Szczegóły dotyczące wszystkich zwierząt, diet, odczynników, zestawów, instrumentów, oprogramowania i dostawców usług wykorzystywanych w tym protokole znajdują się w Tabeli Materiałów. Wszystkie badania na zwierzętach przeprowadzono zgodnie z wytycznymi Narodowych Instytutów Zdrowia (NIH) dotyczących opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych i uzyskały zgodę Komitetu ds. Zwierząt Eksperymentalnych Szpitala Prowincjonalnego Shandong (etyczna akceptacja nr 2022–007, zatwierdzona 24 stycznia 2022 r.).
UWAGA: Krew zwierzęca, próbki kału i tkanki należy traktować jako potencjalnie niebezpieczne substancje biologiczne. Wszystkie procedury z udziałem żywych zwierząt, próbek biologicznych, ostrych przedmiotów, rozpuszczalników organicznych oraz odczynników do testów chemicznych powinny być wykonywane zgodnie z instytucjonalnymi przepisami dotyczącymi biobezpieczeństwa, opieki nad zwierzętami oraz bezpieczeństwa chemicznego. Zwłoki zwierząt, tkanki, materiały skażone krwią oraz próbki kału powinny być zbierane w wyznaczonych pojemnikach na odpady biologiczne i utylizowane przez instytucjonalny obiekt zwierzęcy lub biuro ds. bezpieczeństwa biologicznego. Igły, igły gavage, rurki kapilarne i inne ostre przedmioty powinny być wyrzucane natychmiast po użyciu w zatwierdzonych pojemnikach na ostre przedmioty. Organiczne odpady rozpuszczalnikowe, w tym metanol, acetonitryl i roztwory zawierające kwasy mrówkowe, powinny być zbierane w oznaczonych pojemnikach na odpady chemiczne i utylizowane w ramach instytucjonalnego programu niebezpiecznych odpadów chemicznych. Odpady z testów biochemicznych i stresu oksydacyjnego powinny być zbierane i utylizowane zgodnie z kartami bezpieczeństwa producenta oraz instytucjonalnymi przepisami bezpieczeństwa chemicznego.
Zwierzęta doświadczalne
Sześciotygodniowe samce myszy C57BL/6J (n = 4 w grupie) były utrzymywane w określonych warunkach wolnych od patogenów (SPF) z 12-godzinnym cyklem światła/ciemności przy temperaturze 22 ± 2 °C i wilgotności względnej 50–60%. Zwierzęta miały ad libitum dostęp do jedzenia i wody, maksymalnie pięć myszy w klatce. Myszy kontrolne były karmione standardową dietą chow składającą się z 70% węglowodanów, 20% białka i 10% tłuszczu (kcal). Aby ustalić model MASLD na myszy, myszy były karmione dietą wysokotłuszczową przez 8 tygodni, zawierającą 20% węglowodanów, 20% białka i 60% tłuszczu (kcal). Wszystkie diety były przechowywane w temperaturze 4 °C i uzupełniane dwa razy w tygodniu. Myszy zostały przydzielone losowo do grup eksperymentalnych za pomocą generatora liczb losowych, a wielkość próby (n = 4 na grupę) została określona na podstawie wcześniejszych badań z wykorzystaniem podobnych modeli myszy indukowanych dietą wysokotłuszczową oraz eksperymentów wstępnych. Wszystkie terapie podawano codziennie o tej samej porze, aby zminimalizować zmienność dobową.
