Protokół ten opisuje podejście biologicznie precyzyjnego dostrojenia fibryny bogatej w płytki krwi poprzez wzbogacenie kobalaminą i alfa-tokoferolem przed wirowaniem, umożliwiając kontrolowaną modulację czynnika wzrostu i uwalniania cytokin w warunkach in vitro .
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł badawczy
Wzbogacenie fibryny bogatopłytkowej z wykorzystaniem kobalaminy i alfa-tokoferolu do modulacji uwalniania czynnika wzrostu
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Fibryna bogatopłytkowa (PRF) to autologiczny biomateriał szeroko stosowany w stomatologii regeneracyjnej ze względu na swoją biokompatybilność i długotrwałe uwalnianie czynników wzrostu. Najnowsze badania przesunęły się w kierunku biologicznej modulacji PRF, aby poprawić jego właściwości regeneracyjne bez zmiany podstawowych zasad przygotowania. Niniejsze badanie przedstawia protokół biologicznego dostrojenia PRF poprzez wzbogacenie kobalaminą i alfa-tokoferolem przed wirowaniem oraz ocenia ich wpływ na czynnik wzrostu i prozapalne uwalnianie cytokin w warunkach in vitro . Próbki krwi obwodowej pobrane od zdrowych ochotników były przetwarzane za pomocą stałego protokołu wirowania. Kobalamina lub alfa-tokoferol była dodawana do krwi pełnej przed wirowaniem, aby uzyskać bioaktywnie zmodyfikowane macierze PRF. Profile uwalniające czynnika wzrostu pochodzącego z płytek krwi (PDGF), transformującego czynnika wzrostu-β1 (TGF-β1), czynnika wzrostu śródbłonka naczyniowego (VEGF), insulinopodobnego czynnika wzrostu-1 (IGF-1), czynnika wzrostu fibroblastów-2 (FGF-2), interleukiny-1β (IL-1β) oraz czynnika martwicy nowotworów-α (TNF-α) zostały zmierzone w ciągu 24 i 72 godzin za pomocą enzymatycznego immunosorbentu. Wzbogacony w kobalaminę PRF wiązał się ze znaczącymi różnicami międzygrupowymi w poziomach TGF-β1 oraz zmniejszonym uwalnianiem cytokin prozapalnych, co wskazuje na przesunięcie w kierunku bardziej korzystnego mikrośrodowiska regeneracyjnego. Natomiast wzrosty zaobserwowane w FGF-2 i IGF-1 były zależne od czasu i wykryte we wszystkich grupach, bez wykazania specyficznego efektu kobalaminowego. PRF wzbogacony w alfa-tokoferol wykazał selektywny wzrost uwalniania VEGF, co sugeruje potencjalny wpływ proangiogenny. Wyniki te pokazują, że ukierunkowane wzbogacenie witamin umożliwia kontrolowaną modulację bioaktywności PRF, zachowując jednocześnie jego autologiczny i wolny od antykoagulantów charakter. Protokół ten dostarcza praktycznych ram do biologicznego dostrojenia PRF i wspiera jego zastosowanie jako regulowanej platformy regeneracyjnej dla przyszłych zastosowań translacyjnych i klinicznych.
Wprowadzenie
Fibryna bogatopłytkowa (PRF) to drugie pokolenie autologicznych koncentratów płytek krwi, szeroko przyjęty w periodontologii, stomatologii implantologicznej oraz chirurgii jamy ustnej ze względu na swoją biokompatybilność, łatwość przygotowania oraz zdolność do długotrwałego uwalniania czynników wzrostu 1,2. PRF uzyskuje się przez wirowanie krwi pełnej bez użycia antykoagulantów lub aktywatorów egzogennych, co skutkuje trójwymiarową matrycą fibryną, która zatrzymuje płytki krwi i leukocyty. Te składniki komórkowe pełnią funkcję endogennych rezerwuarów czynników wzrostu, w tym czynnika wzrostu pochodzącego z płytek krwi (PDGF), transformującego czynnika wzrostu-β1 (TGF-β1), czynnika wzrostu śródbłonka naczyniowego (VEGF), insulinopodobnego czynnika wzrostu-1 (IGF-1) oraz czynnika wzrostu fibroblastów-2 (FGF-2), które wspólnie regulują angiogenezę, migrację komórek, proliferację oraz przebudowę macierzy zewnątrzkomórkowej podczas regeneracji tkanek 3,4.
