Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Model szczurzych ran chirurgicznych: podejście do badań nad gojeniem się ran i oceną biomateriałów

326 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/71306

⸱

21 lipca 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Biological Sciences, State University of Santa Cruz, 2Department of Agricultural and Environmental Sciences, State University of Santa Cruz, 3Division of Infectious Diseases and Geographic Medicine, Department of Medicine, Stanford University School of Medicine

W tym artykule

Podsumowanie

Opisano zostało szczurze modele rany skóry, które umożliwiają ocenę różnych środków terapeutycznych w warunkach fizjologicznych lub patologicznych na różnych etapach procesu gojenia. Ponadto szczegółowo opisano protokół do wykonywania manualnej planimetrji w celu monitorowania szybkości kurczenia się rany w trakcie naprawy tkanki.

Streszczenie

Gojenie ran skóry jest złożonym biologicznym procesem, który obejmuje skoordynowane fazy zapalenia, proliferacji i remodelacji. Biorąc pod uwagę potrzebę lepszego zrozumienia podstawowych mechanizmów gojenia ran, szeroko stosowane są modele ran zwierzęcych w celu pogłębienia wiedzy na temat tego procesu i ułatwienia rozwoju nowatorskich podejść terapeutycznych. W takich modelach często stosuje się wywoływanie ran skóry za pomocą biopsji szybkich, ponieważ daje to standaryzowane zmiany. Jednak technika ta ogranicza zmianę do okrągłego kształtu, co może nie być odpowiednie dla niektórych celów eksperymentalnych. W tym kontekście przedstawiono prosty, powtarzalny protokół chirurgiczny do wywoływania ran pełnej grubości skóry u szczurów, przy użyciu standaryzowanego kwadratowego modelu na boku. Metodologia ta pozwala na stworzenie zmian o różnych rozmiarach i geometrii, zapewniając większą elastyczność eksperymentalną dostosowaną do konkretnych celów każdego badania i umożliwiającą monitorowanie procesu gojenia w warunkach fizjologicznych lub patologicznych. Ponadto opisano metodę monitorowania szybkości kurczenia się ran za pomocą manualnej planimetru. Chociaż realizacja tego protokołu wymaga uwagi na szczegóły i biegłości technicznych, nie są wymagane zaawansowane umiejętności chirurgiczne.

Wprowadzenie

Gojenie się ran skórnych to złożony i zorganizowany proces biologiczny, który obejmuje wiele skoordynowanych zdarzeń mających na celu przywrócenie integralności tkanek. Zjawisko to przebiega przez odrębne, ale na siebie nakładające się fazy, które obejmują hemostazy i stan zapalny, proliferację i remodelację1. Faza zapalna rozpoczyna się minuty po powstaniu rany, osiąga szczyt między 24 a 48 godzin po urazie i obejmuje przyciąganie komórek odpornościowych oraz uwalnianie czynników zapalnych. Faza proliferacyjna charakteryzuje się ponownym nabłonkowaniem i tworzeniem tkanki granulacji, zaczyna się 4 do 5 dni po urazie i może trwać nawet tygodnie. W końcu rana wchodzi w fazę remodelacji, która zaczyna się w trzecim tygodniu po urazie i może trwać miesiące lub lata, charakteryzując się reorganizacją tkanek2. Kiedy gojenie się nie przebiega normalnie, może to prowadzić do przewlekłych ran, co stanowi znaczne obciążenie zarówno dla pacjenta, jak i dla systemu opieki zdrowotnej3, co podkreśla potrzebę opracowania nowych podejść terapeutycznych.

Stworzenie rany ścięcia poprzez chirurgiczne usunięcie wszystkich warstw skóry (naskórek, derma i tkanka podskórna) od zwierzęcia umożliwia badanie stanu zapalnego, tworzenia tkanki granulacji, ponownego nabłonkowania, angiogenezy i procesu remodelacji4. W ostatnich dekadach przyjęcie modeli gojenia się ran umożliwiło liczne odkrycia, rozszerzając wiedzę i zrozumienie molekularnych i komórkowych zdarzeń, które ułatwiają ten proces5. Modele in vivo pozostają najbardziej predykcyjnymi narzędziami do badania gojenia się ran u ludzi, ponieważ dokładniej reprezentują pełne środowisko gojenia się ran z powodu obecności wielu typów komórek, sygnałów środowiskowych i interakcji parakrynnych6. W tym kontekście szczury i myszy są szeroko stosowane ze względu na łatwość ich obsługi i utrzymania4.

