Protokół ten przedstawia podejście echokardiografii przezklatkowej oparte na Dopplerze u myszy do powtarzalnej oceny funkcji skurczowej oraz konwencjonalnych wskaźników rozkurczowych.
Artykuł metodologiczny
Echokardiografia Dopplera do oceny funkcji rozkurczowej u myszy
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Niewydolność serca (HF) to poważne globalne obciążenie zdrowotne, charakteryzujące się zaburzeniami funkcji serca. Może wynikać z obniżonej funkcji skurczowej lub nieprawidłowej relaksacji rozkurczowej, jak w przypadku niewydolności serca z zachowaną frakcją wyrzutową (HFpEF). Wiarygodne modele przedkliniczne i narzędzia ilościowe są niezbędne do badania mechanizmów chorób i interwencji terapeutycznych. Echokardiografia przeztorakalna to nieinwazyjna metoda obrazowania, szeroko stosowana do pomiaru struktury i funkcji serca w modelach myszych. Protokół ten opisuje standaryzowaną metodę wykonywania echokardiografii opartej na dopplerze wysokiej rozdzielczości u myszy z użyciem przetworników o wysokiej częstotliwości (30–40 MHz) pod znieczuleniem wdechowym. Zwierzęta są umieszczone na platformie z kontrolowaną temperaturą, z ciągłym monitorowaniem tętna, oddychania i temperatury ciała, aby zapewnić stabilność fizjologiczną. Workflow obejmuje pozyskiwanie obrazowania B-mode, M-mode, impulsed-wave Doppler, color Doppler oraz tkanek Dopplera w celu oceny struktury lewej komory, wydajności skurczowej oraz konwencjonalnych indeksów rozkurczowych. Analiza offline przeprowadza się na podstawie pomiarów zaślepionych i uśrednionych na przestrzeni wielu cykli serca. Metoda ta umożliwia powtarzalną ocenę funkcji serca i jest odpowiednia do badań podłużnych na myszowych modelach chorób sercowo-naczyniowych.
Wprowadzenie
Niewydolność serca (HF) dotyka ponad 64 miliony osób na całym świecie i pozostaje główną przyczyną zachorowalności i śmiertelności 1,2. Klinicznie klasyfikuje się ją na niewydolność serca z obniżoną frakcją wyrzutową (HFrEF), łagodnie obniżoną frakcją wyrzutową (HFmrEF) oraz zachowaną frakcją wyrzutową (HFpEF)3,4. Rosnąca częstość występowania HFpEF oraz brak terapii celowanych podkreślają potrzebę solidnych modeli przedklinicznych i metod ilościowych do fenotypowania serca5. Centralną cechą HFpEF jest upośledzona funkcja rozkurczowa, co podkreśla znaczenie wiarygodnych narzędzi do oceny relaksacji komory i dynamiki wypełniania w układach eksperymentalnych.
Modele mysie są szeroko stosowane do badania chorób sercowo-naczyniowych, w tym przeciążenia ciśnieniowego, urazów niedokrwiennych oraz modeli farmakologicznych, i są podatne na modyfikacje genetyczne 6,7. Dokładna i powtarzalna ocena funkcji serca jest kluczowa w tych modelach 8,9. Echokardiografia przezklatkowa zapewnia nieinwazyjną, szybką i powtarzalną metodę, umożliwiającą powtarzalne pomiary dokumentujące przebieg choroby i jej reakcję na potencjalne interwencje terapeutyczne, z możliwością oceny struktury i funkcji serca in vivo10. Dodatkowo ma to eliminację ekspozycji na promieniowanie u badaczy lub zwierząt badawczych, co może zakłócić wyniki eksperymentów.
Głównym celem tego artykułu jest zapewnienie standaryzowanego i powtarzalnego podejścia do oceny funkcji rozkurczowej lewej komory u myszy za pomocą echokardiografii dopplerowskiej. Protokół ten integruje konwencjonalne pomiary przepływu transmisyjnego oraz obrazowanie tkanek Dopplera w celu ilościowego określenia parametrów takich jak stosunki E/A i E/e′, które służą jako markery relaksacji komory i ciśnienia wypełnienia. Dzięki umożliwieniu oceny podłużnej u tego samego zwierzęcia, technika ta ułatwia badanie postępu choroby i odpowiedzi terapeutycznych w przedklinicznych modelach niewydolności serca.