Olej mikroalg był wydobywany i oczyszczany przez Akademię Nauk Rolniczych w Shandong, o czystości około 99%. Olej mikroalg przechowywano w temperaturze −30 °C, chronionym przed światłem. Przed podaniem olej przygotowywano emulgatorem i dokładnie mieszano, aby zapewnić jednorodność. Konkretnie, bogaty w DHA olej mikroalg był emulgowany w sterylnej soli soli fizjologicznej o stężeniu 0,5% karboksymetylocelulozy zawierającej 0,5% Tween-80. Mikroalgiowy olej i emulgator były mieszane w proporcji 1:9 (v/v) i wirowane przez 2 minuty tuż przed gavage, aby uzyskać równomierne zawieszenie. Myszy z grupy poddawanej mikroalgom olejem otrzymywały preparat raz dziennie za pomocą doustnego gavage'u sterylnym igłą do karmienia w dawce 10 μL/g masy ciała. Objętość gavage była codziennie dostosowywana do masy ciała, aby zapewnić spójność dawki. Myszy w grupie kontrolnej otrzymały równoważną objętość bezpłodnej soli fizjologicznej w tych samych warunkach. Użyta sól fizjologiczna to zastrzyk z chlorku sodu o stężeniu 0,9%.
Leczenie probiotyczne polegało na złożonej formulacji zawierającej Lactobacillus plantarum (DY-1), Lactobacillus acidophilus (KDB-03), Lactobacillus casei (KDB-LC) oraz Bacillus coagulans (GIM 1,645). Cztery szczepy zostały wymieszane z równym stosunkiem żywotnych komórek 1:1:1:1. Każdy szczep wniósł 2,5 × 107 CFU/mL do ostatecznej formuły, co dało łączne stężenie bakteryjne 1 × 108 CFU/mL. Mieszanka probiotyczna została zsyntetyzowana przez Akademię Nauk Rolniczych w Shandong i nie jest dostępna komercyjnie. Leczenie probiotyczne polegało na złożonym bulionie z fermentacją probiotyczną zawierającą Lactobacillus plantarum DY-1, Lactobacillus acidophilus KDB-03, Lactobacillus casei KDB-LC oraz Bacillus coagulans GIM 1,645. Stężenie bakterii w formulacji wyniosło 1 × 10,8 CFU/mL. Bulion fermentacji probiotycznej przechowywano przed użyciem w temperaturze 4 °C. Myszy w grupie leczonej probiotykami otrzymywały formułę probiotyczną raz dziennie poprzez doustne dawkowanie w dawce 0,01 mL/g masy ciała przez cały okres eksperymentalny.
Poszczególne szczepy były hodowane w odpowiednich warunkach i zbierane w fazie środkowej fazy wzrostu (OD₆₀₀ ≈ 0,6), a następnie łączone w wskazanym stosunku. Kultury bakteryjne były wirowane, aby usunąć supernatant, a pellety zostały ponownie zawieszone w sterylnej soli fosforanowej (PBS). Świeżo przygotowana zawiesina bakteryjna była przechowywana w lodzie przed podaniem, aby zachować żywotność. Ostateczne stężenie bakteryjne zostało przed podaniem dostosowane do 1× 108 CFU/mL. Myszy z grupy przyjmującej probiotyki otrzymywały formułę doustnie w dawce 0,01 mL/g masy ciała raz dziennie przez cały okres eksperymentalny. Przed podaniem probiotyków nie zastosowano żadnego wstępnego leczenia antybiotykiem. Aby zmniejszyć błędy eksperymentalne, ocena wyników była przeprowadzana przez ślepych badaczy, jeśli było to stosowne. MASLD zostało potwierdzone analizą biochemiczną krwi.