W tych modelach często stosuje się biopsje stemplem do wywołania ran chirurgicznych, ponieważ zapewniają one standaryzowane wycięcia. W konsekwencji, większość modeli eksperymentalnych opisana w literaturze opiera się na utworzeniu okrągłych stref uszkodzenia7—12. Chociaż to podejście jest powszechnie akceptowane, stosowanie alternatywnych geometrii może urozmaicić dostępne metody badania gojenia się ran. Pod tym względem tworzenie ran za pomocą skalpela umożliwia generowanie stref uszkodzeń o różnych rozmiarach i w zdefiniowanych kształtach, poza standardowym okrągłym wzorem stosowanym w biopsjach stemplem13,14,15,16,17,18. Co więcej, porównawcze badania na modelach zwierzęcych wykazały, że nacięcia skalpelem powodują mniejsze początkowe uszkodzenia tkanek w porównaniu z innymi technikami19.

Niniejszy protokół opisuje alternatywną metodę chirurgiczną wywoływania ran skórnych pełnej grubości u szczurów, stosując model kwadratowej strefy uszkodzenia na boku. Przedstawione podejście umożliwia standaryzację obszaru uszkodzenia i monitorowanie procesu naprawy tkanek. Ponadto jest ono stosowane w badaniach mających na celu ocenę wpływu różnych strategii terapeutycznych i biomateriałów na poszczególne etapy gojenia się skóry w warunkach fizjologicznych lub patologicznych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury eksperymentalne zostały zatwierdzone przez Komisję Etyki ds. Wykorzystania Zwierząt (CEUA) Uniwersytetu Stanowego Santa Cruz (UESC). Szczury Wistar (Rattus norvegicus) pozyskano z Laboratorium Hodowli, Utrzymania i Eksperymentów nad Zwierzętami (LaBIO)/Zakładu Doświadczalnego UESC, zgodnie z protokołem CEUA/UESC nr 010/25. Wszystkie procedury z udziałem zwierząt przeprowadzono zgodnie z wytycznymi NIH dotyczącymi opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych oraz zgodnie z instytucjonalnymi zasadami dobrostanu zwierząt i ich etycznego wykorzystania. Ogólny schemat protokołu eksperymentalnego przedstawiono na Rysunku 1, a materiały i sprzęt użyte w tym protokole wyszczególniono w Tabeli materiałów dostępnej jako materiał uzupełniający.

Schemat procesu gojenia rany u myszy; przedstawiono etapy znieczulenia, indukcji rany, opieki i leczenia.
Rysunek 1: Projekt doświadczalny protokołu indukcji rany skórnej w modelach szczura. (A) Po sedacji zwierzęcia należy ogolić obszar doświadczalny; (B) wprowadzić znieczulenie w komorze za pomocą izofluranu, a po utracie odruchów utrzymywać odpowiedni poziom znieczulenia za pomocą maski twarzowej; (C) przeprowadzić antyseptykę ogolonego obszaru, wyznaczyć wymiary zmiany za pomocą suwmiarki i wykonać ranę chirurgiczną za pomocą sterylnego skalpela; (D) zabezpieczyć zmianę przezroczystym opatrunkiem foliowym i wykonać manualną planimetrię, wykorzystując papier podkładkowy z klejem; (E) podać przeciwbólowo pooperacyjnie chlorowodorek tramadolu co 12 h przez 3 dni; (F) zastosować leczenie doświadczalne 24 h po indukcji rany; (G) przeprowadzić eutanazję w wcześniej ustalonym punkcie czasowym eksperymentu, a następnie przystąpić do pobrania próbek i odrysów planimetrycznych do dalszych analiz. Rysunek ten został stworzony przez autorów w programie BioRender. Galvão, M. (2026) https://BioRender.com/jsiygmf. Licencja publikacyjna jest załączona. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.

1. Zwierzęta i ich obsługa

  1. Należy wykorzystać dorosłe samce szczurów szczepu Wistar w wieku od 2 do 3 miesięcy.
  2. W dniu poprzedzającym procedurę chirurgiczną należy upewnić się, że klatki dla zwierząt są czyste i zdezynfekowane, a następnie oznakować je zgodnie z grupami eksperymentalnymi.
  3. W dniu operacji należy zważyć każde zwierzę za pomocą wagi cyfrowej i zapisać uzyskane wartości.
  4. Zwierzęta należy losowo rozdzielić do uprzednio zdezynfekowanych i oznakowanych klatek, przestrzegając limitów zagęszczenia w celu zapewnienia warunków dobrostanu zwierząt.
  5. Używając cienkopisowego markera permanentnego, należy zidentyfikować każde zwierzę na ogonie zgodnie z jego grupą eksperymentalną i numerem, aby zapewnić identyfikowalność podczas całego eksperymentu.
    UWAGA: W zależności od dostępności zwierząt w instytucjonalnym zwierzęciu i konkretnych celów badania, w protokole tym można wykorzystać również samice. Zaleca się alfanumeryczną identyfikację zwierząt, w której litera oznacza grupę eksperymentalną, a cyfra numer zwierzęcia, np. A1 odnosi się do grupy A, zwierzęcia 1.

