Method Article

Mikroukładowe systemy do modelowania dysfunkcji endotelialnych w warunkach połączonego fizjologicznego pulsującego stresu ścinającego i oscylacyjnej hiperglikemii

DOI:

10.3791/71037

⸱

May 12th, 2026

 ,  ,  , 
1Institute of Cardio-Cerebrovascular Medicine, Central Hospital of Dalian University of Technology, 2School of Mechanical Engineering, Dalian University of Technology, 3School of Biomedical Engineering, Faculty of Medicine, Dalian University of Technology, 4Key Laboratory of Integrated Circuit and Biomedical Electronic System, Dalian University of Technology

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przedstawiamy tutaj protokół do wytworzenia i obsługi układu mikrofluidalnego, który eksponuje komórki śródbłonka na zsynchronizowany oscylacyjny hiperglikemię i pulsujące naprężenia ścinające. Takie podejście zapewnia fizjologicznie istotny model in vitro do badania dysfunkcji śródbłonka w cukrzycy. Protokół ten umożliwia ilościowe pomiary stresu oksydacyjnego i reakcji komórek śródbłonka.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Niedoczynność śródbłonka w powikłaniach naczyniowych cukrzycy wynika ze złożonych interakcji między zaburzeniami metabolicznymi, w szczególności drgającą glikemią (OG) i pulsującym stresem ścinającym (PSS). Chociaż czynniki te były badane w izolacji, konwencjonalne modele nadal ograniczają się do statycznej wysokiej glikemii lub uproszczonego przepływu laminarnego, brakując możliwości naśladowania zintegrowanego czasoprzestrzennego skojarzenia obecnego w naczyniach krwionośnych osób z cukrzycą. Wykorzystując programowalną platformę mikrofluidyczną, ten protokół zapewnia wartościową platformę do badania zintegrowanych efektów zsynchronizowanej drgającej hiperglikemii i fizjologicznego PSS na komórkach śródbłonka. Ten protokół ma na celu modelowanie niedoczynności śródbłonka w warunkach fizjologicznie istotnych, powiązanych metabolicznie i mechanicznie. Zastosowanie chipu z polidimetyloksylan (PDMS) w połączeniu z systemem sterowania napędzanym ciśnieniem pozwala na precyzyjne, niezależne modulowanie kształtów fal przepływu i profili stężenia glukozy. Wiarygodność hemodynamiczna systemu jest walidowany za pomocą Mikro-PIV (Mikro-obrazowej techniki pomiarowej prędkości), podczas gdy odpowiedź komórkowa jest charakteryzowana ilościowo poprzez monitorowanie stężenia śródkomórkowych reaktywnych form tlenu (ROS) i żywotności komórek. Przedstawione wyniki wykazują, że fizjologiczny PSS skutecznie łagodzi uszkodzenie oksydacyjne wywołane przez OG. Efekt ten jest demonstrowany poprzez obniżone poziomy ROS wewnątrzkomórkowych i poprawioną żywotność komórek w warunkach połączonej stymulacji. W zależności od pytania badawczego, parametry takie jak wzorce stresu ścinającego, częstotliwości oscylacji glukozy i geometria kanałów mogą być dostosowywane. Ta metoda służy jako wszechstronne narzędzie do badań mechanobiologicznych ścieżek i przesiewowych badań leków na interwencje terapeutyczne w cukrzycowych chorobach naczyniowych.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Niedostateczność endotelium jest krytycznym wczesnym wydarzeniem w rozwoju powikłań naczyniowych cukrzycy, napędzanym zarówno zaburzeniami metabolicznymi, jak i nieprawidłowymi siłami hemodynamicznymi1,2. Poziomy glikozy z oscylacjami, a nie tylko utrzymana hiperglikemia, są coraz częściej rozpoznawane jako potężne induktory stresu oksydacyjnego i sygnalizacji zapalnej w komórkach śródbłonka, prowadzące do uszkodzenia naczyń i upośledzonej homeostazy3,4,5. Równocześnie, siła ścinająca hemodynamiczna jest głównym determinantem fenotypu endotelium, przy czym PSS w warunkach fizjologicznego stresu ruchowego wspomaga produkcję tlenku azotu, obronę przeciwutleniającą i ochronę naczyń6,7,8. Dlatego zrozumienie zintegrowanych efektów oscylacyjnej hiperglikemii i stymulacji hemodynamicznej jest niezbędne do wyjaśnienia mechanizmów niedostateczności endotelium.

