Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Ilościowa analiza mikro-TK przebudowy miąższu płuc i dróg oddechowych w modelu lisica przewlekłego zwłóknienia płuc

160 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/71220

⸱

31 lipca 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Pediatrics and Human Development, College of Human Medicine, Michigan State University, 2Division of Pulmonary and Critical Care Medicine, Corewell Health, 3Department of Electrical and Computer Engineering, University of Iowa, 4Department of Radiology, College of Human Medicine, Michigan State University, 5Department of Medicine, College of Human Medicine, Michigan State University, 6Department of Radiology, University of Iowa

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Tu prezentujemy protokół wykorzystania mikro-TK do ilościowej oceny cech włóknienia płuc indukowanego bleomycyną w modelu fretki. Ten model fretki wykazuje silny potencjał translacyjny dla zrozumienia włóknienia płuc i testowania nowych terapii.

Streszczenie

Fibroza płuc (PF) to przewlekła i postępująca choroba płuc charakteryzująca się wielokrotnym uszkodzeniem pęcherzyków płucnych prowadzącym do pogrubienia parenchymy, przetoczeniu i upośledzeniu oddychania. Obecne modele na gryzoniach, szczególnie te wykorzystujące bleomycynę (BLEO), mają ograniczone znaczenie translacyjne dla ludzkiej idiopatycznej fibrozy płuc (IPF) ze względu na różnice anatomiczne, takie jak brak oskrzeli oddechowych. Aby zapobiec tej ograniczoności, opracowałeśmy duży model zwierzęcy fibrozy płuc u fretek, które posiadają oskrzela oddechowe podobne do tych u ludzi. Trzymiesięczne fretki dzikiej populacji otrzymały wewnątrztchawicze podanie BLEO. Płuca były pobrane 8 tygodni po leczeniu w celu wykonania mikrotomografii komputerowej (mikro-CT) oraz oceny histologicznej. Ze względu na ograniczoną rozdzielczość przestrzenną wielodetyktorowej tomografii komputerowej (MDCT) w wizualizacji drobnych oskrzeli fretek, wycięte płuca były skanerowane ex vivo za pomocą skanera mikro-CT przy kontrolowanych ciśnieniach w oskrzelach (0 cmH2O i 25 cmH2O) w celu symulacji warunków wydechowych i wziewnych.

Wyniki obrazowania mikro-CT ujawniły wyraźne różnice strukturalne między normalnymi a leczonymi BLEO płucami fretek. Normalne płuca wykazywały niską atenuację i zachowaną architekturę, podczas gdy płuca leczonych BLEO wykazywały znacznie zwiększoną atenuację, co było zgodne z fibrozą. Cechy charakterystyczne dla ludzkiej choroby fibrotycznej płuc, w tym ulitkowane struktury z przestrzeniami torbielowatymi, pogrubienie przegród międzypłaszczyznowych i przejrzyste zacienienia wskazujące na wczesne zmiany fibrotyczne lub zapalne, były widoczne. Za pomocą ilościowej analizy mikro-CT stwierdzono, że oskrzela w płucach fretek leczonych BLEO wykazywały znacznie zmniejszoną radialną ekspansję, rozciąganie wzdłużne i zmianę objętości przy obu zastosowanych ciśnieniach powietrza. Ponadto analiza pokoleniowa wykazała znaczne pogrubienie ścian oskrzeli w regionach z widoczną fibrozą. Ocena histologiczna, w tym barwienie Massona, potwierdziło rozległe odkładanie kolagenu i fibrozę.

Niniejsze badanie wykazuje, że fretki leczone BLEO rozwijają cechy radiologiczne, mechaniczne i histopatologiczne przypominające ludzką fibrozę płuc. Co więcej, mikro-CT umożliwia wysokiej rozdzielczości ocenę rozmieszczenia fibrozy, dynamiki oskrzeli i zmian objętości płuc. Te wyniki podkreślają potencjał fretki jako modelu translacyjnego do badania patogenezy PF i oceny nowych strategii terapeutycznych.