2. Procedura przedoperacyjna

  1. Sedacja
    1. Przygotować wcześniej: watę, 70% etanol, jedną strzykawkę podskórną 1 mL z igłą dla każdego zwierzęcia, siarczan morfiny (10 mg/mL) oraz przygotować komorę z CO₂.
    2. Przeprowadzić antyseptykę okolicy brzusznej zwierzęcia, używając 70% etanolu i waty. Jako lek przedznieczkowy podać siarczan morfiny w dawce 5 mg/kg (10 mg/mL) drogą dostępu dootrzewnowego w prawym dolnym kwadrancie brzucha.
    3. Dziesięć minut po podaniu leku przedznieczkowego umieścić zwierzę w komorze z CO₂.
      OSTRZEŻENIE: Siarczan morfiny, igły, systemy ekspozycji na CO₂ oraz 70% etanol muszą być obsługiwane wyłącznie przez przeszkolony personel przy użyciu odpowiednich środków ochrony indywidualnej (ŚOI), w tym rękawiczek, fartucha laboratoryjnego i okularów ochronnych. Igły i strzykawki należy wyrzucać do zatwierdzonych pojemników na odpady ostre, natomiast odpady chemiczne i biologiczne należy utylizować zgodnie z instytucjonalnymi przepisami dotyczącymi bezpieczeństwa biologicznego i odpadów niebezpiecznych.
      UWAGA: Podczas 10-minutowego okresu oczekiwania przeprowadzić procedurę znieczulania w komorze z CO₂ i przygotować obszar rany.
  2. Procedura znieczulania
    1. Przygotować wcześniej: anestetyk do inhalacji izofluran 4 V% (procent objętościowy), komorę z CO₂ oraz 1 koc termiczny.
    2. Indukować znieczulenie izofluranem o stężeniu 4 V% w komorze z CO₂.
    3. Po utracie odruchów przez zwierzę przenieść je z komory z CO₂ pod maskę twarzową.
    4. Utrzymywać znieczulenie zwierzęcia izofluranem przy stężeniu 2 V% lub stężeniu wymaganym do utrzymania odpowiedniej płaszczyzny znieczulenia chirurgicznego, przy przepływie świeżego gazu 50 mL/min.
    5. Przez cały czas trwania procedury utrzymywać temperaturę ciała zwierzęcia za pomocą koca termicznego.
      UWAGA: Przyjmuje się, że odpowiednia płaszczyzna znieczulenia chirurgicznego została osiągnięta, gdy zwierzę nie wykazuje reakcji odruchowych, w tym braku reakcji wycofania na mechaniczną stymulację między palcami, wraz z regularnymi ruchami oddechowymi i brakiem dobrowolnych ruchów ciała w trakcie całej procedury.
      OSTRZEŻENIE: Izofluran jest lotnym anestetykiem, który stwarza ryzyko narażenia drogą wziewną. Dlatego zdecydowanie zaleca się jego podawanie przy użyciu systemu znieczulającego z odpowiednią wentylacją wyciągową. Ponadto operatorzy muszą nosić ŚOI, w tym fartuchy, rękawiczki, maski i czepki. Konieczne jest ciągłe monitorowanie płaszczyzny znieczulenia i temperatury ciała podczas całej procedury. Pozostałości materiałów znieczulających i zanieczyszczone materiały jednorazowe należy utylizować zgodnie z instytucjonalnymi przepisami dotyczącymi odpadów chemicznych i biologicznych.
  3. Przygotowanie miejsca rany
    1. Przygotować wcześniej: gaziki, ostrze ze stali nierdzewnej, 70% etanol oraz 10% powidonu jodowego lub 0,2% roztworu chloreksydyny.
    2. Przyłożyć gazik z mydłem do okolicy lewego boku zwierzęcia.
    3. Na stole chirurgicznym ułożyć zwierzę w pozycji bocznej prawej.
    4. Wygolić lewy bok za pomocą ostrza ze stali nierdzewnej lub golarki elektrycznej.
    5. Przeprowadzić przedoperacyjną antyseptykę ogolonego obszaru za pomocą gazika i 70% etanolu (trzykrotnie), a następnie za pomocą gazika i 10% powidonu jodowego lub 0,2% roztworu chloreksydyny (trzykrotnie).
      OSTRZEŻENIE: Przedmioty ostre należy obsługiwać ostrożnie i utylizować w odpowiednich sztywnych pojemnikach po użyciu. Ponadto opisane chemikalia należy obsługiwać przy użyciu zalecanych środków ochrony indywidualnej, unikając kontaktu z oczami i błonami śluzowymi. Zużyte ostrza należy wyrzucać do zatwierdzonych pojemników na odpady ostre, natomiast zanieczyszczone gaziki, pozostałości antyseptyków i materiały biologiczne należy utylizować zgodnie z instytucjonalnymi przepisami dotyczącymi bezpieczeństwa biologicznego i odpadów niebezpiecznych.