Analiza krwi
Pod koniec okresu eksperymentalnego myszy były głodzone na czczo przez noc (12 godzin) z dostępem do wody przed pomiarem glukozy i końcowym pobraniem krwi. Myszy były głęboko znieczulone izofluranem za pomocą waporyzatora znieczulenia, aż potwierdzono utratę odruchu pedałowego. Próbki krwi końcowej pobrano przez krwawienie retroorbitalne. Po pobraniu krwi myszy zostały uśpione przez zwichnięcie szyjki podczas głębokiej anestezji, a śmierć potwierdzono przez zatrzymanie oddechu i bicia serca. Krew została pozostawiona do zakrzepnięcia w temperaturze pokojowej, a następnie przez 10 minut odwirowana w 3 000 × g , aby uzyskać surowicę. Próbki surowicy były alicytowane i przechowywane w temperaturze −80 °C do czasu analizy. Glukoza w surowicy, całkowity cholesterol (TC), trójglicerydy (TG), cholesterol lipoproteinowy o niskiej gęstości (LDL-c), cholesterol lipoproteinowy o wysokiej gęstości (HDL-c), aminotransferaza asparagianowa (AST) oraz aminotransferaza alaninowa (ALT) były mierzone za pomocą automatycznego analizatora biochemicznego, zgodnie z instrukcjami producenta. Parametry te były ilościowe za pomocą enzymatycznych kolorymetrycznych testów z wbudowanymi standardowymi zestawami odczynnikowymi w systemie analizatora. Wszystkie parametry biochemiczne zostały znormalizowane do objętości surowicy i wyrażone w jednostkach określonych przez producenta.
Testy stresu oksydacyjnego
Biomarkery stresu oksydacyjnego mierzono za pomocą zestawów, w tym tych dotyczących malondialdehydu, dismutazy nadtlenkowej i katalazy. Badania przeprowadzano zgodnie z zaleceniami producenta. Krótko mówiąc, tkanki wątroby były homogenizowane w lodowatym buforze i wirowane, aby uzyskać supernatanty do analizy. Poziomy malondialdehydu (MDA) zmierzono za pomocą testu z użyciem substancji reaktywnych kwasem tiobarbiturowym (TBARS); Aktywność dismutazy nadtlenkowej (SOD) mierzono jej zdolnością do hamowania reakcji podtlenkowych; a aktywność katalazy (CAT) była ilościowana, monitorując tempo rozkładu nadtlenku wodoru. Pomiary wykonywano za pomocą czytnika mikropłyt, a wartości obliczano na podstawie standardowych krzywych lub wzorów dostępnych w zestawach. Markery stresu oksydacyjnego zostały znormalizowane do masy tkanki wątroby i wyrażane zgodnie ze specyfikacjami producenta.
Sekwencjonowanie rRNA 16S i analiza mikrobiomu
Próbki kału pobierano pod koniec okresu eksperymentalnego bezpośrednio od pojedynczych myszy w warunkach sterylnych, natychmiast zamrażano w ciekłym azocie i przechowywano w temperaturze −80 °C do czasu ekstrakcji DNA. DNA mikrobiologiczne zostało wyodrębnione za pomocą komercyjnego zestawu zgodnie z protokołem producenta. Obszar V3–V4 bakteryjnego genu 16S rRNA został amplifikowany za pomocą starterów 341F/806R. Amplifikacja PCR została przeprowadzona w systemie reakcji 25 μL zawierającym DNA szablonowe, 2x mieszankę PCR master oraz 0,2 μM każdego primeru. Program wzmacniania obejmował początkową denaturację w 95 °C przez 3 minuty, następnie 25 cykli 95 °C przez 30 s, 55 °C przez 30 s i 72 °C przez 45 s, a na końcu wydłużenie na 72 °C przez 10 minut. Biblioteki Amplicon zostały zbudowane i sekwencjonowane na platformie Illumina MiSeq, stosując strategię pary 2 × 250 bp przez komercyjnego dostawcę usług sekwencjonowania. Jakość biblioteki była oceniana przed sekwencjonowaniem, a biblioteki w grupach ładowano z zalecaną przez producenta gęstością klastrów. Odczyty niskiej jakości z niejednoznacznymi podstawami, niewystarczającą długością lub średnią jakością poniżej Q20 zostały usunięte przed analizą dalszą.