Wprowadzenie

Fibroza płuc (PF) jest przewlekłą i postępującą chorobą międzypęcherzową płuc, w której wielokrotne uszkodzenie pęcherzyków płucnych prowadzi do pogrubienia miąższu płuc, zwłóknienia i postępującego zaburzenia czynności oddechowej1. Fibroza płuc może być wywołana różnymi czynnikami, w tym lekami, toksynami środowiskowymi, infekcjami, podstawowymi chorobami autoimmunologicznymi lub może być idiopatyczna1. Chociaż opracowano leki, które spowalniają postęp choroby, szczególnie dla pacjentów z idiopatyczną fibrozą płuc (IPF), fibroza płuc pozostaje nieuleczalna, ze wskaźnikiem przeżywalności 3–5 lat po rozpoznaniu1,2. W większości przypadków jedynym ostatecznym leczeniem jest przeszczep płuc; dlatego istnieje pilna potrzeba opracowania nowych i bardziej skutecznych opcji terapeutycznych.

Bleomycyna jest lekiem powszechnie stosowanym u ludzi w leczeniu złośliwych nowotworów; jednak jego stosowanie jest ograniczone przez toksyczność dla płuc, która może szybko prowadzić do fibrozy płuc3. Po odkryciu tego działania niepożądanego, bleomycyna była wykorzystywana w badaniach nad modelami zwierzęcymi fibrozy płuc. Myszy były powszechnie używane do tego celu4,5,6 z różnymi metodami podawania bleomycyny, w tym dożylnie i przez tchawiczną instilacje7,8. Chociaż w tych modelach rozwija się fibroza, żaden z nich nie obejmuje wszystkich podstawowych cech fibrozy płuc obserwowanych u ludzi8. Modele zwierzęce fibrozy płuc u gryzoni nie odzwierciedlają kluczowych cech zaawansowanej choroby, w tym tworzenia jasnych cyst i zwłóknienia dalszych pęcherzyków płucnych9. Ponadto badania wykazały, że uszkodzenie płuc indukowane bleomycyną zaczyna się samoistnie ustępować u gryzoni około 28 dni po leczeniu bleomycyną10. Dodatkowo żaden z czynników wykazujących hamowanie fibrozy w tych modelach nie miał równoważnego efektu u ludzi, co ogranicza nasze opcje terapeutyczne11.

Frettki domowe (Mustela putorius furo) są coraz częściej stosowane w badaniach biomedycznych nad układem oddechowym ze względu na ich anatomiczne podobieństwo do ludzkiego układu oddechowego12. Ponadto są one podatne na podobne patogeny układu oddechowego, które infikują ludzi, w tym wirusa RSV i grypę, co pokazuje ich fizjologiczne podobieństwa12. Modele fretek z bleomycyną wykazują zwłóknienie oskrzelików, tworzenie ognisk włóknistych i obecność aberracyjnych komórek przypominających bazoidowe (KRT7+/KRT17+/KRT5–/TP63+)9. Jedna dawka bleomycyny wywołała trwałą fibrozę płuc u fretek, z restrykcyjną fizjologią i włóknistych nieprawidłowościami w płucach trwającymi co najmniej 22 tygodnie13. To stwierdzenie znacząco różni się od powszechnie stosowanego modelu mysiego z bleomycyną, gdzie fibroza jest ogólnie samoograniczająca się i zaczyna ustępować po około 28 dniach, z znaczną regresją występującą w ciągu 6–8 tygodni, co sugeruje, że model fretek może lepiej odzwierciedlać przewlekły i postępujący charakter ludzkiej fibrozy płuc. Co więcej, fretki zostały ostatnio wykorzystane w badaniach nad mukowiscydozą, przewlekłą chorobą układu oddechowego, ze względu na ich podobieństwo do ludzi14. Dlatego te zwierzęta mogą służyć jako lepsze modele PF niż poprzednie modele gryzoni.

Obecne badanie miało na celu opracowanie modelu zwierzęcego fibrozy płuc, który bardziej przypomina ludzką chorobę. Podaliśmy bleomycynę przez tchawiczną instilacje domowym fretkom. Po 8 tygodniach fretki te wykazywały zmiany radiograficzne i histologiczne podobne do tych obserwowanych u ludzi z fibrozą płuc.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury dotyczące zwierząt zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi i przepisami Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) na Michigan State University (zatwierdzenie protokołu dotyczącego zwierząt nr PROTO202306). Opieka nad zwierzętami oraz protokoły eksperymentalne zostały zatwierdzone przez Michigan State University i wykonane zgodnie z instytucjonalnymi standardami etycznego wykorzystania zwierząt w badaniach.

