Technika perkutanejna pod kontrolą obrazowania do bezpośredniego pomiaru ciśnienia w opłucnej w modelu świńskim

Podsumowanie

Niniejszy protokół opisuje małoinwazyjną technikę przezskórnego wprowadzania przednich i tylnych cewników opłucnowych u świń, umożliwiającą bezpośredni pomiar regionalnego ciśnienia w jamie opłucnej bez konieczności przeprowadzania torakotomii.

Streszczenie

Pomiar ciśnienia w jamie opłucnowej umożliwia zaawansowaną ocenę fizjologiczną, w tym podział mechaniki układu oddechowego na komponenty płucne i komponenty ściany klatki piersiowej, obliczanie ciśnienia transpulmonarnego oraz ilościowe określanie regionalnych gradientów ciśnienia opłucnowego. Informacje te są niezbędne do optymalizacji wentylacji mechanicznej, oceny wpływu zmienionej fizjologii ściany klatki piersiowej oraz rozwoju badań translacyjnych nad uszkodzeniem płuc. Jednakże obecne techniki bezpośredniego pomiaru ciśnienia opłucnowego często wymagają chirurgicznej implantacji przetworników ciśnienia opłucnowego poprzez torakotomię z otwarciem klatki piersiowej, co jest czasochłonne, obarczone wysokim ryzykiem i może upośledzać mechanikę ściany klatki piersiowej. Aby przezwyciężyć te ograniczenia, opracowaliśmy małoinwazyjną, przezskórną technikę wprowadzania cewnika opłucnowego pod kontrolą obrazowania. Procedurę wykonano u znieczulonych, wentylowanych mechanicznie świń. Pod kontrolą USG igłę Tuohy wprowadzono do jamy opłucnowej, a następnie wywołano niewielki sztuczny odma opłucnową (50–100 mL tlenu), aby rozdzielić warstwy opłucnej. Przez prowadnik wprowadzono wprowadzacz 9 Fr, co umożliwiło przesunięcie cewnika z balonikiem do przedniej części opłucnej. Następnie zwierzę ustawiono w pozycji półbocznej i wprowadzono drugi cewnik grzbietowo, po zwiększeniu objętości odmy o kolejne 50–100 mL tlenu. Położenie cewników potwierdzono za pomocą tomografii komputerowej (CT) oraz zapisów fizjologicznych. Po ewakuacji odmy i ponownym rozprężeniu płuc obrazowanie zweryfikowało ich pozycję. Prawidłowe umieszczenie cewników przedniego i tylnego osiągnięto u 16 z 20 zwierząt (80%), co potwierdza wykonalność tej procedury. Niepowodzenia wynikały z niezamierzonego odmy podczas dostępu do przedniej opłucnej lub nieprawidłowego położenia cewnika przedniego poza docelowym obszarem brzusznym. Metoda ta zapewnia mniej inwazyjne i powtarzalne podejście do bezpośredniego monitorowania regionalnego ciśnienia opłucnowego w modelach dużych zwierząt. Dzięki uniknięciu dostępu chirurgicznego ta przezskórna technika pod kontrolą obrazowania jest dobrze dostosowana do protokołów eksperymentalnych badających mechanikę oddychania, fizjologię płuc i ściany klatki piersiowej oraz wentylację mechaniczną w badaniach translacyjnych.

Wprowadzenie

Ciśnienie w jamie opłucnej jest powszechnie wykorzystywane w badaniach eksperymentalnych jako kluczowy wskaźnik mechaniki ścian klatki piersiowej, pomagając opisać podzielone zachowanie układu oddechowego oraz jego interakcję z płucami podczas wentylacji mechanicznej¹. Zmienna ta jest niezbędna do obliczenia ciśnienia transpulmonarnego, które stanowi główny czynnik determinujący obciążenie płuc². W przypadku uszkodzenia płuc ciśnienie w jamie opłucnej może również pomóc opisać mechanikę w końcowej fazie wydechu i dostarczyć informacji na temat nakładającego się gradientu ciśnienia – zjawiska powiązanego z obciążeniem działającym na zależne obszary płuc^3,4. Taki regionalny rozkład ciśnienia tworzy różnice brzuszno-grzbietowe w ciśnieniu opłucnowym i transpulmonarnym, które podczas kontrolowanej wentylacji mechanicznej są determinowane głównie przez obciążenie grawitacyjne i stopień uszkodzenia płuc, natomiast podczas oddychania spontanicznego lub wspomaganego mogą być dodatkowo potęgowane przez regionalną aktywność mięśni wdechowych⁵.

Bezpośrednie monitorowanie ciśnienia w jamie opłucnej nie jest stosowane w praktyce klinicznej, ponieważ procedura ta jest zbyt inwazyjna, aby uznać ją za bezpieczną. Z tego powodu ciśnienie przełykowe (Pes) jest powszechnie wykorzystywane jako najlepszy zamiennik ciśnienia opłucnowego⁶. Jednakże na Pes wpływa kilka czynników, które mogą rzutować na jego dokładność, w tym położenie cewnika, transmisja ciśnienia oceniana za pomocą wskaźnika Baydura oraz tryb wentylacji⁷. Balon przełykowy znajduje się wewnątrz struktur podatnych, a jego sygnał jest kształtowany zarówno przez ścianę przełyku, jak i sąsiednie organy śródpiersia. Nawet niewielkie przesunięcia w głębokości lub ułożeniu cewnika mogą zmienić zmierzone ciśnienie lub amplitudę jego wahań oddechowych⁸. Co więcej, Pes odzwierciedla przede wszystkim ciśnienie w środkowej i grzbietowej części jamy opłucnej, przez co jest mniej reprezentatywne dla obszarów brzusznych i ogólnego środowiska opłucnowego w przypadku heterogennego uszkodzenia płuc⁹.