3. Indukcja rany skórnej

  1. Przygotować z wyprzedzeniem: suwmiarkę, cienkopis permanentny, gazę oraz sterylne instrumenty chirurgiczne (ostrze skalpela nr 23, nożyczki Mayo i pęsetę anatomiczną)
  2. Za pomocą suwmiarki i cienkopisu permanentnego wyznaczyć na skórze cztery równoodległe punkty, obrysowując kwadrat o wymiarach 1 x 1 cm.
  3. Wykonać ranę chirurgiczną poprzez całkowite usunięcie skóry w wyznaczonym obszarze przy użyciu sterylnego ostrza skalpela nr 23, nożyczek Mayo i sterylnej pęsety anatomicznej, odsłaniając tkankę podskórną oraz leżącą głębiej muskulaturę.
  4. Zapewnić hemostazę w miejscu rany za pomocą sterylnej gazy, wywierając delikatny ucisk bezpośrednio na ranę do czasu ustąpienia krwawienia.
    UWAGA: Krew i tkanki należy traktować jako potencjalnie zakaźne odpady biologiczne. Po zakończeniu procedury należy zapewnić ich właściutą utylizację zgodnie z instytucjonalnymi normami bezpieczeństwa biologicznego.
    UWAGA: Należy dopilnować stosowania odpowiednich technik aseptyki przez cały czas trwania procedury wywoływania rany. Personel jest zobowiązany do stosowania środków ochrony indywidualnej (ŚOI), w tym siatki na włosy, rękawiczek, maseczki i fartucha laboratoryjnego, a także do używania sterylnych instrumentów chirurgicznych.

4. Manualna planimetria powierzchni rany

  1. Przygotować wcześniej: przezroczysty opatrunek foliowy, białą kartkę papieru (8,5 × 11 cali), cienkopis permanentny oraz przezroczystą taśmę klejącą.
  2. Wyciąć z przezroczystego opatrunku foliowego prostokąty o wymiarach 5 x 3,5 cm i pokryć nimi całą ranę.
  3. Na białej kartce papieru określić grupę (np. Grupa A), zwierzę (np. A1, A2, A3, A4) oraz dzień pobrania planimetrii rany. Oznaczyć jako D0 planimetrię uzyskaną w dniu wywołania rany, a jako DX planimetrie pobrane w odpowiednim dniu eutanazji (np. D3, D7, D14, D21).
  4. Użyć przezroczystego opatrunku foliowego do zarejestrowania powierzchni rany i przenieść go na kartkę papieru. W tym celu należy umieścić folię nad raną i, używając cienkopisu permanentnego, wykonać planimetrię manualną poprzez obrysowanie całego konturu rany.
  5. Za pomocą przezroczystej taśmy klejącej przymocować uzyskaną planimetrię do kartki papieru zgodnie z odpowiednią identyfikacją (grupa/zwierzę/dzień). Planimetrie będą służyć do monitorowania powierzchni rany i określania tempa jej kurczenia się w trakcie całego eksperymentu.
    UWAGA: Zaleca się stosowanie opatrunków w celu zapobiegania walkom między zwierzętami, nadmiernemu lizaniu uszkodzonego obszaru oraz kanibalizmowi, co mogłoby pogorszyć stan ran lub zakłócić proces gojenia. D0 odpowiada dniu wywołania rany (wartość bazowa). Przezroczysty opatrunek foliowy wyjmowano z oryginalnego opakowania bezpośrednio przed użyciem i umieszczano bezpośrednio na ranie w celu uzyskania planimetrii. Zgodnie z procedurami instytucjonalnymi i wymogami eksperymentalnymi można również stosować sterylny opatrunek foliowy. Punkty czasowe D3, D7, D14 i D21 wskazują dni po wywołaniu rany (3., 7., 14. i 21.), w których przeprowadza się eutanazję zwierząt i pobiera planimetrię, co pozwala na monitorowanie faz gojenia w okresach zapalnym, proliferacyjnym i przebudowy.