Konwencjonalne modele in vitro, które często polegają na statycznych warunkach wysokiej glukozy lub uproszczonym przepływie laminarnym, nie potrafią naśladować złożonej, dynamicznej interakcji między wskazaniami metabolicznymi i mechanicznymi obecnymi in vivo9,10,11. Podczas gdy modele zwierzęce uchwytują ogólnoustrojowe aspekty cukrzycy, brakuje im rozdzielczości na poziomie komórkowym potrzebnej do analizy sygnalizacji w kontrolowanych warunkach mikrośrodowiska12. Technologia mikrofluidyczna oferuje skuteczną alternatywę, zapewniając precyzyjną kontrolę przestrzenno-czasową bodźców biochemicznych i biomechanicznych w fizjologicznie odpowiednich geometriach13, i napędziła znaczące ostatnie osiągnięcia w różnych innowacyjnych zastosowaniach biomedycznych14,15. Na przykład Chen i wsp.16 zaprojektowali urządzenie mikrofluidyczne z przestrzennym i czasowym stresem ścinającym ściany i sygnalizacją ATP do badania dynamiki Ca2+ wewnątrzkomórkowej komórek endotelium. Yu i wsp.11 opracowali mikrofluidyczny system układów hemodynamicznych do wykrywania reakcji komórkowych w różnych kombinacjach fizjologicznego PSS i wysokich stężeń glukozy. Chociaż te systemy były wykorzystywane do badania reakcji endotelium na stres ścinający lub pojedynczych czynników metabolicznych, niewiele z nich z powodzeniem zintegrowało zarówno oscylacje glukozy, jak i PSS w jednym systemie. Dlatego brakuje znormalizowanego, powtarzalnego protokołu, który synchronizuje oba czynniki w kontrolowanym środowisku mikrofluidycznym.

Ta metoda uzupełnia tę lukę poprzez ustanowienie powtarzalnego systemu mikrofluidycznego zdolnego do dostarczania sprzężonego OG i PSS. Głównym celem tego podejścia jest modelowanie stresu oksydacyjnego, upośledzonej żywotności komórek i reakcji mechanobiologicznych leżących u podstaw niedostateczności endotelium w sposób fizjologicznie odpowiedni. W przeciwieństwie do statycznej kultury lub konwencjonalnych komór perfuzyjnych, to podejście poprawia istniejące modele, umożliwiając jednoczesną i kontrolowaną modulację zarówno bodźców metabolicznych, jak i mechanicznych, co bliżej naśladuje środowisko naczyniowe w cukrzycy. Ponadto system jest kompatybilny z obrazowaniem na żywych komórkach, monitorowaniem w czasie rzeczywistym i analizą molekularną, co sprawia, że jest on odpowiedni do szerokiego zakresu zastosowań, w tym badań mechanistycznych, modelowania chorób i przesiewowych badań leków na funkcję i uszkodzenie endotelium.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
```html

Oświadczenie etyczne:

UWAGA: Wszystkie odczynniki, urządzenia i oprogramowanie użyte w tym protokole są wymienione w Tabeli materiałów.

1. Produkcja chipu mikrofluidycznego

  1. Użyj oprogramowania CAD do zaprojektowania struktury chipu mikrofluidycznego (Sz x Ś x W = 2 mm x 30 mm x 0,1 mm, Rysunek 1A) i wykonaj formułę główną SU-8 za pośrednictwem komercyjnej firmy.
  2. Wymieszaj utwardzacz PDMS i prepolimer w stosunku 10:1 masowym w czystym naczyniu mieszającym i energicznie mieszaj ręcznie przez 5 minut.
  3. Umieść pojemnik w komorze próżniowej pod ciśnieniem -0,08 MPa przez minimum 15 minut, aby usunąć pęcherzyki powietrza uwięzione podczas procesu mieszania.
    UWAGA: Aby przyspieszyć usuwanie bąbelków i zapobiec przelewaniu, tymczasowo przewietrz komorę do ciśnienia atmosferycznego, aby rozerwać duże bąbelki, a następnie natychmiast ponownie zastosuj próżnię. Powtórz ten cykl wentylacji 2-3 razy, aż mieszanina stanie się całkowicie przezroczysta i pozbawiona makroskopowych bąbelków.