Poza składem biologicznym, regeneracyjne właściwości PRF są silnie kształtowane przez architekturę sieci fibrynowej oraz aktywność biologiczną jego składników komórkowych. Z tego powodu ostatnie badania wykraczają poza konwencjonalne protokoły przygotowawcze i zaczynają konceptualizować PRF jako biologicznie regulowany system nośny, a nie pasywny rusztowanie 5,6. Strategie modyfikacji strukturalnej, takie jak włączenie biomateriałów, w tym kwasu hialuronowego i kolagenu, wykazały, że właściwości fizyczne i mechaniczne PRF mogą ulegać zmianie, prowadząc do zmian w organizacji fibryny, stabilności mechanicznej oraz kinetyce czynnika wzrostu7. Te ustalenia przyczyniły się do rosnącej liczby dowodów potwierdzających zdolność PRF do specyficznych potrzeb regeneracyjnych.
Równolegle z podejściami opartymi na biomateriałach, wzbogacanie witaminowe stało się biologicznie istotną strategią modulowania bioaktywności PRF. Witaminy są znane z regulacji podstawowych procesów komórkowych, takich jak metabolizm, równowaga redoks, synteza kolagenu, angiogeneza oraz sygnalizacja zapalna. W szczególności witaminy takie jak kwas askorbinowy, cholecalciferol, kobalamina i alfa-tokoferol wpływają na zachowanie komórkowe i gojenie tkanek poprzez wyraźne szlaki molekularne8. Wcześniejsze badania in vitro wykazały, że formuły PRF wzbogacone w witaminy mogą modulować profile uwalniania czynników wzrostu, ekspresję cytokin zapalnych oraz biomechaniczne cechy matrycy fibryny, co wskazuje, że suplementacja witamin stanowi skuteczny sposób biologicznej modyfikacji PRF bez zmiany jego autologicznego charakteru9.
Kobalamina (witamina B12) i alfa-tokoferol (witamina E) są niezbędnymi mikroskładnikami zaangażowanymi w kluczowe procesy biologiczne istotne dla homeostazy i naprawy tkanek. Witamina B12 odgrywa kluczową rolę w syntezie kwasów nukleinowych, przemianie komórkowej i erytropoezie, a jej niedobór wiąże się ze zmianami w jamie śluzowej jamy ustnej oraz rozkładem tkanek przyzębia10,11. Witamina E działa jako silny antyoksydant, ograniczający peroksydację lipidów, redukujący stres oksydacyjny oraz przyczyniający się do stabilizacji kolagenu i modulacji odpowiedzi zapalnych12,13. Co ważne, choć niniejsze prace opierają się na wcześniejszych badaniach dotyczących różnych biologicznych i fizjologicznych modulatorów PRF, obecne badanie wprowadza odrębny protokół szczególnie wzbogacający kobalaminą i alfa-tokoferolem przed wirowaniem. W związku z tym celem tego badania jest opisanie powtarzalnego protokołu przygotowania PRF wzbogaconego w kobalaminę i alfa-tokoferol oraz ocena wpływu tego bioaktywnego podejścia do precyzyjnego dostrojenia na czynniki wzrostu i prozapalne uwalnianie cytokin w warunkach in vitro.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Niniejsze badanie eksperymentalne zostało przeprowadzone zgodnie z zasadami etycznymi określonymi w Deklaracji Helsińskiej i uzyskało zatwierdzenie Komisji Etyki Badań Klinicznych Uniwersytetu Çukurova (nr zatwierdzenia: 139/25; data: 8go grudnia 2023 r.). Przed przystąpieniem do badania wszyscy uczestnicy zostali poinformowani o procedurach badawczych, a od każdego z nich uzyskano pisemną świadomą zgodę. Wszystkie procedury z wykorzystaniem ludzkich próbek krwi zostały przeprowadzone zgodnie z instytucyjnymi przepisami dotyczącymi bezpieczeństwa biologicznego. Przez cały proces eksperymentalny stosowano odpowiednie środki ochrony indywidualnej (PPE), w tym rękawiczki, maseczki i fartuchy laboratoryjne. Materiały biologiczne przetwarzano z zachowaniem technik aseptycznych, a wszystkie odpady utylizowano zgodnie z ustalonymi protokołami zarządzania materiałami niebezpiecznymi biologicznie. Wszystkie odczynniki, materiały zużywalne i sprzęt wykorzystane w tym badaniu są wymienione w Tabeli materiałów, wraz z danymi producentów i odpowiednimi specyfikacjami w celu zapewnienia powtarzalności.