5. Bezpośrednia opieka pooperacyjna

  1. Przygotować wcześniej chlorowodorek tramadolu oraz jedną sterylną strzykawkę podskórną o pojemności 1 mL z igłą dla każdego zwierzęcia, zachowując ścisłe warunki aseptyczne. Przygotować również bandaże dziane i taśmę medyczną do zabezpieczenia rany.
  2. Wprowadzić analgezję, podając 5 mg/kg chlorowodorku tramadolu (50 mg/mL) podskórnie co 12 h przez 3 dni.
  3. Owiąć obszar rany chirurgicznej bandażem dzianym i przymocować go taśmą medyczną w celu ochrony miejsca rany.
  4. Umieścić szczura w indywidualnej klatce i monitorować go do czasu pełnego wybudzenia z narkozy i rekonwalescencji po operacji.
  5. Po wybudzeniu i regeneracji zwrócić zwierzę do jego właściwej klatki.

6. Traktowanie

  1. Po 24 h od wywołania rany należy rozpocząć zaplanowane zabiegi eksperymentalne, codziennie zmieniając opatrunki.
    UWAGA: Czas trwania leczenia zależy od konkretnego protokołu eksperymentalnego.

7. Eutanazja

  1. Przeprowadź eutanazję wyznaczonych próbek z każdej grupy zgodnie z protokołem zatwierdzonym przez komisję etyki ds. zwierząt.
  2. Po potwierdzeniu zgonu wykonaj manualną planimetrię rany, zgodnie z opisem w kroku 4.
    UWAGA: W niniejszym badaniu eutanazję wywołano poprzez dekapitację przy użyciu gilotyny odpowiedniej dla gryzoni, przeprowadzoną przez przeszkolony personel w ścisłej zgodności z instytucjonalnymi wytycznymi dotyczącymi etyki i dobrostanu zwierząt. Zgon potwierdzono poprzez brak ruchów oddechowych, bicia serca oraz odpowiedzi refleksowych po zabiegu.

8. Pomiar powierzchni zmiany

  1. Do oceny powierzchni zmiany wymagane jest oprogramowanie do analizy obrazu. Dodatkowo do pomiaru i monitorowania rany niezbędna jest manualna planimetria rany oraz linijka milimetrowa.
  2. Pobierz wybrany program do analizy obrazu i, jeśli to konieczne, utwórz konto, aby uzyskać dostęp do platformy.
  3. Przed rozpoczęciem analizy wyznacz dwa stałe punkty (np. A i B) na obrazie planimetrycznym i, korzystając z linijki milimetrowej, zmierz odległość między tymi punktami, a następnie zapisz uzyskaną wartość oddzielnie (Rysunek 2, krok A).
  4. Wykonaj zdjęcie wcześniej wyznaczonych planimetrii z zaznaczonymi punktami. Zapisz pliki z identyfikacją odpowiedniej grupy eksperymentalnej (Rysunek 2, krok B).
  5. Otwórz platformę do analizy obrazu i rozpocznij ocenę powierzchni rany.
  6. Przy otwartym w programie obrazie użyj kursora lub ekranu dotykowego smartfona, aby zaznaczyć nowe punkty, nakładając je na punkty wyznaczone wcześniej i identyfikując je jako obszary A i B (Rysunek 2, krok B).
  7. Program automatycznie wyznaczy linię między punktami A i B i poprosi o podanie pomiaru w milimetrach lub centymetrach, uzyskanego za pomocą linijki. Wprowadź ten pomiar do oprogramowania, a następnie kliknij „measure”.
  8. Program automatycznie wykryje powierzchnię rany i dostarczy dane dotyczące długości, szerokości, obwodu, pola powierzchni oraz głębokości rany. W przypadku planimetrii informacja o „głębokości” nie będzie dostępna (Rysunek 2, krok C).
  9. Zapisz obrazy wraz z wygenerowanymi analizami i wyeksportuj je do wybranej lokalizacji.
    UWAGA: Ocena powierzchni rany opisana w niniejszym protokole została przeprowadzona przy użyciu dostępnego komercyjnie oprogramowania do analizy obrazu wymienionego w Tabeli materiałów. Można jednak korzystać z równoważnych platform do analizy obrazu umożliwiających pomiar ran i cyfrową planimetrię, zgodnie z preferencjami użytkownika i dostępnością instytucjonalną. Jeśli oprogramowanie nie wykryje automatycznie obrazu planimetrycznego lub jeśli obrys różni się od tego, co jest widoczne wizualnie w planimetrii, zaleca się wzmocnienie obrysu, aby ułatwić programowi rozpoznanie obszaru. Można to osiągnąć, stosując kontrastowy kolor (np. czerwony) i nakładając teksturę na obszar zewnętrzny na powierzchni około 4 cm2. Zdjęcia szkiców planimetrycznych można przesyłać bezpośrednio z galerii urządzenia lub robić je za pomocą aparatu w celu późniejszej analizy programowej.