1. Bronchoskopowe podanie bleomycyny u fretki

  1. Pozyskać samce fretki w wieku od 3 do 4 miesięcy. Średnia masa ciała samca fretki w tym wieku powinna wynosić około 0,9–1,6 kg. Zwierzęta należy utrzymywać w temperaturze 21 °C przy wilgotności 40%–50%.
  2. Podać fretce gazowy izofluran w stężeniu 3%–5% przy użyciu aparatu do znieczulania z parownikiem precyzyjnym.
  3. Utrzymać znieczulenie, nakładając na nos fretki stożek nosowy i kontynuując podawanie gazowego izofluranu w stężeniu 3%–5%.
  4. Gdy fretka zostanie odpowiednio uspokojona i znajdzie się w pozycji leżącej, rozpocząć bronchoskopię przy użyciu bronchoskopu o średnicy zewnętrznej 2,7 mm.
  5. Przez kanał roboczy wprowadzić do dystalnej części tchawicy mieszaninę bleomycyny (2 U/kg masy ciała) i soli fizjologicznej, aby zapewnić dyfuzyjne rozprowadzenie bleomycyny. Należy upewnić się, że całkowita objętość wprowadzonej cieczy nie przekracza 1 mL. Fretki należy przenieść do ich klatek i monitorować przez 8 tygodni.
    UWAGA: Procedura wprowadzania preparatu nie powinna trwać dłużej niż dwie minuty.
  6. Podać izofluran przy użyciu aparatu do znieczulania gazowego z parownikiem precyzyjnym. Nakryć nos fretki stożkiem nosowym i podawać 1%–5% izofluranu, aż fretka znajdzie się w pozycji leżącej. Kontynuować ekspozycję na gaz do momentu potwierdzenia klinicznej śmierci. Podać dożylnie roztwór eutanatyczny w dawce 90 mg/kg i monitorować funkcje życiowe do potwierdzenia zgonu.
  7. Pobrać płuca 8 tygodni po leczeniu w celu przeprowadzenia mikrotomografii komputerowej (micro-CT) oraz oceny histologicznej.

2. Wysokorozdzielcze obrazowanie mikro-CT płuc fretki

  1. Przygotuj wyciętą tkankę płuc do obrazowania, usuwając zbędną tkankę oraz krew poprzez nacięcie żyły głównej dolnej, aby umożliwić odpływ krwi. Przeprowadź badanie CT niezwłocznie po przygotowaniu płuc.
  2. Wykonaj tomograficzne obrazy mikro-CT za pomocą systemu mikro-CT z następującymi parametrami akwizycji obrazu: 90 keV, 8 µA, ustawienie mocy z filtrem kolimatora rentgenowskiego 60 µm miedź i 50 µm aluminium, przy polu widzenia (FOV) 72 mm i izotropowej rozdzielczości obrazu 14 µm.
  3. Pozyskaj łącznie 5 obrazów przy standardnym czasie obrotu gantry 18 s, stosując zautomatyzowany protokół zszywania (stitching), aby nałożyć na siebie, połączyć i odrzucić powielone przekroje w celu stworzenia końcowego zszytego obrazu do analizy dróg oddechowych; pozwoli to uzyskać FOV o średnicy cylindrycznej 68 mm i całkowitej głębokości zszytego obrazu (płaszczyzna z) 186 mm przy rozdzielczości woksela 14 µm, co umożliwi pełne uchwycenie całego bloku płuc fretki ex vivo.
    1. Powtórz ten protokół obrazowania dla każdego zestawu płuc fretki ex vivo przy ciśnieniach płucnych 0 cmH2O oraz 25 cmH2O.
    2. Użyj systemu monitorowania ciśnienia podłączonego bezpośrednio do płuca, aby precyzyjnie kontrolować i utrzymywać ciśnienie w drogach oddechowych podczas obrazowania.
    3. Połącz manometr z regulowanym źródłem przepływu powietrza, aby umożliwić ciągłą regulację ciśnienia wewnątrz płuc.
    4. Przed obrazowaniem ustaw system na pożądany poziom ciśnienia (0 cmH₂O lub 25 cmH₂O) i napompuj płuco za pomocą stałego przepływu powietrza.
    5. Podczas obrazowania używaj manometru do monitorowania w czasie rzeczywistym ciśnienia w drogach oddechowych i koryguj wszelkie niewielkie wahania ciśnienia za pomocą źródła przepływu powietrza.