  4. Wlej PDMS na wafer umieszczony w szklanej łyżce Petriego.
  5. Odgazuj PDMS wylane na wafer w eksykatorze przez dodatkowe 15 minut, aby usunąć ewentualne bąbelki, które mogłyby się utworzyć podczas odlewania.
    UWAGA: Jeśli jakieś uporczywe mikro-bąbelki pozostaną uwięzione w pobliżu lub wewnątrz struktur formuły głównej SU-8, delikatnie dmuchaj je na skraj lub rozerwij za pomocą ręcznej gumowej dmuchawy. Całkowite usunięcie bąbelków jest kluczowe, aby zapobiec defektom strukturalnym w mikrokанаłaх.
  6. Umieść łyżeczkę Petriego zawierającą formę i polimer w gorącym piekarniku ustawionym na 80 °C na 2 h.
    OSTRZEŻENIE: Używaj rękawic odpornych na ciepło podczas obsługi gorących materiałów
  7. Ostrożnie oddziel stwardniały polimer od formuły głównej za pomocą skalpela.
  8. Użyj narzędzia do wybijania rdzeni (np. 1,2 mm średnicy), aby utworzyć wloty i wyloty na wyznaczonych końcach kanałów na płytce polimerowej.
  9. Wyczyść szklany pokrywka i wzorowany bok płytki polimerowej za pomocą taśmy klejącej.
    PAUZA: Wytrzymałe i wybijacze płytki PDMS mogą być przechowywane w czystym pojemniku (np. uszczelnionej łyżeczce Petriego) w temperaturze pokojowej przez kilka tygodni przed obróbką plazmową i wiązaniem.
  10. Przeprowadź obróbkę plazmową zarówno płytki polimerowej, jak i szklanego pokrywka przy mocy 65 W pod ciśnieniem atmosferycznym przez 60 s.
  11. Natychmiast wyrównaj ścianę kanału polimeru z leczoną stroną szklanego pokrywka.
  12. Lekko naciśnij, aby stworzyć trwały, zamknięty mikrofluidyczny kanał.

2. Przygotowanie i sadzenie komórek śródbłonkowych

  1. Umieść połączony chip mikrofluidyczny w borowanej szklanej butelce wypełnionej zdejonizowaną wodą i wysterylizuj przez autoklawację w 121 °C i 15 psi przez 20 minut.
    UWAGA: Zanurz chip w wodzie podczas autoklawacji, aby zrównoważyć ciśnienie i zapobiec odkształceniu mikrokанаłów PDMS. Pomaga to również usunąć uwięzione bąbelki powietrza i przygotować kanały do późniejszego wprowadzania płynów.
    PAUZA: Wysterylizowane chipy mikrofluidyczne można bezpiecznie przechowywać w uszczelnionej szklanej butelce w temperaturze pokojowej do kilku tygodni, aż będą potrzebne do sadzenia komórek.
  2. Umieść wysterylizowany chip w 60 mm naczyńku hodowlanym wypełnionym mieszanką 1:1 buforu fosforanowego (PBS) i średniego medium Dułbecca z modyfikacją Eagle (DMEM) z niską zawartością glukozy.
  3. Wprowadź 100 µg/mL fibronektyny do kanału za pomocą strzykawki 1 mL i inkubację w 37 °C przez 4 h.
    UWAGA: Upewnij się, że chip mikrofluidyczny jest umieszczony poniżej poziomu płynu. Podłącz wężyk adaptera do igły strzykawki, napełnij wężyk płynem i wsuń go poniżej poziomu płynu, podłącz wlot, a następnie wstrzyknij, aby upewnić się, że nie wejdą bąbelki.
  4. Dodaj 24,5 mM D-mannitol do DMEM z niską zawartością glukozy (5,5 mM glukozy) w celu zwiększenia ciśnienia osmotycznego. Dodaj 5 mM D-glukozy do DMEM z wysoką zawartością glukozy (25 mM glukozy) do ostatecznej zawartości 30 mM glukozy. Wykonaj normalne (NG) medium hodowlany i medium z wysoką zawartością glukozy (HG) uzupełnione odpowiednio o 20% łożyskową surowicę wołową (FBS), 1% penicylinę/streptomycynę (P/S).