Pomiar rany: Metoda planimetry z wykorzystaniem oprogramowania i kamery do dokładnej analizy powierzchni i głębokości.
Rycina 2: Pomiar powierzchni zmiany przy użyciu ImitoWound. (A) W planimetrii ręcznej zaznacz dwa punkty (A i B) i zmierz odległość (x) między nimi za pomocą linijki milimetrowej; (B) prześlij obraz zmiany do oprogramowania i wyznacz te same wcześniej określone punkty (A i B), nakładając je na oryginały; wprowadź wcześniej zebrzony pomiar (x) w celu kalibracji skali; (C) zleć oprogramowaniu pomiar powierzchni zmiany; odczekaj, aż wartość powierzchni zostanie automatycznie obliczona i podana przez system. Rycina ta została przygotowana przez autorów w BioRender. Lessa da Silva, M. (2026) https://BioRender.com/dzko62t. Licencja publikacyjna jest załączona. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.

9. Wyznaczenie szybkości kurczenia się rany

  1. Po wyznaczeniu powierzchni rany w ocenianych punktach czasowych, wykorzystaj uzyskane dane do obliczenia szybkości kurczenia się rany20 za pomocą następującego równania:
    FF (%) = [(A0 - Ax) ÷ A0 ] × 100             (1)
    Gdzie A₀ = powierzchnia rany w dniu 0; Ax = powierzchnia rany w dniu eutanazji; FF = frakcja zamknięcia rany

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

W niniejszym doświadczeniu jako leczenie referencyjne zastosowano sulfadiazynę srebra. Produkt naniesiono miejscowo na dno rany 24 h po wywołaniu zmiany. Wybór sulfadiazyny srebra oparto na jej ugruntowanym zastosowaniu klinicznym jako środka przeciwdrobnoustrojowego oraz w leczeniu ran skórnych. Dane przedstawiono jako medianę i rozstęp międzykwartylowy, przy n = 5 zwierząt dla każdego punktu czasowego eksperymentu. Rysunek 3A ilustruje makroskopowy przebieg gojenia rany skórnej w dniu wywo...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Mimo że wiedza na temat gojenia się ran u ludzi postępowała znacznie, trudności i ograniczenia natury tego procesu sprawiają, że wykorzystanie modeli eksperymentalnych jest niezbędne do badań w tej dziedzinie4. W tym kontekście, obecny protokół ma na celu opisanie modelu owrzodzenia pełnej grubości indukowanego skalpelem na boku szczurów jako alternatywnej metodologii wobec konwencjonalnych technik. Region grzbietowy związany z użyciem okrągłych biopsji pęcherzykowych jest najczęściej stosowaną me...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy deklarują, że nie mają żadnych konfliktów interesów.