3. Przetwarzanie i segmentacja obrazu

  1. Załaduj do potoku segmentacji dróg oddechowych zrekonstruowane wolumeny obrazów mikro-CT w formacie DICOM, które zostały przekonvertowane do formatu neuroimaging informatics technology initiative (NIfTI).
  2. Zdefiniuj obszar zainteresowania (ROI) na obrazie mikro-CT, ręcznie przycinając przekroje osiowe na końcu górnym, aby wykluczyć rurkę oraz inne wkładki tchawicze (patrz Rysunek 1A).
  3. Wykonaj segmentację dróg oddechowych przy użyciu zautomatyzowanego algorytmu Freeze-and-Grow15,16 opisane w następujących głównych krokach.
    1. Umieść punkt startowy w tchawicy na najwyższym osiowym przekroju obrazu w obrębie zdefiniowanego regionu zainteresowania (ROI); utwórz pustą macierz obrazu o rozmiarze obrazu wejściowego, reprezentującą początkową pewną objętość dróg oddechowych (CAV), w której wszystkie woksele mają przypisaną wartość „0”; a następnie dodaj woksel punktu startowego do CAV, przypisując mu wartość „1”.
    2. Ustaw początkowy konserwatywny próg intensywności mikro-CT t = -10 HU dla segmentacji światła dróg oddechowych.
    3. Utwórz pustą tablicę obrazu o rozmiarze obrazu wejściowego w celu reprezentacji objętości zabronionej (FV), z wszystkimi wokselami zainicjowanymi wartością „0”.
    4. Powtarzaj iteracyjną segmentację aż do osiągnięcia zbieżności segmentacji światła dróg oddechowych, definiowanej przez jeden z dwóch wskaźników: 1) sprawdzenie całego zakresu progowego (-10 do -60 HU) lub 2) oznaczenie w obrazie FV wszystkich wokseli o wartości „0”, sąsiadujących z wokselami o wartości „1” w obrazie CAV, jako wokseli o wartości „1”.
      1. Oblicz drzewo linii środkowej CAV17 oraz zidentyfikować końcowe punkty odgałęzień18.
      2. Zastosuj progowanie binarne na obrazie mikro-CT przy aktualnej wartości t i oblicz nową objętość połączoną światła naczynia18 z CAV jako punktami początkowymi (seeds) nad regionem po progowaniu (wartość woksela ≤ t), przy jednoczesnym wykluczeniu FV.
      3. Dla każdego punktu końcowego CAV oblicz powiązane woksele w obrębie nowej objętości światła, wykluczając te CAV, które znajdują się bliżej danego punktu końcowego niż jakiegokolwiek innego punktu końcowego CAV.
      4. Wykryj punkt końcowy CAV z dużą objętością powiązanych wokseli (>150 wokseli, co odpowiada 0,5 mm3) jako potencjalne miejsca przecieku w nowej objętości światła.
      5. Potwierdź potencjalny wyciek z lumenu, stosując zautomatyzowane kryteria zdefiniowane przez Nadeem i wsp.15.
      6. Należy usunąć wszelkie wycieki w objętości światła naczynia poprzez usunięcie objętości poddrzewa dystalnie w stosunku do korzeni wycieku, a następnie dodać woksele wokół korzeni wycieku w celu zwiększenia FV, korzystając z algorytmów opisanych wcześniej.15.
      7. Przypisz objętość światła z usuniętymi przeciekami do aktualizacji CAV, korzystając z algorytmów opisanych wcześniej15.
      8. Zwiększ próg t o „1”.
      9. Przejdź do kroku 3.3.4.
  4. Przeprowadzenie obliczeń w celu wyznaczenia drzewa linii środkowej dróg oddechowych o grubości jednego woksela przy użyciu uprzednio zwalidowanego algorytmu automatycznego17 opisany w następujących głównych etapach.
    1. Wprowadź zsegmentowane drzewoy powietrzne w formie binarnego obrazu NIfTI.
    2. Oblicz początkową strukturę linii środkowej dróg oddechowych, stosując metodę ścieżki o minimalnym koszcie z preferencją medialną17 opisane w następujących głównych krokach.
      1. Utwórz pustą macierz obrazu szkieletowego o rozmiarze obrazu wejściowego, w której wszystkie woksele mają przypisaną wartość „0”; dodaj automatyczne ziarno z kroku 3.3.1 jako początkowy woksel szkieletowy o wartości „1”.