1. Wybór uczestników
Uczestników zrekrutowano spośród zdrowych systemowo osób dorosłych w wieku od 20 do 30 lat, które wykazały odpowiednią zgodność z procedurami badania. Osoby z historią chorób systemicznych, zaburzeń hematologicznych lub schorzeniami znanymi z wpływu na funkcję płytek krwi lub gojenie ran nie zostały uznane za kwalifikujące się. Dodatkowe kryteria wykluczenia obejmowały ciążę lub laktację, aktualne palenie tytoniu, niedawną infekcję, znaną nadwrażliwość na kobalaminę lub alfa-tokoferol oraz stosowanie suplementów witaminowych lub leków, które mogłyby wpływać na aktywność płytek krwi w ciągu poprzednich sześciu miesięcy. Aby zmniejszyć zmienność biologiczną, do badania zakwalifikowano wyłącznie ochotników z prawidłowymi wynikami podstawowymi badań hematologicznych, a wszyscy uczestnicy zostali ocenieni przed włączeniem, aby zapewnić odpowiednie warunki do przygotowania PRF. Jako wstępne eksploracyjne badanie kliniczne, w niniejszej pracy zastosowano wielkość próby opartą na wykonalności i dostępności kwalifikujących się uczestników w okresie trwania badania; przeanalizowano próbki od dwunastu uczestników.
2. Pobieranie krwi i przydział do grup
Krew żylna obwodowa została pobrana od każdego uczestnika do szklanych probówek o pojemności 10 mL bez dodatków w warunkach aseptycznych. Od każdego uczestnika pobrano łącznie pięć probówek. Jedną probówkę przeznaczono do analizy morfologii krwi, a drugą do oznaczenia wyjściowego poziomu kobalaminy i alfa-tokoferolu w surowicy. Pozostałe trzy probówki przeznaczono do przygotowania fibryny bogatopłytkowej (PRF). Spośród nich jedna stanowiła grupę kontrolną PRF bez żadnych dodatków, do jednej dodano kobalaminę (1 mL) przed wirowaniem w celu uzyskania PRF wzbogaconej kobalaminą, a do jednej dodano alfa-tokoferol (0,5 mL) przed wirowaniem w celu uzyskania PRF wzbogaconej alfa-tokoferolem. Kobalaminę podano w postaci sterylnego roztworu do wstrzykiwań (1000 µg/mL), a alfa-tokoferol zastosowano w formie ampułkowej (2 mL). Wszystkie próbki przetworzono natychmiast po pobraniu krwi, aby uniknąć przedwczesnej koagulacji.
3. Przygotowanie PRF
Próbki krwi żylnej obwodowej pobrano od każdego uczestnika do sterylnych, szklanych probówek bez przeciwkrzepliwa. Bezpośrednio po pobraniu probówki umieszczono w wirówce i poddano procesowi wirowania bez zwłoki, aby zapobiec przedwczesnemu krzepnięciu. Wirowanie przeprowadzono z prędkością 2700 rpm (708 × g) przez 12 min (w temperaturze pokojowej) przy użyciu rotora z kątem stałym. Po zakończeniu wirowania zaobserwowano trzy wyraźne warstwy: dolną frakcję erytrocytów, górną warstwę osocza ubogiego w płytki krwi oraz pośredni skrzep fibrynowy stanowiący fibrynę bogatopłytkową (PRF). Skrzep PRF ostrożnie oddzielono od warstwy erytrocytów za pomocą sterylnych narzędzi i wyizolowano do dalszej obróbki. W celu przygotowania grup wzbogaconego PRF, wyznaczone dodatki wprowadzono do próbek krwi bezpośrednio przed wirowaniem w warunkach standaryzowanych. Podejście to umożliwiło włączenie związków bioaktywnych do powstającej macierzy fibrynowej podczas tworzenia się skrzepu (Rycina 1).