  5. Podgrzej 1x PBS, trypsynę, medium NG i HG w kąpieli wodnej w 37 °C. Zbierz komórki śródbłonka żyłki pępowinowej człowieka (HUVEC) z naczynia hodowlanego w 90% konfluencji. Odłącz komórki za pomocą 0,25% roztworu Trypsyn-EDTA i inkubację w

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mikro-PIV walidacja pola przepływu w mikrokanałowym kanale
Rysunek 1D przedstawia przegląd platformy mikrofluidycznej wykorzystanej do badania reakcji śródbłonka na sprzężone stymulacje metaboliczne i mechaniczne. System integruje prostokątny mikrofluidyczny chip PDMS z modułem sterowania przepływem napędzanym ciśnieniem, umożliwiając zastosowanie warunków OG wraz z fizjologicznym PSS. Zastosowana została programowalna strategia przełączania zaworów, aby generować okre...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opisany w tym dokumencie system mikrofluidyczny zapewnia niezawodną i fizjologicznie odpowiednią platformę do badania zintegrowanych efektów OG i PSS na funkcję komórek śródbłonka. Główną zaletą tej metody jest możliwość precyzyjnego kontrolowania i rozłączania stymulacji mechanicznej i biochemicznej w określonym mikrośrodowisku. W przeciwieństwie do konwencjonalnych kultur statycznych, które nie posiadają sił hemodynamicznych, lub modeli zwierzęcych, które często zasłaniają sygnalizację na poziomie komórkowym

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To dzieło zostało wsparte przez Narodowe Fundusz Nauki Przyrodniczej Chin (numery grantów 12372304, 12172081) oraz Fundusz Badań Podstawowych dla Centralnych Uniwersytetów (DUT25YG272).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
0,25% Trypsyn-EDTANEST Biotechnology Co., Ltd.211052Dysocjacja komórek
Strzykawka 1 mLShanghai Zhengbang Medical Science Co., Ltd.1mLWstrzykiwanie płynu
60 mm naczynie hodowlaneNEST Biotechnology Co., Ltd.705001Hodowla komórek
Kątowy złącze ze stali nierdzewnej pod kątem 90°Luoyang Mayer Trading Co., Ltd.1,3 mmUrządzenie uszczelniające adaptera
Oprogramowanie AutoCADAutodeskRRID:SCR_014981Oprogramowanie CAD
Borowy flakon szklanyHunan Aidete Scientific Instruments Co., Ltd.100 mL dwustronnyZbiornik
Zestaw Calcein-AM/PIBeyotimebyt-c2015Barwienie
Inkubator komórkowyESCOEsco CelMateHodowla komórek
CellROX Deep RedInvitrogenC10422Barwienie
D-glukozaSigma Aldrich47249Glukoza
D-mannitolMacklinM813423Równoważenie ciśnienia osmotycznego
DynamicStudioDantec DynamicsV8.6Oprogramowanie analizy PIV
Surowicy cielęca płodowa (FBS)Gibco14190-094Pożywka
FibronektynaSigma AldrichF-2006Adhezja komórkowa
Fluorescencyjne cząstkiThermo ScientificG0100Mikro-PIV
Podkładka szklanaCitotest Scientific Co., Ltd.#1Chip mikrofluidyczny
Pożywka DMEM z wysoką zawartością glukozySolarbio12100Pożywka
Kamera wysokiej prędkościDantec DynamicsFlowSense EOMikro-PIV
ImageJNIHRRID:SCR_003070Oprogramowanie do przetwarzania obrazu
Mikroskop fluorescencyjny odwróconyOlympusIX73Żywotność komórek
Mikroskop fluorescencyjny odwróconyOlympusIX83Obserwacja i akwizycja
Pożywka DMEM z niską zawartością glukozySolarbio31600Pożywka
OriginOriginLabRRID:SCR_014212Oprogramowanie do analizy danych i tworzenia wykresów
PDMSDow lnc.184Chip mikrofluidyczny
Penicylina/streptomycyna (P/S)NEST Biotechnology Co., Ltd.211092Pożywka
Tampon fosforanowy (PBS)NEST Biotechnology Co., Ltd.211031Hodowla komórek
Oczyszczacz plazmyJiarun Wanfeng Technology Co., Ltd.PC-6DChip mikrofluidyczny
Programowalny system sterowania ciśnieniemElvesysOB1 MK4Kontrola przepływu
Rura silikonowaNanjing Runze Fluid Control Equipment Co., Ltd.964101mm*3mm
Forma główna SU-8Boao Biology Group Co. Ltd.N/AChip mikrofluidyczny
Sterownik zaworuElvesysMUX Wire V3Kontrola przepływu

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Zhang, H., Dellsperger, K. C., Zhang, C. The link between metabolic abnormalities and endothelial dysfunction in type 2 diabetes: An update. Basic Research in Cardiology. 107 (1), 237(2011).