      2. Utwórz pustą macierz obrazu o rozmiarze obrazu wejściowego, w której wszystkim wokselom przypisano wartość „0”, aby reprezentowała obraz zaznaczonej objętości dróg oddechowych.
      3. Zidentyfikuj voxel w nieoznaczonej objętości dróg oddechowych, który znajduje się najdalej od aktualnego szkieletu, i oblicz preferowaną przyśrodkowo ścieżkę o minimalnym koszcie łączącą ten punkt z aktualnym szkieletem, korzystając z opisanego wcześniej algorytmu.17.
      4. Dodaj otrzymaną ścieżkę jako nową gałąź szkieletową do tablicy obrazów szkieletowych i zaktualizuj wolumen z zaznaczonymi drogami oddechowymi, stosując lokalną dylatację adaptacyjną do skali wzdłuż gałęzi, zgodnie z wcześniejszym opisem.17.
      5. Powtarzać kroki 3.4.2.3–3.4.2.4 aż do wypełnienia zaznaczonej objętości dróg oddechowych.
    3. Usuń fałszywe odnogi topologiczne, zachowując rzeczywiste linie środkowe dróg oddechowych, stosując opisaną wcześniej strategię selekcji opartą na lokalnej skali długości odnogi17.
    4. Wyeliminuj proste punkty19 w linii środkowej dróg oddechowych, które nie są końcowymi punktami rozgałęzień (tzn. tymi, które sąsiadujące z więcej niż jednym wokselem linii środkowej), aby zapewnić spójność topologiczną i zachować grubość linii środkowej wynoszącą jeden woksel.
  5. Wykonaj segmentację miąższu płuc na mikroszczegółowych obrazach płuc fretki przy 0 cmH2O2O.
    1. Ręcznie wyznacz kontury miąższu płuc na co piątym przekroju obrazu w płaszczyźnie czołowej, wykorzystując algorytmy obliczeniowe i interfejsy graficzne zintegrowane z programem ITK-SNAP20.
      UWAGA: Kontrast intensywności mikro-CT pomiędzy miąższem płuc a otaczającym tłem przy 25 cmH2O2Stany inflacyjne były niewystarczające, co uniemożliwiło wiarygodną segmentację objętości płuc.
    2. Zastosuj interpolację obrazu w celu wygenerowania segmentacji miąższu płuc na pośrednich przekrojach obrazowych.
    3. Przeprowadź wtórną kontrolę jakości, aby zapewnić ciągłość strukturalną segmentacji miąższu zarówno w płaszczyźnie osiowej, jak i strzałkowej.
    4. Wyklucz obszary światła i ścian dróg oddechowych z miąższu płuc, stosując dylatację objętości światła w oparciu o skalę lokalną, a następnie odejmij rozszerzoną objętość od miąższu płuc.
  6. Ilościowe pomiary parametrów mechanicznych dróg oddechowych21.
    1. Ilościowo określ radialne rozszerzenie poszczególnych dróg oddechowych związane z oddychaniem poprzez pomiar zmian w dopasowanych przestrzennie powierzchniach przekroju poprzecznego (CSA) światła dróg oddechowych pomiędzy fazą wdechową (25 cmH2O)2inflacji (0 cmH2O) i wydechu (0 cmH2O)2O inflacji) objętości płuc. Obliczanie rozszerzenia radialnego w rozgałęzieniu dróg oddechowych b, oznaczone przez Δair-R(b), jako:
      Wzór na równowagę statyczną Δ_air-R(b) w obliczeniach procentowych, równanie matematyczne.    (1)
      gdzie, CSAins(b) oraz CSAexp(b) oznacza pole przekroju poprzecznego (CSA) światła dróg oddechowych przy objętościach płuc na wdechu i wydechu. CSA przy b oblicza się przy użyciu metody śledzenia linii promieniowej oraz lokalnie adaptacyjnej metody połowy maksymalnej wartości (half-max) w obrębie środkowej połowy gałęzi b22.
    2. Ilościowo określ podłużne rozciąganie poszczególnych dróg oddechowych związane z oddychaniem w następujący sposób:
      Wzór na równowagę statyczną Δ_air-S(b); równanie odchylenia procentowego; schemat edukacyjny.    (2)
