Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

System mikrofluidyczny do modelowania dysfunkcji endotelialnych w warunkach połączonego fizjologicznego pulsującego stresu ścinającego i oscylacyjnej hiperglikemii

282 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/71037

⸱

12 maja 2026

 ,  ,  , 
1Institute of Cardio-Cerebrovascular Medicine, Central Hospital of Dalian University of Technology, 2School of Mechanical Engineering, Dalian University of Technology, 3School of Biomedical Engineering, Faculty of Medicine, Dalian University of Technology, 4Key Laboratory of Integrated Circuit and Biomedical Electronic System, Dalian University of Technology

W tym artykule

Podsumowanie

Przedstawiamy tutaj protokół do wytworzenia i obsługi układu mikrofluidalnego, który naraża komórki śródbłonka na zsynchronizowany oscylatorny hiperglikemię i pulsujące naprężenia ścinające. Takie podejście zapewnia fizjologicznie istotny in vitro model do badania cukrzycowej dysfunkcji śródbłonka. Ten protokół umożliwia ilościowe pomiary stresu oksydacyjnego i reakcji komórek śródbłonka.

Streszczenie

Niedostateczność śródbłonka w powikłaniach naczyniowych cukrzycy obejmuje złożone interakcje między zaburzeniami metabolicznymi, szczególnie oscylującym poziomem glukozy (OG) i pulsującym stresem ścinającym (PSS). Chociaż czynniki te były badane osobno, konwencjonalne modele nadal ograniczają się do statycznego wysokiego poziomu glukozy lub uproszczonego laminarnego przepływu, nie mając zdolności do naśladowania zintegrowanego czasoprzestrzennego sprzężenia występującego w naczyniach krwionośnych osób z cukrzycą. Dzięki wykorzystaniu programowalnej platformy mikrofluidalnej, ten protokół zapewnia cenne narzędzie do badania zintegrowanych efektów zsynchronizowanej oscylującej hiperglikemii i fizjologicznego PSS na komórkach śródbłonka. Ten protokół ma na celu modelowanie niedostateczności śródbłonka w warunkach fizjologicznie istotnego sprzężenia metabolicznego i mechanicznego. Zastosowanie chipu z polidimetylosilokanu (PDMS) w połączeniu z systemem sterowania napędzanym ciśnieniem pozwala na precyzyjną, niezależną modulacje wzorców przepływu i profili stężenia glukozy. Wiarygodność hemodynamiczna systemu jest zweryfikowana przez Mikro-PIV (Mikro-Przepływomierz Obrazowy Cząstek), podczas gdy reakcja komórkowa jest ilościowo charakteryzowana poprzez monitorowanie poziomu reaktywnych form tlenu (ROS) wewnątrzkomórkowych i żywotności komórek. Wyniki reprezentatywne pokazują, że fizjologiczny PSS skutecznie łagodzi uszkodzenie oksydacyjne indukowane przez OG. Efekt ten jest wykazany poprzez zmniejszenie poziomu ROS wewnątrzkomórkowych i poprawę żywotności komórek w warunkach połączonej stymulacji. W zależności od pytania badawczego, parametry takie jak wzorce stresu ścinającego, częstotliwości oscylacji glukozy i geometrie kanałów mogą być dostosowane. Ta metoda służy jako wszechstronne narzędzie do badań mechanistycznych ścieżek mechanobiologicznych i przesiewowych badań leków w terapii chorób naczyniowych cukrzycowych.

Wprowadzenie

Niedostateczność śródbłonka jest krytycznym wczesnym wydarzeniem w rozwoju powikłań naczyniowych cukrzycy, napędzanym zarówno zaburzeniami metabolicznymi, jak i nieprawidłowymi siłami hemodynamicznymi1,2. Poziom glukozy oscylacyjnej, a nie tylko utrzymywana hiperglikemia, są coraz częściej rozpoznawane jako silne induktory stresu oksydacyjnego i sygnalizacji zapalnej w komórkach śródbłonka, prowadzące do uszkodzenia naczyń i upośledzonej homeostazy3,4,5. Jednocześnie, siłę ścinającą hemodynamiczną można uznać za główny czynnik decydujący o fenotypie śródbłonka, przy czym PSS w warunkach fizjologicznego wysiłku promuje produkcję tlenku azotu, obronę przeciwutleniającą i ochronę naczyń6,7,8. Dlatego zrozumienie zintegrowanych efektów oscylacji hiperglikemicznych i stymulacji hemodynamicznej jest niezbędne do wyjaśnienia mechanizmów niedostateczności śródbłonka.