Rycina 1: Schemat blokowy przedstawiający protokół metodologiczny pozyskiwania próbek PRF. Do próbek krwi przed wirowaniem dodano 1 mL kobalaminy (A) oraz 0.5 mL alfa-tokoferolu (B). Uzyskane próbki PRF w probówkach (C) oraz po oddzieleniu od warstwy erytrocytów (D). Końcowy PRF wzbogacony kobalaminą (E) oraz PRF wzbogacony alfa-tokoferolem (F). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
4. Inkubacja próbek PRF in vitro
Każdy skrzep PRF przeniesiono do sterylnej probówki i dodano pożywkę do hodowli komórkowych w zestandaryzowanym stosunku 1 mL na 1 g skrzepu (1:1, v/w), aby zapewnić spójne środowisko dyfuzyjne dla wszystkich próbek. Probówki umieszczono na wytrząsarce orbitalnej i inkubowano w temperaturze 37 °C przez łącznie 72 h, aby umożliwić stopniowe uwalnianie czynników wzrostu i cytokin z macierzy PRF. Nadpłyny pobrano po 24 h i 72 h, przeniesiono do sterylnych mikroprobówek i przechowywano w temperaturze −80 °C do czasu dalszej analizy. Pożywkę do hodowli komórkowych stosowano bez suplementacji surowicą, aby uniknąć interferencji ze strony egzogennych czynników wzrostu i upewnić się, że wszystkie zmierzone biomolekuły pochodziły wyłącznie z macierzy PRF.
5. Analiza ELISA czynników wzrostu
Stężenia czynnika wzrostu pochodzenia płytkowego (PDGF), transformującego czynnika wzrostu-β1 (TGF-β1), czynnika wzrostu śródbłonka naczyniowego (VEGF), insulinopodobnego czynnika wzrostu-1 (IGF-1), czynnika wzrostu fibroblastów-2 (FGF-2), interleukiny-1β (IL-1β) oraz czynnika martwicy nowotworu-α (TNF-α) w zebranych supernatantach oznaczono ilościowo przy użyciu zestawów do testu ELISA zgodnie z instrukcjami producentów. Wartości absorbancji zmierzono przy 450 nm za pomocą czytnika mikropłytek, a stężenia analitów obliczono na podstawie standardowych krzywych kalibracyjnych.
6. Analiza statystyczna
Analizy statystyczne wykonano przy użyciu programu IBM SPSS Statistics for Windows (wersja 20.0). Dane przedstawiono jako średnia ± odchylenie standardowe oraz mediana (minimum–maksimum), w zależności od potrzeb. Normalność rozkładu danych oceniono za pomocą testu Shapiro–Wilka. Porównania wewnątrzgrupowe między punktami czasowymi przeprowadzono za pomocą sparowanego testu t-Studenta lub testu znaków Wilcoxona, natomiast porównania międzygrupowe wykonano przy użyciu analizy wariancji z powtarzanymi pomiarami lub testu Friedmana, w zależności od potrzeb. Wartość p <0,05 uznano za istotną statystycznie.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
U wszystkich uczestników osiągnięto pomyślne przygotowanie fibryny bogatej w płytki krwi (PRF) wzbogaconej w kobalaminę oraz wzbogaconej w alfa-tokoferol. Badanie makroskopowe potwierdziło powstawanie dobrze zorganizowanych skrzepów PRF z zachowaną integralnością fibryny i wystarczającą stabilnością mechaniczną, co umożliwiło standaryzowane przetwarzanie, inkubację oraz późniejsze analizy biochemiczne (Tabela 1).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Niniejsze badanie wykazuje, że fibryna bogatopłytkowa (PRF) może być biologicznie dostrojona poprzez ukierunkowane wzbogacenie kobalaminą i alfa-tokoferolem przed wirowaniem, co skutkuje wyraźną i powtarzalną modulacją profili czynników wzrostu i cykli uwalniania cytokin. Te odkrycia wzmacniają ewoluującą koncepcję, że PRF to nie tylko pasywna autologiczna konstrukcja, lecz biologicznie responsywna matryca, której zachowania regeneracyjne można regulować poprzez starannie dobrane interwencje bioaktywne bez zmiany podstaw...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Alfa-Tokoferol (witamina E) | AKSU FARMA, Stambuł, Turcja | A11HA03 | Ampułka EVIGEN 2 mL |