      gdzie Lins(b) i Leksponowanie(b) oznacza geodezyczną długość ścieżki odgałęzienia dróg oddechowych b odpowiednio przy objętościach płuc podczas wdechu i wydechu. Geodezyczna długość ścieżki gałęzi jest obliczana poprzez wyznaczenie przebiegu linii środkowej od kąta główny oskrzeli (cariny) do dystalnego punktu końcowego gałęzi21.
  7. Ilościowo określ miary oparte na intensywności dla miąższu płuc.
    1. Przeprowadź przestrzenną wizualizację rozkładu intensywności mikro-TK miąższu płuc u zdrowych i włóknistych fretki poprzez wygenerowanie „trójwymiarowej renderingu prześwitowego” (look-through 3D volume rendition) objętości miąższu płuc w kontekście drzewa oskrzeli. Efekt prześwitu uzyskaj za pomocą mapowania przejrzystości i kodowania kolorystycznego zdefiniowanego na podstawie intensywności mikro-TK. Zastosuj te same skale mapowania przejrzystości i kodowania kolorystycznego dla płuc zdrowych i włóknistych fretki. W celu wygenerowania trójwymiarowego renderingu prześwitowego zastosowano następujące kroki.
      1. Użyj programu 3D Slicer23 aby otworzyć trójwymiarowy (3D) obraz NIfTI z segmentacją dróg oddechowych na poziomie 0 cmH2Inflacja jako „segmentacja”.
      2. Wygeneruj trójwymiarową reprezentację dróg oddechowych przy użyciu Segmentacje moduł. Wybrać objętość dróg oddechowych jako dane wejściowe, a w Reprezentacje karta, kliknij Utwórz pod Powierzchnia zamknięta opcja
      3. Zaimportuj do programu 3D Slicer obraz intensywności z mikro-tomografii komputerowej (micro-CT) z wyodrębnionym miąższem płuc jako TomNa tym obrazie oryginalne wartości intensywności mikro-TK dla wokseli płuc zostały zachowane, podczas gdy wszystkim wokselom niebędącym częścią płuc przypisano wartość -200 HU.
      4. Skonfiguruj mapowanie kolorów i przezroczystości dla intensywności miąższu płuc, używając Renderowanie wolumetryczne moduł. Przypisz wartości intensywności -150 HU, -600 HU, 0 HU i 150 HU odpowiednio do kolorów czarnego, zielonego, żółtego i czerwonego, przy wartościach przezroczystości wynoszących odpowiednio 0, 0,15, 0,3 i 1.
    2. Należy zastosować algorytm opracowany w niniejszym badaniu, aby oszacować frakcję tkanki chorobowej w obrębie miąższu płuc poprzez analizę obserwowanego rozkładu intensywności z obrazowania mikro-CT. Metoda ta zakłada, że wartości intensywności zdrowych obszarów miąższowych podlegają rozkładowi Gaussa. Z kolei obszary zwłókniałe, charakteryzujące się wyższą intensywnością, zaburzają gaussowskość prawej strony obserwowanego histogramu. Zadanie to należy zrealizować w następujących krokach.
      1. Oblicz histogram dla obrazu wyizolowanego miąższu płuca w kroku 3.7.1.3, stosując 50 przedziałów (binów) w zakresie intensywności od -150 HU do 50 HU.
      2. Oblicz średnią docelowego rozkładu Gaussa jako modę histogramu i wyznacz parametr odchylenia standardowego, wykorzystując wartości natężenia po lewej stronie mody na histogramie.
      3. Ilościowo określ objętość tkanki włóknistej jako nadmiarowy obszar po prawej stronie zaobserwowanego histogramu, który znajduje się powyżej oczekiwanej krzywej rozkładu Gaussa zdefiniowanej przez parametry średniej i odchylenia standardowego uzyskane w kroku 3.7.2.2.
      4. Oblicz frakcję tkanki chorobowej jako stosunek objętości tkanki włóknistej do całkowitej liczby pikseli w histogramie reprezentującej objętość obszaru miąższowego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Z pięciu fretek wycięte płuca jednego zdrowego osobnika oraz jednego osobnika z włóknieniem zostały poddane obrazowaniu za pomocą skanera mikro-CT przy kontrolowanym ciśnieniu w drogach oddechowych wynoszącym 0 cmH2O oraz 25 cmH2O, aby odpowiednio zasymulować wydechowe i wdechowe nadmuchanie płuc.