Konwencjonalne modele in vitro, które często polegają na statycznych warunkach wysokiej glukozy lub uproszczonym przepływie warstwowym, nie radzą sobie z odtwarzaniem złożonej, dynamicznej interakcji między wskazaniami metabolicznymi i mechanicznymi obecnymi in vivo9,10,11. Podczas gdy modele zwierzęce uwzględniają układowe aspekty cukrzycy, brakuje im rozdzielczości na poziomie komórkowym potrzebnej do analizy sygnalizacji w kontrolowanych warunkach mikrośrodowiska12. Technologia mikrofluidyczna oferuje skuteczną alternatywę, zapewniając precyzyjną kontrolę przestrzenno-czasową biochemicznych i biomechanicznych bodźców w fizjologicznie odpowiednich geometriach13 i wpłynęła na znaczące ostatnie osiągnięcia w różnych innowacyjnych zastosowaniach biomedycznych14,15. Na przykład Chen i in.16 zaprojektowali urządzenie mikrofluidyczne z przestrzennym i czasowym stresem ścinającym ściany i sygnalizacją ATP do badania dynamiki wapnia wewnątrzkomórkowego w komórkach śródbłonka. Yu i in.11 opracowały mikrofluidyczny system czypów hemodynamicznych do wykrywania reakcji komórkowych w różnych kombinacjach fizjologicznego PSS i wysokich stężeń glukozy. Chociaż systemy te były używane do badania reakcji śródbłonka na stres ścinający lub pojedyncze czynniki zakłóceń metabolicznych, niewiele z nich z powodzeniem zintegrowało zarówno oscylacje glukozy, jak i PSS w jednym systemie. Dlatego brakuje znormalizowanego, możliwego do powtórzenia protokołu, który synchronizuje oba czynniki w kontrolowanym środowisku mikrofluidycznym.

Ta metoda wypełnia tę lukę, ustanawiając możliwe do powtórzenia mikrofluidyczne systemy zdolne do dostarczania powiązanego OG i PSS. Głównym celem tego podejścia jest modelowanie stresu oksydacyjnego, upośledzonej żywotności komórek i reakcji mechanobiologicznych leżących u podstaw niedostateczności śródbłonka w sposób fizjologicznie odpowiedni. W przeciwieństwie do statycznej kultury lub konwencjonalnych komór perfuzji, to podejście poprawia istniejące modele, umożliwiając jednoczesną i kontrolowaną modulacje zarówno bodźców metabolicznych, jak i mechanicznych, bliżej przybliżające diabetyczne mikrośrodowisko naczyniowe. Ponadto system jest zgodny z obrazowaniem żywych komórek, monitorowaniem w czasie rzeczywistym i analizą molekularną, co sprawia, że nadaje się do szerokiego zakresu zastosowań, w tym badań mechanizmu, modelowania chorób i przesiewowych badań leków na funkcjonowanie i uszkodzenia śródbłonka.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Oświadczenie etyczne:

UWAGA: Wszystkie reagenty, urządzenia i oprogramowanie użyte w tym protokole są wymienione w Tabeli Materiałów.