Uzasadnienie rozwoju i powszechnego zastosowania echokardiografii Dopplera w badaniach mysich polega na jej zdolności do niwelowania luk translacyjnych między modelami przedklinicznymi a kardiologią kliniczną. Chociaż inwazyjne pomiary hemodynamiczne pozostają złotym standardem, ich terminalny charakter uniemożliwia stosowanie w badaniach sercyjnych. Echokardiografia Dopplera, zaadaptowana z praktyki klinicznej, pozwala badaczom uzyskać fizjologicznie istotne wskaźniki funkcji rozkurczowej w sposób minimalnie inwazyjny. Postępy w systemach ultrasonografii wysokiej częstotliwości dodatkowo poprawiły rozdzielczość przestrzenną i czasową, umożliwiając dokładne rejestrowanie szybkich cykli sercowych myszy do analizy ilościowej11.
Alternatywne techniki, takie jak obrazowanie rezonansu magnetycznego serca, są kosztowne, czasochłonne i ograniczone dostępne, co czyni powtarzalne badania niepraktycznymi. Analiza pętli ciśnienia-objętości, choć uważana za złoty standard oceny funkcji rozkurczowej, jest inwazyjna, technicznie wymagająca i zazwyczaj końcowa procedura. Natomiast echokardiografia oferuje praktyczną równowagę między dokładnością a wykonalnością, czyniąc ją najbardziej dostępną metodą do fenotypowania podłużnego u małych zwierząt. W porównaniu z nowymi podejściami, takimi jak obrazowanie odkształcenia ze śledzeniem plamkami czy analiza funkcjonalna lewego przedsionka, konwencjonalne metody oparte na Dopplerze wymagają mniej specjalistycznej wiedzy i są łatwiej wdrażane w różnych laboratoriach, co zwiększa powtarzalność i porównywalność wyników. Dlatego ta metoda zapewnia solidne, dostępne i łatwe do przekształcania podejście do oceny funkcji rozkurczowej w modelach myszych, szczególnie w HFpEF lub wczesnych stadiach dysfunkcji serca12,13.
Protokół
Wszystkie procedury na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt Instytucjonalnych (IACUC: Zatwierdzenie nr A00007272-23-R26) i przeprowadzone zgodnie z wytycznymi instytucjonalnymi i krajowymi. W tym badaniu wykorzystano łącznie 8 kontrolnych myszy C57BL/6NJ. Znieczulenie izofluranowe było podawane za pomocą skalibrowanego waporyzatora z odpowiednim oczyszczaniem, aby zminimalizować narażenie personelu. Zwierzęta były nieustannie monitorowane pod kątem tętna i oddychania, aby utrzymać stabilność fizjologiczną i zapobiec przedawkowaniu znieczulających. Zastosowano platformę grzewczą, aby zapobiec hipotermii. Badacze mogą zdecydować się na monitorowanie głębokiej temperatury ciała za pomocą termometru analnego. Zastosowano okulisty smar, aby zapobiec wysychaniu rogówki. Zwierzęta nie były pozostawiane bez opieki pod narkozą i były monitorowane do pełnej przytomności, co potwierdza odzyskanie pozycji pionowej i prawidłowy ruch w klatce (Tabela materiałów).
1. Przygotowanie zwierząt
- Usuń owłosienie z klatki piersiowej 24–48 godzin przed zdjęciami za pomocą kremu depilacyjnego i dokładnie wyczyść wilgotną gazą.
- Upewnij się, że całkowite usunięcie z okolicy piersiowej i pozwól podrażnieniu/zaczerwienieniu skóry całkowicie ustąpić przed wykonaniem obrazowania.
- Przygotuj system obrazowania, zestaw znieczulenia i sprzęt monitorujący przed indukcją.
- Wybierz preset obrazowania serca i ustaw głębokość obrazowania na 2–2,5 cm, liczbę klatek na sekundę ≥200 klatek/s, a następnie dostosuj wzmocnienie, aby zoptymalizować wizualizację mięśnia sercowego.
2. Znieczulenie i monitorowanie fizjologiczne
- Indukować znieczulenie przy użyciu 2–3% izofluranu w tlenie i utrzymywać na poziomie 1–1,5% przez stożek nosowy.
- Umieść mysz na plecach na platformie z kontrolowaną temperaturą i przymocuj kończyny do elektrod EKG.