Rysunek 1 przedstawia pośrednie wyniki procesu przetwarzania obrazów dla obrazu z mikro-tomografii komputerowej (micro-CT) (

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Niniejsze badanie opisuje protokół łączący dotleniakowanie bleomycyny przez przewód oddechowy u fretek z wysokorozdzielczym mikrotomografem komputerowym ex vivo (mikro-TK) w celu scharakteryzowania cech strukturalnych i mechanicznych przewlekłej fibrozy płuc. Mikro-TK może wykrywać małe drogi oddechowe o średnicy do 0,2 mm i mierzyć objętości, grubość dróg oddechowych, gęstość i morfologię. Zwiększona gęstość tkanki, utrata objętości i regionalna heterogeniczność są ściśle zgodne z wynikami badań histopatologicz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

MATK otrzymał honorarium jako konsultant od InflaRx za udział w Radzie Doradczej IMV/ECMO dla hospitalizowanych pacjentów z COVID-19 w 5/2024. Te opłaty zostały przekazane na rzecz Corewell Health Foundation.

Podziękowania

Autorzy deklarują, że wsparcie finansowe zostało otrzymane na badania, autorstwo i/lub publikację tego artykułu. Finansowanie tego badania zostało w części zapewnione dzięki grantowi R01 HL153165-01A1 (dla X.P.L.) oraz Funduszowi Badań Pediatrycznych Dziecięcego Szpitala Helen DeVos.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
1 mL Luer locking syringeBD309628
10 mL Luer locking syringeBD303134
24 G ´ 3/4" Exel safelet catheterEXELINT INTERNATIONAL CO.26751
3 mL Luer locking syringeBD309657
30 mL Luer locking syringeBD302832
5 mL Luer locking  syringeBD309647
BD Precision glide needle 18 G ´ 1 1/1" BD305196
BD Precision glide needle 20 G ´ 1"BD305175
BD Precision glide needle 23 G ´ 1" BD305145
Dulbecco's phosphate-buffered saline (DPBS -/-) Gibco14190250
Endotracheal intubation tubes with cuff oxygen catheterCaphstion2.0MM
ET Tube, Uncuffed, 2.0Teleflex5-10404
Ethicon Permahand silk suture, Size 2-0, No Needle, 18", 36/Box, A185HFisher Scientific50-209-2809
Invitrogen RNAlater stabilization solutionFisher ScientificAM7021
IsofluraneCovetrus11695-6777-2
Lubricant PM ointment AACE Pharmaceuticals71406-124-35Maści okulistyczna
MADgic 700 atomizerTeleflexMAD700
Manometer, Professional air pressure meterLeatonT168
Rodent ventilator model 683Harvard Apparatus, Inc. 55-3438
Sterile saline, 0.9%CellProDS0329
Veterinary pulse oximeteruPM60VUVMI