1. Produkcja mikroczipów mikrofluidycznych

  1. Użyj oprogramowania CAD do zaprojektowania struktury mikroczipu mikrofluidycznego (S x D x W = 2 mm x 30 mm x 0.1 mm, Rysunek 1A) i zamów wykonanie formy masterowej SU-8 w firmie komercyjnej.
  2. Wymieszaj utwardzacz PDMS i prepolimer w stosunku 10:1 w masie w czystym pojemniku i energicznie mieszaj ręcznie przez 5 min.
  3. Umieść pojemnik w komorze próżniowej pod ciśnieniem -0,08 MPa na minimum 15 minut, aby usunąć pęcherzyki powietrza uwięzione podczas procesu mieszania.
    UWAGA: Aby przyspieszyć usuwanie pęcherzyków i zapobiec przepływowi, tymczasowo wentyluj komorę do ciśnienia atmosferycznego, aby pęcherzyki pękły, a następnie natychmiast przywróć próżnię. Powtórz cykl wentylacji 2–3 razy, aż mieszanina stanie się całkowicie przezroczysta i wolna od makroskopowych pęcherzyków.
  4. Wlej PDMS na wafer umieszczony w szklanym naczyniu Petriego.
  5. Degazuj PDMS nalane na wafer w eksykatorze przez dodatkowe 15 minut, aby usunąć wszelkie pęcherzyki, które mogłyby się utworzyć podczas odlewu.
    UWAGA: Jeśli jakiekolwiek trudne do usunięcia mikropęcherzyki pozostaną uwięzione w pobliżu lub w strukturach formy masterowej SU-8, delikatnie dmuchaj je na krawędź lub rozbij za pomocą ręcznej gumowej dmuchawki. Całkowite usunięcie pęcherzyków jest kluczowe, aby zapobiec defektom strukturalnym w mikrokanałach.
  6. Umieść naczynie Petriego zawierające formę i polimer w gorącym piekarniku ustawionym na 80 °C na 2 godziny.
    OSTROŻNIE: Używaj rękawic odpornych na wysoką temperaturę podczas manipulacji gorącymi materiałami
  7. Odepnij stwardniały polimerowy blat od formy masterowej za pomocą skalpela.
  8. Użyj narzędzia do wybijania otworu (np. 1,2 mm średnicy), aby stworzyć wejściowe i wyjściowe porty na wyznaczonych końcach kanału na blacie polimerowym.
  9. Wyczyść szklany pokryw szklany i wzorowany bok blatu polimerowego za pomocą taśmy klejącej.
    PAUZA: Wyprodukowane i przebity polimer może być przechowywany w czystym pojemniku (np. uszczelnionej misce Petriego) w temperaturze pokojowej przez kilka tygodni przed obróbką plazmową i wiązaniem.
  10. Poddaj polimer i szklany pokryw działaniu oczyszczacza plazmowego przy mocy 65W pod zwykłym powietrzem na 60 s.
  11. Natychmiast wyrównaj twarz kanału polimeru z traktowaną stroną pokrywy szklanej.
  12. Delikatnie dociśnij, aby stworzyć trwały, zamknięty mikrofluidyczny kanał.

2. Przygotowanie i zasiedlenie komórek śródbłonkowych

  1. Umieść złączony mikroczip mikrofluidyczny w borosilikatowym słoju wypełnionym dejonizowaną wodą i sterylizuj w autoklawie w temperaturze 121 °C i 15 psi przez 20 min.
    UWAGA: Zanurzyć mikroczip w wodzie podczas autoklawienia, aby zrównoważyć ciśnienie i zapobiec odkształceniu mikrokanałów PDMS. Pomaga to również usunąć uwięzione pęcherzyki powietrza i przygotować kanały na wprowadzanie płynu.
    PAUZA: Sterylizowany mikroczip można bezpiecznie przechowywać w uszczelnionym słoju szklanym w temperaturze pokojowej do kilku tygodni, aż będzie potrzebny do zasiedlenia komórek.
  2. Umieść sterylizowane mikroczipy w 60 mm naczyniu hodowlanym wypełnionym 1:1 mieszaniną buforu fosforanowego (PBS) i DMEM z niskim poziomem glukozy.
  3. Wprowadź 100 μg / mL fibronektyny do kanału za pomocą strzykawki 1 mL i inkubację w temperaturze 37 °C przez 4 godziny.
    UWAGA: Upewnij się, że mikroczip mikrofluidyczny jest umieszczony poniżej poziomu płynu. Podłącz wężyk adaptera do igły strzykawki, napełnij wężyk płynem i wsuń go poniżej poziomu płynu, podłącz wejście, a następnie wstrzyknij, aby upewnić się, że nie wejdą bąbelki.
  4. Dodaj 24,5 mM D-mannitol do DMEM z niskim poziomem glukozy (5,5 mM glukozy) w celu zwiększenia ciśnienia osmotycznego. Dodaj 5 mM D-glukozy do DMEM z wysokim poziomem glukozy (25 mM glukozy) do ostatecznego poziomu 30 mM glukozy. Stwórz normalny (NG) i wysoko-glukozowy (HG) środek hodowli z dodatkiem 20% surowicy wołowej (FBS) i 1% penicyliny/streptomycyny (P/S), odpowiednio.
  5. Podgrzej 1x PBS, trypsynę, środki hodowli NG i HG w kąpieli wodnej do 37 °C. Zbierz komórki śródbłonka żyły pępowinowej człowieka (HUVEC) z naczynia hodowlanyego w 90% konfluencji. Odłącz komórki za pomocą 0,25% roztworu trypsyny-EDTA i inkubację w 37 °C przez 30 s. Zlicz zebrane komórki i wyrówna koncentrację do 1 x 106