- Stosuj smar okulistyczny, aby zapobiec wysuszeniu rogówki.
- Monitoruj tętno i oddychanie na bieżąco.
- Utrzymuj tętno na poziomie około 450–500 uderzeń na minutę, aby zapewnić rozdzielenie fal Dopplera E i A.
UWAGA: Zbyt niskie tętno (<400 uderzeń na minutę) może odzwierciedlać głębsze znieczulenie i zmienione warunki obciążenia, podczas gdy wyższe tętno (>500 uderzeń/min) może prowadzić do fuzji E/A. Utrzymywanie parametrów fizjologicznych w zakresach, które zachowują zarówno prawidłową fizjologię, jak i optymalną interpretację sygnału Dopplera. Zaleca się częstotliwość serca około 400–500 uderzeń na minutę, aby umożliwić wyraźne rozdzielenie fal E i A transmitalnych oraz poprawić dokładność pomiarów rozkurczowych. Ten zakres docelowy jest przede wszystkim wyznaczany przez względy pomiarowe, a nie za reprezentowanie ścisłych wymagań fizjologicznych. Tętno poniżej 400 uderzeń na minutę może odzwierciedlać głębszy poziom znieczulenia i zmienione warunki obciążenia, co może wpływać na wskaźniki rozkurczowe. Z kolei tętno powyżej 550 uderzeń na minutę może powodować fuzję fal E i A, ograniczając interpretację. Częstość oddechu powinna być utrzymywana na poziomie 80–120 oddechów na minutę, a temperatura ciała 37 ± 0,5 °C. Stężenie izofluranu powinno być stopniowo regulowane (±0,1–0,2%), aby utrzymać stabilność.
3. Workflow obrazowania
- Obrazowanie w trybie B
- Umieść przetwornik wzdłuż mostka, aby uzyskać widok przymostkowy wzdłuż osi.
- Nagrania filmowe (ciągłe nagrania wideo) pokazujące komory sercowe i ruch ścian na przestrzeni kilku cykli serca.
- Obrazowanie w trybie M
- Ustawij przetwornik, aby uzyskać widok krótkoosiowy przymostkowy na poziomie mięśni brodawkowych, gdzie lewa komora wygląda jak pączek z podstawą dwóch mięśni brodawkowych widocznymi na 4. i 8.
- Ustaw kursor trybu M prostopadle do przegrody międzykomorowej i tylnej ściany.
- Zapisz 3–5 cykli serca i zachowaj je na analizę.
- LVOT Doppler
- Aktywuj kolorowy Doppler, aby zwizualizować przepływ na poziomie aorty.
- Ustaw wiązkę Dopplera równolegle do przepływu w lewej komorze wypływowej.
- Rejestruj sygnały Dopplera na falach impulsowych przez 3–5 cykli serca.
- Doppler z dopływem mitralnym
- Uzyskaj widok czterokomorowy z wierzchołka.
- Umieść objętość próbki impulsu Dopplera na końcach listek zastawki mitralnej.
- Rejestruj fale E i A z prędkością 200–300 mm/s.
- Obrazowanie tkankowe Dopplera
- Umieść objętość próbki w pierścieniu przegrody mitralnej.
- Rejestruj wczesne (e′) i późne (a′) prędkości rozkurczowe tkanek w wielu cyklach serca.
4. Odbudowa
- Odłóż znieczulenie i usuń żel USG.
- Umieść mysz w ciepłej klatce regeneracyjnej.
- Monitoruj do pełnej ambulancji, zanim wrócę do zakwaterowania.
5. Analiza obrazów
- Otwórz oprogramowanie analityczne i załaduj pętlę filmową.
- Zmierz wymiary komory w stanie rozgrzania i systolu końcowego.
- Zmierz prędkości fal E i A oraz oblicz stosunek fal E/A.
- Zmierz prędkość e′ i oblicz stosunek E/e′.
- Średnie pomiary na 3–5 cykli serca.
