Rekrutacja osób badanych
Pacjenci z ostrym urazem kręgosłupa (n = 300) leczeni w szpitalu od stycznia 2023 do maja 2025 roku zostali wybrani i sklasyfikowani w grupie całkowitego uszkodzenia rdzenia kręgowego (CSCI) (stopień A, n = 98), grupie niecałkowitego uszkodzenia rdzenia kręgowego (ISCI) (stopnie B, C i D; n = 95) oraz grupie z normalną funkcją neurologiczną (NNF) (stopień E, n = 107) zgodnie ze skalą upośledzenia American Spinal Injury Association (klasyfikacja AIS). Dla pacjentów z grupy NNF radiologiczne dowody na USK, takie jak obrzęk, stłuczenie lub ucisk, potwierdzono za pomocą obrazowania rezonansem magnetycznym (MRI), ale nie wykazano żadnych deficytów czuciowych czy ruchowych. Kolejnych 90 zdrowych uczestników rekrutowanych w tym samym okresie wybrano jako grupę kontrolną. Kryteriami włączenia były: (1) rozpoznanie USK potwierdzone obrazowaniem (MRI lub CT), zgodnie z uznanymi wytycznymi dotyczącymi zarządzania klinicznego16; (2) uraz poniesiony w ciągu 24 godzin przed przyjęciem do szpitala; oraz (3) pełnoletni uczestnicy z pełnymi danymi klinicznymi. Kryteriami wykluczenia były: (1) historia wcześniejszej operacji związanej z złamaniem czy USK; (2) ciężka choroba tętnic wieńcowych lub istotna choroba układu krążenia i oddechowego; (3) ostra ciężka urazowa choroba czaszkowo-mózgowa; oraz (4) złośliwe guzy, choroby układu krążenia/mózgowo-naczyniowych lub choroby układu odpornościowego. Zgoda na przeprowadzenie tej badania została uzyskana od Komitetu Etycznego Czwartego Szpitala Ludowego w Shenzhen, a pacjenci zgodzili się na udział w badaniu. Zastosowane w badaniu procedury zgodne były z zasadami Deklaracji Helsińskiej.
Zbieranie próbek
Próbki krwi żylnej (5 ml) pobrano od uczestników podczas przyjęcia za pomocą rurek z separatorem surowicy w ciągu 24 godzin po urazie. Krew pozostawiono do zakrzepania w temperaturze pokojowej przez 30 min, a następnie wyśrodkowano w temperaturze 4 °C z prędkością 3000 x g przez 10 min. Surowica nadstanowa została starannie oddzielona, podzielona na części i przechowywana w temperaturze -80 °C do dalszej analizy.
Hodowla komórek i indukcja LPS
Komórki rakomochromocytomu szczura (PC-12) i komórki mikrogleju mysiego (BV-2) hodowano w pożywce Dulbecco’s zmodyfikowanej dla orła, uzupełnionej o 10% surowicy płodowej wołowej, w temperaturze 37 °C. Aby stworzyć in vitro modele uszkodzenia zapalnego, komórki PC-12 i BV-2 były eksponowane na działanie lipopolisacharydu (LPS) w stężeniach 0, 1, 5 i 10 μg/ml przez 12 godzin17. Każde stężenie było testowane w trzech niezależnych replikowanych biologii.
RT-qPCR
Całkowite RNA zostało izolowane z próbek za pomocą protokołu ekstrakcji fenol-chloroformowej, a następnie wytrącono za pomocą izopropanolu. Czystość RNA oceniono za pomocą spektrofotometrii, a próbki o stosunku A260/280 nm w zakresie 1,8–2,1 wykorzystano do dalszej analizy. RNA została odwrotnie transkrybowana na cDNA zgodnie z protokołem zestawu do odwrotnej transkrypcji, a uzyskany cDNA został użyty jako szablon dla reakcji RT-qPCR z mieszanką SYBR Green na urządzeniu PCR. Gliceraldehydo-3-fosforan dehydrogenaza (GAPDH) została użyta jako gen referencyjny dla CASC11 i SPP1 mRNA, a mała nuklearna RNA (U6) została użyta jako gen referencyjny dla miR-130b-5p. Dla próbek surowicy syntetyczne cel-miR-39 zostało dodane do surowicy przed wyekstrahowaną RNA w celu kontroli zmian w odzyskiwaniu RNA. Pierwszare to: CASC11 do przodu 5'-ACCCTATGGAGAACCGAGAC-3' i odwrotnie 5'-GAGGACCAACTCAGTAGGAAAT-3'; miR-130b-5p do przodu 5'-ATCCATGGTTGAGCTTCCCG-3' i odwrotnie 5'-TAGTGCAACCTCGTCAGAGC-3'; i SPP1 mRNA do przodu 5'-GTTAAACAGGCTGATTCTGG-3' i odwrotnie 5'-CATGGTCATCATCATCTTCA-3'. Ekspresję obliczono za pomocą metody 2-ΔΔCt. Każda reakcja RT-qPCR była przeprowadzana w trzech technicznych replikowanych z trzema biologicznymi replikowanymi.
Transfekcja
Wyciszenie CASC11 (si-CASC11), naśladownik/inhibitor miR-130b-5p, nadekspresja plazmidu SPP1 (ov-SPP1) i ich odpowiednie kontrole negatywne (NC) zostały syntetyzowane i przetransfekowane do komórek PC-12 i BV-2 za pomocą reagentu transfekcyjnego. Skuteczność transfekcji oceniono 48 godzin po transfekcji w trzech niezależnych replikowanych biologii.