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Weryfikacja za pomocą Micro-PIV pola przepływu w mikrokanałowym kanale
Rysunek 1D przedstawia przegląd platformy mikrofluidalnej wykorzystanej do badania reakcji endotelialnych na połączoną stymulację metaboliczną i mechaniczną. System integruje prostokątny mikrofluidalny chip PDMS z modułem sterowania przepływem napędzanym ciśnieniem, umożliwiając zastosowanie warunków OG wraz z fizjologicznym PSS. Zastosowano programowalną strategię przełączania zaworów, aby wygenero...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Opisany tutaj system mikrofluidyczny zapewnia niezawodną i fizjologicznie istotną platformę do badania zintegrowanych efektów działania OG i PSS na funkcję komórek śródbłonka. Główną zaletą tej metody jest jej zdolność do precyzyjnego kontrolowania i rozłączania bodźców mechanicznych i biochemicznych w zdefiniowanym mikrośrodowisku. W przeciwieństwie do konwencjonalnych kultur statycznych, które nie posiadają sił hemodynamicznych, lub modeli zwierzęcych, które często zasłaniają sygnały na poziomie komórkowym

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.

Podziękowania

To dzieło zostało wsparte przez Narodowe Fundusze Nauki Przyrodniczej Chin (numery grantów 12372304, 12172081) oraz Fundusze Badań Podstawowych dla Uniwersytetów Centralnych (DUT25YG272).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
0.25% Trypsin-EDTANEST Biotechnology Co., Ltd.211052Dysocjacja komórek
1 mL strzykawkaShanghai Zhengbang Medical Science Co., Ltd.1mLWstrzykiwanie płynu
60 mm naczynie hodowlanoweNEST Biotechnology Co., Ltd.705001Hodowla komórek
90° kątowy stalowy złączeLuoyang Mayer Trading Co.,Ltd.1.3 mmUrządzenie uszczelniające adapter
Oprogramowanie AutoCADAutodeskRRID:SCR_014981Oprogramowanie do wspomagania projektowania
Szkło boroszklaneHunan Aidete Scientific Instruments Co., Ltd.Double-pass 100mLZbiornik
Zestaw Calcein-AM/PIBeyotimebyt-c2015Barwienie
Inkubator komórkowyESCOEsco CelMateHodowla komórek
CellROX Deep RedInvitrogenC10422Barwienie
D-glukozaSigma Aldrich47249Glukoza
D-mannitolMacklinM813423Równoważenie ciśnienia osmotycznego
DynamicStudioDantec DynamicsV8.6Oprogramowanie do analizy PIV
Surowiца cielęca płodowa (FBS)Gibco14190-094Środek
FibronektynaSigma AldrichF-2006Adhezja komórek
Fluorescencyjne mikrocząsteczkiThermo ScientificG0100Mikro-PIV
Pokrzywka szklanaCitotest Scientific Co.,Ltd.#1Układ mikrofluidyczny
Środek DMEM z wysoką zawartością glukozySolarbio12100Środek
Wysokoszybkowa kameraDantec DynamicsFlowSense EOMikro-PIV
ImageJNIHRRID:SCR_003070Oprogramowanie do przetwarzania obrazów
Mikroskop fluorescencyjny odwróconyOlympusIX73Żywotność komórek
Mikroskop fluorescencyjny odwróconyOlympusIX83Obserwacja i akwizycja
Środek DMEM z niską zawartością glukozySolarbio31600Środek
OriginOriginLabRRID:SCR_014212Oprogramowanie do analizy danych i tworzenia wykresów
PDMSDow lnc.184Układ mikrofluidyczny
Penicylina/streptomycyna (P/S)NEST Biotechnology Co., Ltd.211092Środek
Bufor fosforanowy (PBS)NEST Biotechnology Co., Ltd.211031Hodowla komórek
Oczyszczacz plazmowyJiarun Wanfeng Technology Co., Ltd.PC-6DUkład mikrofluidyczny
Programowalny system sterowania ciśnieniemElvesysOB1 MK4Kontrola przepływu
Silikonowa ruraNanjing Runze Fluid Control Equipment Co., Ltd.964101mm*3mm
Forma SU-8Boao Biology Group Co. Ltd.N/AUkład mikrofluidyczny
Sterownik zaworuElvesysMUX Wire V3Kontrola przepływu