| Wirówka (40 stopni; wirnik o stałym kącie) | Proces PRF, Nicea, Francja | 913023410238 | Duo Centrifuge |
| Kobalamina (witamina B12) | DEVA HOLDING, Stambuł, Turcja | B03BA01 | Ampułka DODEX 1000 mcg/mL i nbsp; |
| Lampy Eppendorfa | Axygen | PCR-02-C | 200 sztuk |
| Szklane probówki do pobierania krwi | Hema & Metro (Stambuł, Turcja) | HNM8080 | (10 mL) Brak antykoagulantu |
| Rozwiązanie HRP | Zawarte w zestawie ELISA | ||
| Ludzki zestaw ELISA - FGF | Wuhan Fine Biotech | EH0541 | Fine Test |
| Ludzki zestaw ELISA - IGF-1 | Wuhan Fine Biotech | ER0030 | Dobre Test |
| Ludzki zestaw ELISA - PDGF | Wuhan Fine Biotech | ER1240 | Dobre Test |
| Ludzki zestaw ELISA - TGFβ-1 | Wuhan Fine Biotech | EH0287 | Fine Test |
| Ludzki zestaw ELISA - VEGF | Wuhan Fine Biotech | EH0327 | Fine Test |
| Ludzki IL-1β Zestaw ELISA | Wuhan Fine Biotech | EH0185 | Fine Test |
| Ludzki TNF i alfa; Zestaw ELISA | Wuhan Fine Biotech | EH0302 | Fine Test |
| Mikropipety i mikropipety Porady | Eppendorf | 3123000063 | 1 Zestaw |
| Czytnik mikropłyt | Biochrome | EZ Read 400 | 450 nm |
| Orbital Shaker | Stuart | SSM3 | Mini Gyro-Rocke |
| Skala precyzyjna | Sartorius | H51-D | 1 element |
| Medium do hodowli komórek RPMI-1640 | HyClone, Cytiva, USA | SH30027.01 | 500 mL |
| Nożyczki sterylne | ASA Dental (Stambuł, Turcja) | 0305-1 | 1 element |
| Rozwiązanie Stop | Zawarte w zestawie ELISA | ||
| Roztwór podłoża | Zawarte w zestawie ELISA | ||
| Bufor płukania | Zawarte w zestawie ELISA |
Bibliografia
- Dohan, D. M., Choukroun, J., Diss, A., Dohan, S. L., Dohan, A. J. J., et al. Platelet-rich fibrin (PRF): a second-generation platelet concentrate. Part I: technological concepts and evolution. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod. 101 (3), e37-e44 (2006).
- Miron, R. J., Zucchelli, G., Pikos, M. A., Salama, M., Lee, S., et al. Use of platelet-rich fibrin in regenerative dentistry: a systematic review. Clin Oral Investig. 21 (6), 1913-1927 (2017).
- Kobayashi, E., Flückiger, L., Fujioka-Kobayashi, M., Sawada, K., Sculean, A., et al. Comparative release of growth factors from PRP, PRF, and advanced-PRF. Clin Oral Investig. 20 (9), 2353-2360 (2016).
- Choukroun, J., Diss, A., Simonpieri, A. Platelet-rich fibrin (PRF): a second-generation platelet concentrate. Part IV: clinical effects on tissue healing. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod. 101 (3), e56-e60 (2006).
- Miron, R. J., Fujioka-Kobayashi, M., Bishara, M., Zhang, Y., Hernandez, M., Choukroun, J. Platelet-rich fibrin and soft tissue wound healing: a systematic review. Tissue Eng Part B Rev. 23 (1), 83-99 (2017).
- Ghanaati, S., Booms, P., Orlowska, A., Kubesch, A., Lorenz, J., et al. Advanced platelet-rich fibrin: a new concept for cell-based tissue engineering by means of inflammatory cells. J Oral Implantol. 40 (6), 679-689 (2014).
- Demirbilek, F., Alkaya, B., Ucak Turer, O., Yilmaz, M. B., Haytac, M. C., Ozcan, M. Enhancing platelet-rich fibrin: influence of hyaluronic acid and collagen on growth factor release and biomechanical properties in vitro. J Vis Exp. (222), e68693 (2025).
- Fawzy El-Sayed, K. M., Cosgarea, R., Sculean, A., Doerfer, C. Can vitamins improve periodontal wound healing/regeneration?. Periodontol 2000. 94 (1), 539-602 (2024).
- Ozcan, M., Topcu, B. E., Alkaya, B., Yilmaz, M. B., Ucak Turer, O., Haytac, M. C. Effects of ascorbic acid and cholecalciferol on growth factor release, cytokines, and biomechanical properties of platelet rich fibrin: in vitro. study. BMC Oral Health. 26 (1), 262 (2026).
- Kozlak, S. T., Walsh, S. J., Lalla, R. V. Reduced dietary intake of vitamin B12 and folate in patients with recurrent aphthous stomatitis. J Oral Pathol Med. 39 (5), 420-423 (2010).