  2. Yang, D. R., Wang, M. Y., Zhang, C. L., Wang, Y. Endothelial dysfunction in vascular complications of diabetes: A comprehensive review of mechanisms and implications. Front Endocrinol. 15, 1359255(2024).
  3. Piconi, L., et al. Constant and intermittent high glucose enhances endothelial cell apoptosis through mitochondrial superoxide overproduction. Diabetes Metab Res Rev. 22 (3), 198-203 (2006).
  4. Liu, T. S., et al. Oscillating high glucose enhances oxidative stress and apoptosis in human coronary artery endothelial cells. J Endocrinol Invest. 37 (7), 645-651 (2014).
  5. Alfieri, V., et al. The role of glycemic variability in cardiovascular disorders. Int J Mol Sci. 22 (16), 8393(2021).
  6. Adams, J. A., Uryash, A., Lopez, J. R., Sackner, M. A. The endothelium as a therapeutic target in diabetes: A narrative review and perspective. Front Physiol. 12, 638491(2021).
  7. Cheng, H., et al. Effects of shear stress on vascular endothelial functions in atherosclerosis and potential therapeutic approaches. Biomed Pharmacother. 158, 114198(2023).
  8. Jackson, M. L., Bond, A. R., George, S. J. Mechanobiology of the endothelium in vascular health and disease: In vitro shear stress models. Cardiovasc Drugs Ther. 37 (5), 997-1010 (2022).
  9. Liu, X. F., Yu, J. Q., Dalan, R., Liu, A. Q., Luo, K. Q. Biological factors in plasma from diabetes mellitus patients enhance hyperglycaemia and pulsatile shear stress-induced endothelial cell apoptosis. Integr Biol. 6 (5), 511-522 (2014).
  10. Chin, L. K., et al. Production of reactive oxygen species in endothelial cells under different pulsatile shear stresses and glucose concentrations. Lab Chip. 11 (11), 1856-1863 (2011).
  11. Yu, J. Q., Liu, X. F., Chin, L. K., Liu, A. Q., Luo, K. Q. Study of endothelial cell apoptosis using fluorescence resonance energy transfer (FRET) biosensor cell line with hemodynamic microfluidic chip system. Lab Chip. 13 (14), 2693-2700 (2013).
  12. La Sala, L., Mrakic-Sposta, S., Micheloni, S., Prattichizzo, F., Ceriello, A. Glucose-sensing microRNA-21 disrupts ROS homeostasis and impairs antioxidant responses in cellular glucose variability. Cardiovasc Diabetol. 17 (1), 105(2018).
  13. Alpural, A., et al. Systematic review on the role of microfluidic platforms in advancing scalable and precise microbial bioprocessing. Eng Life Sci. 25 (9), e70034(2025).
  14. Chen, Z. H., et al. Advanced microfluidic devices for fabricating multi-structural hydrogel microsphere. Exploration. 1 (3), 20210036(2021).
  15. Hao, S. Y., et al. Periosteum Organoid: Biomimetic Design Inspired From the Bone Healing Process. Exploration. 5 (6), 20240298(2025).
  16. Chen, Z. Z., et al. A microfluidic device with spatiotemporal wall shear stress and ATP signals to investigate the intracellular calcium dynamics in vascular endothelial cells. Biomech Model Mechanobiol. 18 (1), 189-202 (2019).
  17. Chen, W., et al. Importance of mitochondrial calcium uniporter in high glucose-induced endothelial cell dysfunction. Diab Vasc Dis Res. 14 (6), 494-501 (2017).