Bibliografia

  1. Zhang, H., Dellsperger, K. C., Zhang, C. The link between metabolic abnormalities and endothelial dysfunction in type 2 diabetes: An update. Basic Research in Cardiology. 107 (1), 237(2011).
  2. Yang, D. R., Wang, M. Y., Zhang, C. L., Wang, Y. Endothelial dysfunction in vascular complications of diabetes: A comprehensive review of mechanisms and implications. Front Endocrinol. 15, 1359255(2024).
  3. Piconi, L., et al. Constant and intermittent high glucose enhances endothelial cell apoptosis through mitochondrial superoxide overproduction. Diabetes Metab Res Rev. 22 (3), 198-203 (2006).
  4. Liu, T. S., et al. Oscillating high glucose enhances oxidative stress and apoptosis in human coronary artery endothelial cells. J Endocrinol Invest. 37 (7), 645-651 (2014).
  5. Alfieri, V., et al. The role of glycemic variability in cardiovascular disorders. Int J Mol Sci. 22 (16), 8393(2021).
  6. Adams, J. A., Uryash, A., Lopez, J. R., Sackner, M. A. The endothelium as a therapeutic target in diabetes: A narrative review and perspective. Front Physiol. 12, 638491(2021).
  7. Cheng, H., et al. Effects of shear stress on vascular endothelial functions in atherosclerosis and potential therapeutic approaches. Biomed Pharmacother. 158, 114198(2023).
  8. Jackson, M. L., Bond, A. R., George, S. J. Mechanobiology of the endothelium in vascular health and disease: In vitro shear stress models. Cardiovasc Drugs Ther. 37 (5), 997-1010 (2022).
  9. Liu, X. F., Yu, J. Q., Dalan, R., Liu, A. Q., Luo, K. Q. Biological factors in plasma from diabetes mellitus patients enhance hyperglycaemia and pulsatile shear stress-induced endothelial cell apoptosis. Integr Biol. 6 (5), 511-522 (2014).
  10. Chin, L. K., et al. Production of reactive oxygen species in endothelial cells under different pulsatile shear stresses and glucose concentrations. Lab Chip. 11 (11), 1856-1863 (2011).
  11. Yu, J. Q., Liu, X. F., Chin, L. K., Liu, A. Q., Luo, K. Q. Study of endothelial cell apoptosis using fluorescence resonance energy transfer (FRET) biosensor cell line with hemodynamic microfluidic chip system. Lab Chip. 13 (14), 2693-2700 (2013).
  12. La Sala, L., Mrakic-Sposta, S., Micheloni, S., Prattichizzo, F., Ceriello, A. Glucose-sensing microRNA-21 disrupts ROS homeostasis and impairs antioxidant responses in cellular glucose variability. Cardiovasc Diabetol. 17 (1), 105(2018).
  13. Alpural, A., et al. Systematic review on the role of microfluidic platforms in advancing scalable and precise microbial bioprocessing. Eng Life Sci. 25 (9), e70034(2025).
  14. Chen, Z. H., et al. Advanced microfluidic devices for fabricating multi-structural hydrogel microsphere. Exploration. 1 (3), 20210036(2021).
  15. Hao, S. Y., et al. Periosteum Organoid: Biomimetic Design Inspired From the Bone Healing Process. Exploration. 5 (6), 20240298(2025).
  16. Chen, Z. Z., et al. A microfluidic device with spatiotemporal wall shear stress and ATP signals to investigate the intracellular calcium dynamics in vascular endothelial cells. Biomech Model Mechanobiol. 18 (1), 189-202 (2019).
  17. Chen, W., et al. Importance of mitochondrial calcium uniporter in high glucose-induced endothelial cell dysfunction. Diab Vasc Dis Res. 14 (6), 494-501 (2017).
  18. Hu, S. Y., et al. An integrated shear-glucose system to study how shear stress repairs oscillating glucose-induced endothelial cell damage via ROS/Ca2+/eNOS signaling. Microchemical Journal. 215, 114415(2025).