Podziękowania

Z ogromnym wdzięcznością wyrażamy uznanie dla Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado da Bahia (FAPESB) oraz Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (CAPES) za wsparcie stypendialne; Pró-Reitoria de Pesquisa e Pós-Graduação (PROPP/UESC), programu podyplomowego z zakresu biologii i biotechnologii mikroorganizmów (PPGBBM/UESC), za wsparcie finansowe. Dziękujemy również Weterynaryjnemu Szpitalowi Medycznemu (HVET/UESC) za udostępnienie sali operacyjnej i sprzętu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Alcohol (ethanol 70%)DinâmicaP.01.0024.006.06.81Antysepsis
Anatomical forcepsSigma-AldrichF3892Stal nierdzewna
BandageKażdyNie dotyczyochrona ran
CaliperMitutoyo530-104Ograniczenie rany
Chlorhexidine 0.2% wodny roztwór antyseptycznyRiohexNie dotyczyAntysepsis
CO2 chamberBontherD149F1LYSZWprowadzenie do znieczulenia 
Crepe bandage Cremer81876515 cm x 1,25 m
Jednorazowe rękawiczki lateksoweDescarpake0530101Niesterylowane
Gazusowa podkładka Cremer8193427,5 x 7,5 cm
Strzykawka pod skórnąDercarpack e03242011 mL z igłą
ImageJImage Jhttps://imagej.net/ij/Pomiar planimetryczny
ImitoWound ImitoWoundhttps://imito.io/pt/imitowoundPomiar planimetryczny
Złożony ręcznik papierowy Scott Smart48260Ogólne czyszczenie
Izofluran Cristália7.89668E+12Znieczulenie przez inhalację
Rękawice lateksowe do zabieguRękawice lateksowe do zabiegu Rękawice lateksowe do zabieguOdzież ochronna
Mydło w płynieKażdyNie dotyczyCzyszczenie obszaru rany
Nożyce Mayo, proste, ostre/ostreFine Science Tools14001-12Stal nierdzewna
Linijka milimetrowaKażdyNie dotyczy
Siarczan morfoiny Sigma-AldrichM8777Roztwór do wstrzyknięć 1 mg/mL
Arkusz papieru KażdyNie dotyczy
Trwały markerKażdyNie dotyczyZnakowanie skóry
Powidonina jodowaRioquimicaZK48BN72EAntyseptyk
Ostrza skalpela nr 23Descarpak740801Stal nierdzewna
Rękojeść skalpela nr 4Sigma-AldrichNie dotyczyStal nierdzewna
Ostrza stalowego brzytwyWilkinsonN/AUsuwaniem włosów
Sterylne rękawice chirurgiczneDescarpake0212101Sterylne
Maska chirurgicznaKażdyNie dotyczyNiesterylowane
Hydrochlorek tramadoluUniãoQuímica7.89601E+12Roztwór do wstrzyknięć 50 mg/mL
Przezroczysty opatrunek filmowyVital derme 150315 cm x 10 m
Przezroczysta taśma klejąca z polipropylenuPrzezroczysta taśma klejąca z polipropylenu Przezroczysta taśma klejąca z polipropylenuochrona ran
Weterynarna kołdra termiczna z PVCPrevtechMSO2VT001Utrzymanie temperatury ciała 
Wodoodporna taśma klejącaCremer81911310 cm x 4,5 m