Bibliografia

  1. Jiang M, et al. Pulmonary fibrosis: from mechanisms to therapies. J Transl Med. 2025;23(1):515.
  2. Glass DS, et al. Idiopathic pulmonary fibrosis: Current and future treatment. Clin Respir J. 2022;16(2):84-96.
  3. Mohammed SM, et al. Mechanisms of bleomycin-induced lung fibrosis: a review of therapeutic targets and approaches. Cell Biochem Biophys. 2024;82(3):1845-70.
  4. Izbicki G, Segel M, Christensen T, Conner M, Breuer R. Time course of bleomycin-induced lung fibrosis. Int J Exp Pathol. 2002;83(3):111-9.
  5. Ayilya BL, et al. Insights on the mechanism of bleomycin to induce lung injury and associated in vivo models: a review. Int Immunopharmacol. 2023;121:110493.
  6. Moore BB, et al. Animal models of fibrotic lung disease. Am J Respir Cell Mol Biol. 2013;49(2):167-79.
  7. Gul A, et al. Pulmonary fibrosis model of mice induced by different administration methods of bleomycin. BMC Pulm Med. 2023;23(1):91.
  8. Moore BB, Hogaboam CM. Murine models of pulmonary fibrosis. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 2008;294(2):L152-L160.
  9. Wu S, et al. Ferret model of bleomycin-induced lung injury shares features of human idiopathic pulmonary fibrosis. NPJ Regen Med. 2025;10(1):53.
  10. Ishida Y, Kuninaka Y, Mukaida N, Kondo T. Immune mechanisms of pulmonary fibrosis with bleomycin. Int J Mol Sci. 2023;24(4):3149.
  11. Moeller A, Ask K, Warburton D, Gauldie J, Kolb M. The bleomycin animal model: a useful tool to investigate treatment options for idiopathic pulmonary fibrosis? Int J Biochem Cell Biol. 2008;40(3):362-82.
  12. Smith RE, Choudhary S, Ramirez JA. Ferrets as models for viral respiratory disease. Comp Med. 2023;73(3):187-93.
  13. Peabody Lever JE, et al. A ferret model demonstrates sustained fibrosis, restrictive physiology, and airway proximalization. NPJ Regen Med. 2025;10(1):55.
  14. Sun X, et al. Disease phenotype of a ferret CFTR-knockout model of cystic fibrosis. J Clin Invest. 2010;120(9):3149-60.
  15. Nadeem SA, et al. A CT-based automated algorithm for airway segmentation using freeze-and-grow propagation and deep learning. IEEE Trans Med Imaging. 2021;40(1):405-18.
  16. Nadeem SA, Comellas AP, Hoffman EA, Saha PK. Airway detection in COPD at low-dose CT using deep learning and multiparametric freeze and grow. Radiol Cardiothorac Imaging. 2022;4(6):e210311.
  17. Jin D, Iyer KS, Chen C, Hoffman EA, Saha PK. A robust and efficient curve skeletonization algorithm for tree-like objects using minimum cost paths. Pattern Recogn Lett. 2016;76:32-40.
  18. Saha PK, Strand R, Borgefors G. Digital topology and geometry in medical imaging: a survey. IEEE Trans Med Imaging. 2015;34(9):1940-64.
  19. Saha PK, Chaudhuri BB. Detection of 3-D simple points for topology preserving transformations with application to thinning. IEEE Trans Pattern Anal Mach Intell. 1994;16(10):1028-32.
  20. Yushkevich PA, et al. User-guided 3D active contour segmentation of anatomical structures: significantly improved efficiency and reliability. Neuroimage. 2006;31(3):1116-28.
  21. Nadeem SA, et al. Automated CT-based measurements of radial and longitudinal expansion of airways due to breathing-related lung volume change. Med Phys. 2025;52(4):2316-29.
  22. Nadeem SA, et al. Locally adaptive half-max methods for airway lumen-area and wall-thickness and their repeat CT scan reproducibility. 2020 IEEE 17th International Symposium on Biomedical Imaging; Iowa City, IA, USA. 2020: 10.1109/ISBI45749.2020.9098558.
  23. Fedorov A, et al. 3D Slicer as an image computing platform for the quantitative imaging network. Magn Reson Imaging. 2012;30(9):1323-41.
  24. Nathani A, Dincer HE. Advancements in imaging technologies for the diagnosis of lung cancer and other pulmonary diseases. Diagnostics (Basel). 2025;15(7):826.
  25. Sverzellati N. Highlights of HRCT imaging in IPF. Respir Res. 2013;14 Suppl 1:S3.
  26. Nandy S, et al. Diagnostic accuracy of endobronchial optical coherence tomography for the microscopic diagnosis of usual interstitial pneumonia. Am J Respir Crit Care Med. 2021;204(10):1164-79.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

MedycynaWydanie 233Wydanie 233Warto pustaWydanieW knienie p ucBleomycynamodel na du ych zwierz tach
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.