  19. Maeda, M., Hayashi, T., Mizuno, N., Hattori, Y., Kuzuya, M. Intermittent high glucose implements stress-induced senescence in human vascular endothelial cells: Role of superoxide production by NADPH oxidase. PLoS One. 10 (4), e0123169(2015).
  20. Na, J. T., et al. Fabricating a multi-component microfluidic system for exercise-induced endothelial cell mechanobiology guided by hemodynamic similarity. Talanta. 253, 123933(2023).
  21. Na, J. T., et al. A microfluidic system for precisely reproducing physiological blood pressure and wall shear stress to endothelial cells. Analyst. 146 (19), 5913-5922 (2021).
  22. Pereiro, I., Fomitcheva Khartchenko, A., Petrini, L., Kaigala, G. V. Nip the bubble in the bud: A guide to avoid gas nucleation in microfluidics. Lab Chip. 19 (14), 2296-2314 (2019).
  23. Aragona, M., et al. A mechanical checkpoint controls multicellular growth through YAP/TAZ regulation by actin-processing factors. Cell. 154 (5), 1047-1059 (2013).
  24. Sahin, M. A., Shehzad, M., Destgeer, G. Stopping microfluidic flow. Small. 20 (20), e2307956(2024).
  25. Sullender, C. T., et al. Using pressure-driven flow systems to evaluate laser speckle contrast imaging. J Biomed Opt. 28 (3), 036003(2023).
  26. Toma, L., et al. Oscillating glucose induces the increase in inflammatory stress through Ninjurin-1 up-regulation and stimulation of transport proteins in human endothelial cells. Biomolecules. 13 (4), 626(2023).
  27. Wu, N., et al. Acute blood glucose fluctuation enhances rat aorta endothelial cell apoptosis, oxidative stress and pro-inflammatory cytokine expression in vivo. Cardiovasc Diabetol. 15 (1), 109(2016).
  28. Gao, J., Pan, H., Guo, X., Huang, Y., Luo, J. Y. Endothelial Kruppel-like factor 2/4: Regulation and function in cardiovascular diseases. Cell Signal. 130, 111699(2025).
  29. He, L., Zhang, C. L., Chen, Q., Wang, L., Huang, Y. Endothelial shear stress signal transduction and atherogenesis: From mechanisms to therapeutics. Pharmacol Ther. 235, 108152(2022).
  30. Han, Y., Huang, K., Yao, Q. P., Jiang, Z. L. Mechanobiology in vascular remodeling. National Science Review. 5 (6), 933-946 (2018).
  31. Cheng, C. K., Wang, N., Wang, L., Huang, Y. Biophysical and biochemical roles of shear stress on endothelium: A revisit and new insights. Circ Res. 136 (7), 752-772 (2025).
  32. Tovar-Lopez, F., et al. A microfluidic system for studying the effects of disturbed flow on endothelial cells. Front Bioeng Biotechnol. 7, 81(2019).
  33. Estrada, R., Giridharan, G. A., Nguyen, M. D., Prabhu, S. D., Sethu, P. Microfluidic endothelial cell culture model to replicate disturbed flow conditions seen in atherosclerosis susceptible regions. Biomicrofluidics. 5 (3), 032006(2011).
  34. Van Engeland, N. C. A., et al. A biomimetic microfluidic model to study signalling between endothelial and vascular smooth muscle cells under hemodynamic conditions. Lab Chip. 18 (11), 1607-1620 (2018).
  35. Ma, Q., Ma, H., Xu, F., Wang, X., Sun, W. Microfluidics in cardiovascular disease research: State of the art and future outlook. Microsyst Nanoeng. 7, 19(2021).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

naczyniowa choroba cukrzycowachip polidimetylosiloksanowysterowanie ciśnieniowemikrocząsteczkowa welocymetria obrazowareaktywne formy tlenużywotność komórek
System mikrofluidyczny do modelowania dysfunkcji endotelialnych w warunkach połączonego fizjologicznego pulsującego stresu ścinającego i oscylacyjnej hiperglikemii
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.