  18. Hu, S. Y., et al. An integrated shear-glucose system to study how shear stress repairs oscillating glucose-induced endothelial cell damage via ROS/Ca2+/eNOS signaling. Microchemical Journal. 215, 114415(2025).
  19. Maeda, M., Hayashi, T., Mizuno, N., Hattori, Y., Kuzuya, M. Intermittent high glucose implements stress-induced senescence in human vascular endothelial cells: Role of superoxide production by NADPH oxidase. PLoS One. 10 (4), e0123169(2015).
  20. Na, J. T., et al. Fabricating a multi-component microfluidic system for exercise-induced endothelial cell mechanobiology guided by hemodynamic similarity. Talanta. 253, 123933(2023).
  21. Na, J. T., et al. A microfluidic system for precisely reproducing physiological blood pressure and wall shear stress to endothelial cells. Analyst. 146 (19), 5913-5922 (2021).
  22. Pereiro, I., Fomitcheva Khartchenko, A., Petrini, L., Kaigala, G. V. Nip the bubble in the bud: A guide to avoid gas nucleation in microfluidics. Lab Chip. 19 (14), 2296-2314 (2019).
  23. Aragona, M., et al. A mechanical checkpoint controls multicellular growth through YAP/TAZ regulation by actin-processing factors. Cell. 154 (5), 1047-1059 (2013).
  24. Sahin, M. A., Shehzad, M., Destgeer, G. Stopping microfluidic flow. Small. 20 (20), e2307956(2024).
  25. Sullender, C. T., et al. Using pressure-driven flow systems to evaluate laser speckle contrast imaging. J Biomed Opt. 28 (3), 036003(2023).
  26. Toma, L., et al. Oscillating glucose induces the increase in inflammatory stress through Ninjurin-1 up-regulation and stimulation of transport proteins in human endothelial cells. Biomolecules. 13 (4), 626(2023).
  27. Wu, N., et al. Acute blood glucose fluctuation enhances rat aorta endothelial cell apoptosis, oxidative stress and pro-inflammatory cytokine expression in vivo. Cardiovasc Diabetol. 15 (1), 109(2016).
  28. Gao, J., Pan, H., Guo, X., Huang, Y., Luo, J. Y. Endothelial Kruppel-like factor 2/4: Regulation and function in cardiovascular diseases. Cell Signal. 130, 111699(2025).
  29. He, L., Zhang, C. L., Chen, Q., Wang, L., Huang, Y. Endothelial shear stress signal transduction and atherogenesis: From mechanisms to therapeutics. Pharmacol Ther. 235, 108152(2022).
  30. Han, Y., Huang, K., Yao, Q. P., Jiang, Z. L. Mechanobiology in vascular remodeling. National Science Review. 5 (6), 933-946 (2018).
  31. Cheng, C. K., Wang, N., Wang, L., Huang, Y. Biophysical and biochemical roles of shear stress on endothelium: A revisit and new insights. Circ Res. 136 (7), 752-772 (2025).
  32. Tovar-Lopez, F., et al. A microfluidic system for studying the effects of disturbed flow on endothelial cells. Front Bioeng Biotechnol. 7, 81(2019).
  33. Estrada, R., Giridharan, G. A., Nguyen, M. D., Prabhu, S. D., Sethu, P. Microfluidic endothelial cell culture model to replicate disturbed flow conditions seen in atherosclerosis susceptible regions. Biomicrofluidics. 5 (3), 032006(2011).
  34. Van Engeland, N. C. A., et al. A biomimetic microfluidic model to study signalling between endothelial and vascular smooth muscle cells under hemodynamic conditions. Lab Chip. 18 (11), 1607-1620 (2018).
  35. Ma, Q., Ma, H., Xu, F., Wang, X., Sun, W. Microfluidics in cardiovascular disease research: State of the art and future outlook. Microsyst Nanoeng. 7, 19(2021).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Endothelial DysfunctionMicrofluidic SystemPulsatile Shear StressOscillatory HyperglycemiaDiabetic Vascular DiseasePolydimethylsiloxane ChipPressure Driven ControlMicro Particle Image VelocimetryReactive Oxygen SpeciesCell Viability
Video Coming Soon

Related Articles