Surowe odczyty sekwencjonowania były przetwarzane przy użyciu QIIME 2 wersja 2019.420. W skrócie, odczyty parowane były demultipleksowane, filtrowane jakościowo, odszumiane, scalane i filtrowane chimerą za pomocą DADA2 z domyślnymi parametrami, chyba że zaznaczono inaczej. Do analizy dalszej zachowano warianty sekwencji amplikonu (ASV) bez pojedynczych tonów. Przypisanie taksonomiczne przeprowadzono przy użyciu bazy danych Greengenes w wersji 13_8 zaimplementowanej w QIIME221. Ze względu na wrodzone ograniczenia rozdzielczości sekwencjonowania genów 16S rRNA, szczególnie przy korzystaniu z bazy danych Greengenes, adnotacje taksonomiczne interpretowano wyłącznie na poziomie rodzaju. Klasyfikacja na poziomie gatunku nie była uznawana za wiarygodną i dlatego nie była stosowana w żadnych dalszych analizach, porównaniach statystycznych ani interpretacjach biologicznych. Wszystkie cechy drobnoustrojowe zostały zredukowane do poziomu rodzaju przed wizualizacją i analizą.
Zastosowano metryki różnorodności alfa (Chao1, obserwowane gatunki, Shannon, Simpson, PD Faith oraz równomierność Pielou). Statystyczne porównania różnorodności alfa między grupami przeprowadzono przy użyciu odpowiednich testów nieparametrycznych (np. test Kruskal–Wallis). Odległość Jaccarda i różnica Bray-Curtisa zostały wykorzystane jako metryki różnorodności beta. Do zilustrowania zmian w społecznościach mikrobiomowych użyto wykresów analizy głównych współrzędnych (PCoA), niemetrycznego skalowania wielowymiarowego (NMDS) oraz rozmiaru efektu analizy liniowej dyskryminacyjnej (LEfSe), z progiem wyniku LDA 2,0. Do oceny istotności statystycznej w różnorodności beta zastosowano permutacyjną wielowariantową analizę wariancji (PERMANOVA). Wizualizacja danych i analizy statystyczne były wykonywane za pomocą platformy GenesCloud (https://www.genescloud.cn).
Profile funkcjonalne mikroorganizmów były wnioskowane na podstawie danych sekwencjonowania 16S rRNA, a nie bezpośrednio mierzonych za pomocą metagenomicznego czy transkryptomicznego sekwencjonowania shotgun. Na podstawie tabeli znormalizowanej ścieżki lub liczebności grup funkcyjnych, przewidywane jednostki funkcjonalne zostały mapowane na powszechnie używane bazy danych, w tym KEGG, MetaCyc i COG. Obfitość szlaków KEGG została podsumowana według hierarchicznych kategorii funkcjonalnych, przy czym klasyfikacje szlaków poziomu 2 służyły do porównań dalszych. Średnia obfitość każdej kategorii szlaku została obliczona za pomocą oprogramowania R.
Analiza metabolomiki nieukierunkowanej próbek wątroby
Tkanki wątroby były szybko usuwane bezpośrednio po potwierdzeniu zgonu, natychmiast zamrażane w ciekłym azocie i przechowywane w temperaturze −80 °C przed analizą. Około 50 mg zamrożonej tkanki wątroby zostało ujednolicone w lodowato zimnej wodzie metanolu i wody (4:1, v/v) uzupełnionej standardami wewnętrznymi. Stosunek rozpuszczalnika tkanki do ekstrakcji wynosił 1:10 (w/v). Próbki były wirowane przez 1 minutę, sonakowane na lodzie przez 10 minut, a następnie inkubowane w temperaturze −20 °C przez 30 minut, aby poprawić wytrącanie białek. Homogenity zostały dokładnie wymieszane, poddane sonikacji na lodzie i wirowane w 12 000 × g przez 15 minut w temperaturze 4 °C. Supernatanty były starannie zbierane, odparowywane pod łagodnym przepływem azotu i rekonstytuowane w 50% metanolu do dalszej analizy.