- Alekhya, K., Muppirala, S. Oral manifestations of vitamin B12 (cobalamin) deficiency: a review. Int Healthc Res J. 3 (1), 9-15 (2019).
- Pavithra, R., Ramaprabha, G., Rajasekar, S., Lakshmi Sree, S. Vitamin deficiency and periodontal disease: a tie-in relationship. Sch J Appl Med Sci. 5 (1A), 74-81 (2017).
- Singh, N., Chander Narula, S., Kumar Sharma, R., Tewari, S., Kumar Sehgal, P. Vitamin E supplementation, superoxide dismutase status, and outcome of scaling and root planing in patients with chronic periodontitis: a randomized clinical trial. J Periodontol. 85 (2), 242-249 (2014).
- Miron, R. J., Fujioka-Kobayashi, M., Sculean, A., Zhang, Y. Optimization of platelet-rich fibrin. Periodontol 2000. 94 (1), 79-91 (2024).
- Miron, R. J., Estrin, N. E., Ahmad, P., Farshidfar, N., Fujioka-Kobayashi, M., et al. Thirty years of autologous platelet concentrates: from platelet-rich plasma to platelet-rich fibrin. J Periodontal Res. , (2025).
- Caruana, A., Savina, D., Macedo, J. P., Soares, S. C. From platelet-rich plasma to advanced platelet-rich fibrin: biological achievements and clinical advances in modern surgery. Eur J Dent. 13 (2), 280-286 (2019).
- Pietruszka, P., Chruścicka, I., Duś-Ilnicka, I., Paradowska-Stolarz, A. PRP and PRF-subgroups and divisions when used in dentistry. J Pers Med. 11 (10), 944 (2021).
- Dohan Ehrenfest, D. M., Bielecki, T., Jimbo, R., Barbé, G., Del Corso, M., et al. Do the fibrin architecture and leukocyte content influence the growth factor release of platelet concentrates? An evidence-based answer comparing a pure platelet-rich plasma (P-PRP) gel and a leukocyte- and platelet-rich fibrin (L-PRF). Curr Pharm Biotechnol. 13 (7), 1145-1152 (2012).
- Schär, M. O., Diaz-Romero, J., Kohl, S., Zumstein, M. A., Nesic, D. Platelet-rich concentrates differentially release growth factors and induce cell migration in vitro. Clin Orthop Relat Res. 473 (5), 1635-1643 (2015).
- Isobe, K., Watanebe, T., Kawabata, H., Kitamura, Y., Okudera, T., et al. Mechanical and degradation properties of advanced platelet-rich fibrin (A-PRF), concentrated growth factors (CGF), and platelet-poor plasma-derived fibrin (PPTF). Int J Implant Dent. 3 (1), 17 (2017).
- El Bagdadi, K., Kubesch, A., Yu, X., Al-Maawi, S., Orlowska, A., et al. Reduction of relative centrifugal forces increases growth factor release within solid platelet-rich-fibrin (PRF)-based matrices: a proof of concept of LSCC (low speed centrifugation concept). Eur J Trauma Emerg Surg. 45 (3), 467-479 (2019).
- Yaşar, N. &. #. 1. 9. 9. ;., Ünsal, G., Kocaelli, H. A., Orhan, K., Sağ, F. B. Comparative analysis of local application of titanium-platelet rich fibrin (T-PRF) and leukocyte-platelet rich fibrin (L-PRF) in bone defect healing: a micro-CT and histopathological study in rabbit models. Microsc Res Tech. 88 (7), 2073-2084 (2025).
- O'Leary, F., Samman, S. Vitamin B12 in health and disease. Nutrients. 2 (3), 299-316 (2010).
- Traber, M. G., Atkinson, J. Vitamin E, antioxidant and nothing more. Free Radic Biol Med. 43 (1), 4-15 (2007).
- Ozcan, M., Arçay Polat, G., Alkaya, B., Uçak Türer, O., Yilmaz, M. B., Haytac, M. C. Evaluation of circadian variation in growth factors of platelet-rich fibrin: a pilot study. J Vis Exp. (224), e68902 (2025).
- Ozcan, M., Ciritci Kabaklı, S., Alkaya, B., Isler, S. C., Ucak Turer, O., Oksuz, H., et al. The impact of local and systemic penicillin on antimicrobial properties and growth factor release in platelet-rich fibrin: in vitro. study. Clin Oral Investig. 28 (1), 61 (2024).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.