Wyniki
Niniejszy protokół umożliwia pozyskanie wysokiej jakości obrazów echokardiograficznych w celu wiarygodnej oceny struktury i funkcji serca u myszy. Właściwa anestezja, pozycjonowanie oraz monitorowanie fizjologiczne są niezbędne dla zapewnienia spójności obrazowania. (Rycina 1)Obrazowanie w trybie B zapewnia wyraźną wizualizację anatomii serca. Widok czterojamowy z wierzchołka umożliwia ocenę wszystkich jam serca. (Rycina 2A–B), natomiast obraz w przekroju długiej osi przymostkowej pozwala zdefiniować strukturę lewej komory i służy jako punkt odniesienia dla pomiarów (Rycina 3A–B)Obrazowanie w trybie M na poziomie mięśni brodawkowatych umożliwia dokładny pomiar wymiarów oraz grubości ścian lewej komory, w tym LVID, LVAW i LVPW. (Rysunek 4A–B), co wspomaga ocenę wielkości serca i funkcji skurczowej. Obrazowanie dopplerowskie wykazuje wyraźne fale E i A przepływu przez zastawkę mitralną, co umożliwia obliczenie stosunku E/A (Rycina 5), podczas gdy doppler tkankowy dostarcza mierzalnych prędkości E′ i A′, umożliwiając ocenę wskaźnika E/e′ (Rysunek 6)Optymalna częstość akcji serca oraz prawidłowe ustawienie sondy są kluczowe, aby uniknąć zlania się fal i zapewnić dokładność pomiarów.
Rysunek 1: Znieczulenie i pozycjonowanie myszy do echokardiografii przezklatkowej. (A) Układ obrazowania przedstawiający platformę z kontrolą temperatury, system podawania znieczulenia, połączenia elektrod EKG oraz aparat do pozycjonowania głowicy ultradźwiękowej. System jest tak skonfigurowany, aby umożliwić stabilny monitoring fizjologiczny i precyzyjne manipulowanie głowicą podczas obrazowania. (B) Zbliżenie platformy obrazowej z zintegrowanymi elektrodami EKG i maską nosową do podawania izofluranu, zaprojektowaną w celu unieruchomienia myszy w standaryzowanej pozycji na plecach przy jednoczesnym utrzymaniu znieczulenia. (C) Znieczulona mysz ułożona na plecach na platformie obrazowej, z czterema łapami przymocowanymi do elektrod EKG za pomocą taśmy chirurgicznej. Maska nosowa podaje wziewny izofluran (utrzymanie na poziomie 1,0–1,5%), a klatka piersiowa jest wyrównana płasko, aby zapewnić optymalne pozyskiwanie obrazów i spójny monitoring pracy serca. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
Rycina 2: Widok echokardiograficzny w trybie B w projekcji czterojamowej z wierzchołka. (A) Reprezentatywny obraz w skali szarości w trybie B przedstawiający wszystkie cztery jamy serca: lewy przedsionek, lewą komorę, prawy przedsionek i prawą komorę w jednej płaszczyźnie obrazowania. (B) Obraz z adnotacjami wyróżniający kluczowe struktury anatomiczne. Głowica ultradźwiękowa jest umieszczona na lewej bocznej ścianie klatki piersiowej i skierowana kranialnie w stronę wierzchołka serca w celu uzyskania optymalnej wizualizacji. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.
Rysunek 3: Obrazowanie w trybie B w przekroju długiej osi przytętniczej. (A) Reprezentacyjny obraz w trybie B w przekroju długiej osi przytętniczej przedstawiający anatomię serca, w tym jamę lewej komory, przegrodę międzykomorową i ścianę tylną. (B) Obraz o wysokiej rozdzielczości wyeksportowany do ilościowej analizy wymiarów serca. Widok ten jest wykorzystywany do oceny ogólnej struktury serca i prowadzenia kolejnych trybów obrazowania. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
Rysunek 4: Obrazowanie w trybie M na poziomie mięśni brodawkowatych. (A) Przekrój krótkoosiowy przyparasternalny na poziomie środkowym komory z widocznymi mięśniami brodawkowatymi. (B) Odpowiadający mu zapis w trybie M z kursorem ustawionym prostopadle do przegrody międzykomorowej i ściany tylnej. (C) Obraz w trybie M z analizą wspomaganą programowo, w której system automatycznie wykrywa i wyznacza linie wzdłuż ścian serca. Następnie oblicza wartości takie jak LVID, LVPW i LVAW w cyklach serca. Skróty; LVID = wewnętrzna średnica lewej komory (odległość między przegrodą międzykomorową a ścianą tylną); LVPW = grubość tylnej ściany lewej komory; LVAW = grubość przedniej ściany lewej komory; ECG = elektrokardiogram. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
Rysunek 5: Układ eksperymentalny i przegląd sygnału Dopplera. (A) Przygotowanie eksperymentalne przedstawiające model małego zwierzęcia umieszczony na platformie z głowicą ultradźwiękową przyłożoną do klatki piersiowej w celu obrazowania serca. (B) Reprezentatywna mapa kolorowego Dopplera ilustrująca intensywność i kierunek sygnału lokalnego przepływu krwi. (C) Zapis dopplerowski z użyciem fali impulsowej demonstrujący rozmieszczenie objętości próbkowania, wraz z reprezentatywnym kształtem fali dopplerowskiej z użyciem fali impulsowej wykazującym prędkości napełniania wczesnego (E) i przedsionkowego (A). Wskazano IVRT oraz IVCT, wraz z jednoczesnym zapisem EKG w celu korelacji z cyklem serca. Skróty; IVRT = czas relaksacji izowolumetrycznej; IVCT = czas skurczu izowolumetrycznego Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.
