceniano poprzez obliczenie zarówno zmiany fałdowania (FC, wyrażonej jako stosunek między grupami), jak i istotności statystycznej (wartość p). Metabolity spełniające próg |log₂FC| ≥ 1 i P < 0,05 zostały zdefiniowane jako różnicowo ekspresowane metabolity (DEM). Wyniki przesiewania zostały wizualnie podsumowane metodami takimi jak wykresy wulkaniczne. Przesiewane różnicowe metabolity zostały następnie zaimportowane do bazy danych PubChem, aby uzyskać ich kanoniczne identyfikatory (CID)41. Odpowiadające im identyfikatory KEGG były następnie pozyskiwane na podstawie CID. Na koniec identyfikatory KEGG zostały zaimportowane do platformy analizy metabolomiki, aby przeprowadzić analizę wzbogacenia szlaków metabolicznych i zidentyfikować szlaki sygnalizacyjne istotnie powiązane z DEM-ami.
ELISA
Próbki tkanki maziowej były szybko zamrażane w ciekłym azocie i rozdrobnione na drobny proszek. Około 100 mg proszku zostało zważone za pomocą precyzyjnej wagi elektronicznej, wymieszane z 1 mL lodowatego PBS i ujednoliczone na lodzie za pomocą szklanego homogenizatora. Homogenat był wirowany w 10 000 × g przez 5 minut w temperaturze 4 °C, a supernatant pobierano do późniejszego wykrywania ELISA. Przed analizą zestaw ELISA został pozostawiony do temperatury pokojowej przez 30 minut. Wszystkie odczynniki, w tym standardy rozcieńczone seryjne, bufor do płukania, roztwór roboczy znakowany biotyną oraz roztwór sprzężony enzymatycznie, zostały przygotowane zgodnie z zaleceniami producenta. Następnie do wyznaczonych dołków mikropłyty powlekanej wcześniej dodano 100 μL standardów o różnych stężeniach i próbkach. Płytka była uszczelniana i inkubowana w temperaturze 37 °C przez 90 minut. Po inkubacji zawartość została wyrzucona, a studnie myto czterokrotnie. Następnie do każdego dołku dodawano 100 μL biotinylowanego roztworu roboczego przeciwciał, następnie inkubowano w temperaturze 37 °C przez 60 minut i kolejny etap płukania. Następnie wprowadzono 100 μL enzymatycznego sprzężonego roztworu roboczego, a płytkę inkubowano w 37 °C przez 30 minut, po czym przeprowadzono dodatkowe płukanie. Następnie dodano chromogeniczne podłoże, a płytka była inkubowana w ciemności w temperaturze 37 °C przez 10 minut. Reakcję zakończono dodaniem 100 μL roztworu stopowego, a absorpcję zmierzono na poziomie 450 nm za pomocą czytnika mikropłytek. Skonstruowano krzywą standardową, dopasowując wartości gęstości optycznej (OD) standardów do ich odpowiadających im stężeń, a stężenia próbek zostały odpowiednio obliczone.
Western blot
Tkanki błonowe były szybko zamrażane i mechanicznie mielone na drobny proszek. Odmierzona część proszku została zlikwidowana w odpowiedniej objętości lodowatego buforu RIPA wzbogaconego o inhibitory proteazy i fosfatazy (1:100, v/v), po czym nastąpiła inkubacja na lodzie przez 30 minut. Lizaty były następnie wirowane w 10 000 × g przez 5 minut w temperaturze 4 °C, a supernatanty były starannie zbierane. Stężenia białek zostały zmierzone ilościowo za pomocą testu BCA, a wszystkie próbki zostały dostosowane do równych stężeń z buforem RIVA. Białka były rozdzielane za pomocą SDS-PAGE i przekazywane na błony PVDF. Błony były blokowane, a następnie inkubowane z przeciwciałami pierwotnymi (rozcieńczenie 1:1000), a następnie przeciwciałami wtórnymi (rozcieńczenie 1:5000). Sygnały białkowe były wizualizowane za pomocą systemu detekcji ECL, a intensywności pasm określano za pomocą oprogramowania Image Lab (wersja 5.2.1). Względne poziomy ekspresji zostały znormalizowane względem β-aktyny.
Analiza statystyczna
Analizy statystyczne przeprowadzano za pomocą oprogramowania SPSS (wersja 20.0). Dane przedstawiane są jako średnia ± odchylenie standardowe (SD). Do porównań między wieloma grupami zastosowano jednokierunkową analizę wariancji (ANOVA), gdy spełniono założenie jednorodności wariancji, a następnie test LSD dla porównań parowych po hoc. Jeśli wariancja jednorodności nie została spełniona, przeprowadzano ANOVA Welcha, a następnie test T3 Dunnetta dla wielu porównań. Wartość p < 0,05 uznano za istotną statystycznie.