Próbki kontroli jakości (QC) były generowane przez łączenie równych objętości z każdej próbki i analizowane przerywanie w trakcie procesu w celu oceny stabilności analitycznej i powtarzalności. Analiza metabolomiki nieukierunkowanej przeprowadzono za pomocą ultrawydajnego systemu chromatografii cieczowej sprzężonej z wysokorozdzielczą spektrometrią mas, obsługiwanego przez komercyjnego dostawcę usług. Metabolity były rozdzielane w kolumnie C18 w odwróconej fazie za pomocą układu rozpuszczalnika binarnego składającego się z wody o stężeniu 0,1% kwasu mrówkowego oraz acetonitrylu z 0,1% kwasu mrówkowego. Objętość wtrysku wynosiła 2 μL, temperatura kolumny była utrzymywana na poziomie 40 °C, a przepływ ustawiono na 0,30 mL/min. Zastosowano program elucii gradientowej, aby osiągnąć szeroką separację metabolitów. Detekcja spektrometryczna mas była przeprowadzana zarówno w dodatnim, jak i ujemnym trybie jonizacji elektrosprayowej w zakresie m/z od 70 do 1 000, aby osiągnąć szerokie pokrycie metabolitów. Napięcie natrysku jonowego ustawiono na 3,5 kV w trybie dodatnim i −2,5 kV w trybie ujemnym. Temperatura kapilar była utrzymwana na poziomie 320 °C, a dane pozyskiwano w trybie pełnego badania MS z zależnym od danych pozyskiwaniem MS/MS do adnotacji metabolitów. Surowe dane były przetwarzane za pomocą dedykowanego oprogramowania metabolomiki (MassLynx v4.1) do wykrywania cech, wyrównywania i normalizacji. Identyfikacja metabolitów została przeprowadzona na podstawie dokładnej masy, czasu retencji oraz wzorców fragmentacji SM/MS, porównując je z publicznymi bazami danych, w tym Human Metabolome Database (HMDB) oraz Kyoto Encyclopedia of Genes and Genomes (KEGG) (v2023), gdzie było to stosowne.
Analiza wieloczynnikowa i ścieżek
Przetworzone dane metabolomiczne poddawano wielowymiarowym analizom statystycznym, w tym analizie głównych składników (PCA) oraz analizie różnicyfikującej metodą nieregularnych najmniejszych kwadratów (PLS-DA), aby zobrazować różnice metaboliczne między grupami eksperymentalnymi. Różnice metabolitów zidentyfikowano na podstawie kombinacji zmiennej ważności w wynikach projekcji (VIP) (>1,0) oraz istotności statystycznej (s. < 0,05). Zidentyfikowane metabolity zostały dodatkowo zmapowane na szlaki metaboliczne za pomocą analizy wzbogacenia szlaków KEGG, aby wyjaśnić procesy biologiczne związane z suplementacją oleju mikroalg bogatym w DHA.
Analiza statystyczna
Dane przedstawiono jako średnią ± SEM i przeanalizowano za pomocą jednokierunkowej analizy wariancji (ANOVA), a następnie testu wielokrotnego porównania Tukeya. Istotność statystyczna została zdefiniowana jako p < 0,05. Analiza wzbogacenia metabolitów wątroby została przeprowadzona przy użyciu R (wersja 4.4.1). Analizowano parowe powiązania między rodzajami mikroorganizmów a metabolitami wątroby za pomocą korelacji rangowych Spearmana. Tylko istotne korelacje (wskaźnik fałszywych odkryć, FDR < 0,05) z |ρ| ≥ 0,6 zostało uwzględnionych w analizach sieci integracyjnych. Przetwarzanie danych mikrobiomu i metabolomiki zostało przeprowadzone zgodnie z opisaniem powyżej, w tym z wykorzystaniem platformy GenesCloud oraz procedur kontroli jakości.