Rysunek 6: Obrazowanie tkankowe dopplerowskie ruchu mięśnia sercowego. Zapis dopplerowski tkanek ilustrujący wzorce prędkości mięśnia sercowego z możliwymi do zidentyfikowania komponentami wczesnym (E′) i przedsionkowym (A′), pozyskane ze ściany mięśnia sercowego. Fala jest wyświetlana wraz z zsynchronizowanym zapisem EKG w celu skorelowania aktywności elektrycznej i mechanicznej. Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.
Dyskusja
Protokół ten zapewnia ustandaryzowane i powtarzalne podejście do echokardiografii transthorakopowej opartej na Dopplerze u myszy, umożliwiając kompleksową ocenę struktury serca, funkcji skurczowej oraz konwencjonalnych wskaźników rozkurczowych. Połączone wykorzystanie obrazowania B-mode, M-mode i Dopplera umożliwia wiarygodne określenie wymiarów komory, funkcji kurczliwej oraz dynamiki wypełnienia w przedklinicznych modelach chorób sercowo-naczyniowych14.
Kluczowym zagadnieniem w echokardiografii myszy jest wpływ znieczulenia wdechowego na fizjologię układu sercowo-naczyniowego. Izofluran jest znany ze zmniejszania tętna, zmiany obciążenia wstępnego i następczego oraz modulacji kurczliwości mięśnia sercowego, co może wpływać na indeksy funkcji rozkurczowej15 pochodzące z Dopplera. W związku z tym konieczne jest ostrożne stosowanie znieczulenia oraz utrzymanie stabilnych warunków fizjologicznych, aby zapewnić powtarzalne i interpretowalne pomiary. Standaryzacja tętna, temperatury ciała i szybkości oddechu minimalizuje zmienność i poprawia porównywalność między grupami eksperymentalnymi16.
Konwencjonalne indeksy pochodzące z Dopplera, w tym przepływ transmisalny (E/A) oraz tkankowy E/e′, są szeroko stosowane do oceny funkcji rozkurczowej i zazwyczaj można je powtórzyć, gdy stosuje się standardowe protokoły pozyskiwania17. Powtarzalność można dodatkowo zwiększyć poprzez uśrednianie pomiarów na wiele cykli serca oraz przeprowadzanie analiz w sposób zaślepiony, aby zmniejszyć zmienność między i wewnątrz obserwatora. Konsekwentne pozycjonowanie sondy i plany obrazowania są również niezbędne do poprawy wiarygodności testów i powtórek w badaniach podłużnych18.
Utrzymanie odpowiedniego tętna podczas badań obrazowych jest szczególnie ważne u myszy ze względu na ich wysokie tętno wewnętrzne. Przy niższych tętnach, często związanych z głębszym znieczuleniem serca, zmienione warunki obciążenia mogą wpływać na wzorce wypełniania komor. Z kolei nadmiernie wysokie tętno może prowadzić do fuzji fal E i A, co ogranicza dokładną interpretację indeksów rozkurczowych. Dlatego utrzymanie tętna w zakresie zachowującym zarówno istotność fizjologiczną, jak i separację sygnałów Dopplera jest niezbędne dla dokładnej oceny19.