Bibliografia

  1. Lin X, Lai Y. Skin scarring: mechanisms and therapies. Int J Mol Sci. 2024;25(3):1458.
  2. Desjardins-Park HE, Mascharak S, Longaker MT, Wan DC. Endogenous mechanisms of craniomaxillofacial repair: toward novel regenerative therapies. Front Oral Health. 2021;2:676258.
  3. Han G, Ceilley R. Chronic wound healing: a review of current management and treatments. Adv Ther. 2017;34(3):599-610.
  4. Benito-Martínez S, Pérez-Köhler B, Rodríguez M, Izco JM, Recalde JI, Pascual G. Wound healing modulation through the local application of powder collagen-derived treatments in an excisional cutaneous murine model. Biomedicines. 2022;10(5):960.
  5. Elliott S, Wikramanayake TC, Jozic I, Tomic-Canic M. A modeling conundrum: murine models for cutaneous wound healing. J Invest Dermatol. 2018;138(4):736-740.
  6. Chen JS, Longaker MT, Gurtner GC. Murine models of human wound healing. Methods Mol Biol. 2013;1037:265-274.
  7. Rowland MB, Moore PE, Bui C, Correll RN. Assessing wound closure in mice using skin punch biopsy. STAR Protoc. 2023;4(1):101989.
  8. De Moura Estevão LR, et al. Morphological evaluation of wound healing events in the excisional wound healing model in rats. Bio-protocol. 2019;9(13):e3285.
  9. Ansell DM, Campbell L, Thomason HA, Brass A, Hardman MJ. A statistical analysis of murine incisional and excisional acute wound models. Wound Repair Regen. 2014;22(2):281-287.
  10. Masson-Meyers DS, Andrade TAM, Caetano GF, Guimaraes FR, Leite MN, Leite SN, et al. Experimental models and methods for cutaneous wound healing assessment. Int J Exp Pathol. 2020;101(1-2):21-37.
  11. Chen Y, Chen X, Zhou Q. Different effects of a perioperative single dose of dexamethasone on wound healing in mice with or without sepsis. Front Surg. 2023;10:927168.
  12. Zhao J, Zhang S, Gong Z, Mao W, Bao W, Li Q, et al. NLRP3: a key regulator of skin wound healing and macrophage-fibroblast interactions in mice. Cell Commun Signal. 2025;23:55.
  13. Liu T, Qiu C, Ben C, Li H, Zhu S. One-step approach for full-thickness skin defect reconstruction in rats using minced split-thickness skin grafts with Pelnac overlay. Burns Trauma. 2019;7:19.
  14. Nayak BS, Maiya A, Kumar P. Influence of Helium-Neon laser photostimulation on excision wound healing in Wistar rats. Online J Biol Sci. 2007;7:89-92.
  15. Adhirajan N, Shanmugasundaram N, Shanmuganathan S, Babu M. Collagen-based wound dressing for doxycycline delivery: in vivo. evaluation in an infected excisional wound model in rats. J Pharm Pharmacol. 2009;61(12):1617-1623.
  16. Goorani S, Zangeneh MM, Koohi MK, Seydi N, Zangeneh A, Souri N, Hosseini MS. Assessment of antioxidant and cutaneous wound healing effects of Falcaria vulgaris aqueous extract in Wistar male rats. Comp Clin Pathol. 2019;28(2):435-445.
  17. Yassine KA et al. A topical ointment formulation containing powder of Lawsonia inermis leaves accelerates excision wound healing in Wistar rats. Vet World. 2020;13(7):1280-1287.
  18. Kuma DN, et al. Wound healing properties and antimicrobial effects of parkia clappertoniana keay fruit husk extract in a rat excisional wound Model. Biomed Res Int. 2022;2022:9709365.
  19. Wu AY, et al. Comparison of skin incision healing in swine made with a cold steel scalpel, a standard electrosurgical blade, and a novel tissue dissector. Med Res Innov. 2017;1(5):1000124.
  20. Ahmadi H, et al. Photobiomodulation-preconditioned diabetic stem cell transplantation accelerates ischemic wound healing in diabetic rats. Stem Cell Res Ther. 2020;11(1):494.
  21. Zhou Q, et al. Porous sodium carboxymethylamide microspheres for hemostasis and skin wound healing. ACS Appl Bio Mater. 2025;8(4):3076-3085.
  22. Corrêa JMX, et al. Treatment of surgical wounds in rats with copaiba oil-resin (Copaifera reticulata). Rev Bras Ciênc Vet. 2021;28(4):184-189.
  23. Huang L, et al. Topical administration of acyl homoserine lactone improves epithelialization of cutaneous wounds in hyperglycemic rats. PLoS One. 2016;11(7):e0158647.
  24. Dunn L, Prosser HC, Tan JT, Vanags LZ, Ng MK, Bursill CA. Murine model of wound healing. J Vis Exp. 2013;(75):e50265.
  25. Davidson JM, Yu F, Opalenik SR. Immobilization strategies to overcome wound contraction in experimental animal models. Adv Wound Care. 2013;2(4):142-148.
  26. Zhang Y, et al. Establishment and translational evaluation of animal models for skin wound healing: a systematic review. Front Physiol. 2026;17:1800001.
  27. Rizzo AE, Beckett LA, Baier BS, Isseroff RR. The linear excisional wound: an improved model for human ex vivo wound epithelialization studies. Skin Res Technol. 2012;18(1):125-132.
  28. Can H, et al. Clinical, histopathological, and immunohistochemical investigations of the effects of Aloe vera (Aloe barbadensis Miller) on open wound healing in rats. Pak Vet J. 2025;45(3):1135-1145.
  29. Shehasina KA, et al. Comparison of manual and digital planimetry techniques in full-thickness cutaneous wounds in dogs. Int J Vet Sci Anim Husb. 2024;9(2):603-607.
  30. Gill R, Poojar B, Bairy LK, Praveen KSE. Comparative evaluation of wound healing potential of Manuka and Acacia honey in diabetic and non-diabetic rats. J Pharm Bioallied Sci. 2019;11(2):116-126.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

BiologiaNumer 233Numer 233Wartość pustaNumerRany i urazyoparzeniaReepitelizacjatransplantacjaNaprawa tkanekModele choróbSzczuryWistar
Model szczurzych ran chirurgicznych: podejście do badań nad gojeniem się ran i oceną biomateriałów
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.