Chociaż protokół ten koncentruje się na konwencjonalnych indeksach funkcji rozkurczowej opartych na Dopplerze, nie uwzględnia bardziej zaawansowanych technik echokardiograficznych, które zyskały na znaczeniu w literaturze współczesnej. Obrazowanie naprężenia mięśnia sercowego i częstotliwość naprężenia w ocenie funkcji lewego przedsionka (w tym fazy zbiornika, przewodu i pompy wzmacniającej) oraz ocena odkręcania lewej komory dostarczają dodatkowych mechanistycznych wglądów w rozluźnienie i zgodność mięśnia sercowego19. Jednak techniki te wymagają specjalistycznych protokołów akwizycji, wyższej rozdzielczości czasowej oraz dedykowanych narzędzi do postprocessingu, przez co wykraczają poza zakres obecnego workflow. Te metody powinny być traktowane jako podejścia uzupełniające, gdy wymagane jest bardziej szczegółowe rozkurczowe fenotypowanie16.
Oprócz echokardiografii, alternatywne techniki, takie jak rezonans magnetyczny serca (MRI) oraz inwazyjna analiza pętli ciśnienia-objętości, zapewniają uzupełniające oceny funkcji serca. MRI oferuje wysoką rozdzielczość przestrzenną i dokładne pomiary objętościowe, natomiast analiza ciśnienia-objętości dostarcza danych hemodynamicznych na złotym poziomie. Jednak te metody są ograniczone kosztami, inwazyjną i zmniejszoną przydatnością do badań podłużnych. Natomiast echokardiografia przeztorakalna pozostaje szybką, nieinwazyjną i szeroko dostępną techniką seryjnej oceny funkcji serca w modelach mysich20.
Ogólnie protokół ten umożliwia pozyskiwanie wysokiej jakości, powtarzalnych danych echokardiograficznych u myszy, przy szczególnej uwagi na monitorowanie fizjologiczne i standaryzowane techniki obrazowania. Integracja pomiarów strukturalnych, skurczowych i konwencjonalnych rozkurczowych sprawia, że to podejście jest dobrze przystosowane do badań podłużnych dotyczących fizjologii serca, postępu choroby oraz interwencji terapeutycznych w przedklinicznych badaniach sercowo-naczyniowych.
Oświadczenia
Autorzy deklarują brak konkurencyjnych interesów finansowych.
Podziękowania
Prace te zostały wsparte przez grant NIH/NHLBI HL153407.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Krem do depilacji | Nair® | Nie ma | Usuwanie owłosienia przed obrazowaniem obrazowym |
| Poduszka grzewcza | VetEquip (lub odpowiednik) | Nie ma | Utrzymuje temperaturę ciała (~37 &°; C) |
| System ultrasonografii wysokiej częstotliwości | FUJIFILM VisualSonics | Vevo F2 (lub odpowiednik) | System obrazowania małych zwierząt z presetami kardiologii |
| Platforma obrazowania | VisualSonics | Zintegrowana platforma | EKG i monitorowanie oddychania |
| Komora indukcyjna i Stożek nosowy | VetEquip (lub odpowiednik) | Nie ma | Podawanie znieczulenia gazowego |
| Vaporizer izofluranowy | VetEquip (lub odpowiednik) | Klasyczny system anestezjologii (lub odpowiednik) | System podawania znieczulenia |
| Przetwornik matrycowy liniowy (30-40 MHz) | VisualSonics | MS550D | Sonda wysokoczęstotliwościowa do obrazowania serca u myszy |
| Smar okulistyczny | Ogólne (np. Refresh PM/odpowiednik) | Nie ma | Zapobiega wysychaniu rogówki |
| Taśma chirurgiczna | 3M (lub równoważny) | Taśma chirurgiczna mikroporowa | Zabezpiecza kończyny do EKG |
| Żel ultradźwiękowy | Parker Labs | Aquasonic 100 (lub równoważny) | Sprzężenie akustyczne |
| Oprogramowanie Vevo LAB | VisualSonics | Zależność od wersji | Akwizycja i analiza obrazów |
Bibliografia
- Heidenreich, P. A., Albert, N. M., Allen, L. A., Bluemke, D. A., Butler, J., et al. Forecasting the impact of heart failure in the United States: A policy statement from the American Heart Association. Circ Hear Fail. 6 (3), 606-619 (2013).
- Bhatnagar, R., Fonarow, G. C., Heidenreich, P. A., Ziaeian, B. Expenditure on Heart Failure in the United States: The Medical Expenditure Panel Survey 2009-2018. JACC Hear Fail. 10 (8), 571-580 (2022).
- Omote, K., Verbrugge, F. H., Borlaug, B. A. Heart Failure with Preserved Ejection Fraction: Mechanisms and Treatment Strategies. Annu Rev Med. 73, 321-337 (2022).
- Pfeffer, M. A., Shah, A. M., Borlaug, B. A. HFpEF: In Perspective. Physiol Behav. 176 (1), 100-106 (2016).
- Urbich, M., Globe, G., Pantiri, K., Heisen, M., Bennison, C., et al. A Systematic Review of Medical Costs Associated with Heart Failure in the USA (2014–2020). Pharmacoeconomics. 38 (11), 1219-1236 (2020).
- Regan, J. A., Gabriele Mauro, A., Carbone, S., Marchetti, C., Gill, R., et al. A mouse model of heart failure with preserved ejection fraction due to chronic infusion of a low subpressor dose of angiotensin II. Am J Physiol - Hear Circ Physiol. 309 (5), H771-H778 (2015).
- Paulus, W. J., Tschöpe, C. A novel paradigm for heart failure with preserved ejection fraction: Comorbidities drive myocardial dysfunction and remodeling through coronary microvascular endothelial inflammation. J Am Coll Cardiol. 62 (4), 263-271 (2013).
- Wang, M. Animal Models of Heart Failure. Encycl Surg Vol 1 (22 Vol Set). 1, 2839-2863 (2020).
- Hoit, B. D. New approaches to phenotypic analysis in adult mice. J Mol Cell Cardiol. 33 (1), 27-35 (2001).
- Scherrer-Crosbie, M., Thibault, H. B. Echocardiography in Translational Research: Of Mice and Men. J Am Soc Echocardiogr. 21 (10), 1083-1092 (2008).
- Nagueh, S. F., Appleton, C. P., Gillebert, T. C., Marino, P. N., Oh, J. K., et al. Recommendations for the Evaluation of Left Ventricular Diastolic Function by Echocardiography. J Am Soc Echocardiogr. 22 (2), 107-133 (2009).
- Tschöpe, C., Paulus, W. J. Response to Little and Oh. Circulation. 120 (9), 809 (2009).
- Nagueh, S. F., Smiseth, O. A., Appleton, C. P., Byrd, B. F., Dokainish, H., et al. Recommendations for the Evaluation of Left Ventricular Diastolic Function by Echocardiography: An Update from the American Society of Echocardiography and the European Association of Cardiovascular Imaging. J Am Soc Echocardiogr. 29 (4), 277-314 (2016).
- Villalba-Orero, M., Garcia-Pavia, P., Lara-Pezzi, E. Non-invasive assessment of HFpEF in mouse models: current gaps and future directions. BMC Med. 20 (1), 1-15 (2022).
- Salerno, N., Di Costanzo, A., Marino, F., Scalise, M., Leo, I., et al. Echocardiographic Assessment of Cardiac Function in Mouse Models of Heart Disease. Int J Mol Sci. 26 (13), 1-36 (2025).
- Voigt, J. U., Pedrizzetti, G., Lysyansky, P., Marwick, T. H., Houle, H., et al. Definitions for a common standard for 2D speckle tracking echocardiography: consensus document of the EACVI/ASE/Industry Task Force to standardize deformation imaging. Eur Heart J Cardiovasc Imaging. 16 (1), 1-11 (2015).
- Martinod, K., Witsch, T., Erpenbeck, L., Savchenko, A., Hayashi, H., et al. Peptidylarginine deiminase 4 promotes age-related organ fibrosis. J Exp Med. 214 (2), 439-458 (2017).
- Schiattarella, G. G., Altamirano, F., Tong, D., et al. Nitrosative stress drives heart failure with preserved ejection fraction. Nature. 568 (7752), 351-356 (2025).
- Withaar, C., Lam, C. S. P., Schiattarella, G. G., De Boer, R. A., Meems, L. M. G. Heart failure with preserved ejection fraction in humans and mice: Embracing clinical complexity in mouse models. Eur Heart J. 42 (43), 4420-4430 (2021).
- Kramer, C. M., Barkhausen, J., Bucciarelli-Ducci, C., Flamm, S. D., Kim, R. J., et al. Standardized cardiovascular magnetic resonance imaging (CMR) protocols: 2020 update. J Cardiovasc Magn Reson. 22 (1), 1-18 (2020).
Przedruki i uprawnienia
Ten artykuł został opublikowany
Film wkrótce dostępny