Z tych powodów bezpośredni pomiar ciśnienia w jamie opłucnej pozostaje złotym standardem w fizjologii translacyjnej i eksperymentalnej¹⁰. Do bezpośredniego pomiaru ciśnienia opłucnowego stosowano wiele urządzeń. W modelach eksperymentalnych często wykorzystuje się czujniki opłucnowe w formie cienkich płytek^11,12, a w niektórych badaniach do przestrzeni opłucnowej wprowadzano również cewniki z balonikiem przełykowym, aby bezpośrednio rejestrować ciśnienie w opłucnej^13,14. Mimo dostępności różnych narzędzi do bezpośredniego pomiaru ciśnienia w jamie opłucnowej, ich wprowadzenie tradycyjnie wymagało albo otwartej torakotomii, albo dostępu torakoskopowego. Metody te są inwazyjne, wymagają zaawansowanej wiedzy chirurgicznej, wydłużają przygotowanie do procedury i zaburzają naturalną mechanikę klatki piersiowej, znacząco zmieniając badane warunki fizjologiczne.

W niniejszym artykule metodycznym przedstawiamy nowatorską technikę przezskórną wprowadzania balonowych cewników przełykowych do jamy opłucnej u świń w celu bezpośredniego regionalnego monitorowania ciśnienia w jamie opłucnowej. Podejście to jest małoinwazyjne i nie wymaga torakotomii ani zaawansowanego szkolenia chirurgicznego. Przedni dostęp do opłucnej wykonuje się przy użyciu standardowej techniki punkcji pod kontrolą USG, natomiast obrazowanie tomografii komputerowej (CT) służy do potwierdzenia prawidłowego umiejscowienia prowadnika i cewnika wewnątrzopłucnowej oraz do pomocy w planowaniu tylnego dostępu do opłucnej. Metoda ta umożliwia umieszczenie cewników w różnych obszarach jamy opłucnowej w celu regionalnej oceny podzielonej mechaniki oddechowej. Technika ta ma na celu zmniejszenie złożoności i ryzyka procedury, przy jednoczesnym zachowaniu wysokiej wierności zapisów ciśnienia w jamie opłucnowej dla potrzeb badań fizjologicznych i translacyjnych.

Protokół

Po uzyskaniu zgody Instytucjonalnego Komitetu ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt (2020I000073) w Massachusetts General Hospital w Boston, MA, eksperymenty przeprowadzono od marca do listopada 2025 roku na 20 zdrowych świniach rasy Yorkshire o masie 30–40 kg.

OSTRZEŻENIE: Niniejszy protokół celowo wywołuje odmę opłucnową i zakłada użycie 100% tlenu. Procedurę należy przeprowadzać pod stałym monitoringiem fizjologicznym przez personel przeszkolony w zakresie anestezji dużych zwierząt i dostępu do opłucnej oraz wyeliminować źródła zapłonu podczas insuflacji tlenu.

1. Przygotowanie zwierząt

1. Uspokoić zwierzę, podając domięśniowo tiletaminę–zolazepam (4,4 mg/kg), ksylazynę (2,2 mg/kg) oraz atropinę (0,04 mg/kg).
2. Ustalić dostęp dożylny i podać dożylnie fentanyl (2 µg/kg) oraz propofol (2 mg/kg), aby umożliwić bezpieczną intubację rurką endotrachealną.
3. Zintubować zwierzę i potwierdzić prawidłowe umieszczenie rurki w drogach oddechowych, weryfikując obustronną ekspansję klatki piersiowej, obustronne szmery oddechowe oraz obecność stabilnej krzywej kapnograficznej CO₂.
4. Rozpocząć wentylację z kontrolowaną objętością (VCV) z frakcją tlenu w gazach wdechowych (FiO₂) wynoszącą 0,4, objętością oddechową 10 mL/kg, dodatnim końcowym ciśnieniem w drogach oddechowych (PEEP) 5 cmH₂O i częstością oddychania 15–20 oddechów/min. Dostosować częstość oddychania tak, aby utrzymać poziom końcowego CO₂ w granicach 35–45 mmHg.
5. Utrzymywać ciągłą anestezję i analgezję przez cały czas trwania procedury, podając dożylnie propofol (10 mg∙kg^-1∙h^-1) i fentanyl (5 µg∙kg^-1∙h^-1). Przed podaniem blokerów nerwowo-mięśniowych potwierdzić odpowiednią głębokość znieczulenia, oceniając rozluźnienie żuchwy, brak odruchu powiekowego, brak reakcji wycofania na uciśnięcie przestrzeni międzycyfrowych lub kopyta oraz brak reakcji hemodynamicznej na stymulację. Po podaniu blokady nerwowo-mięśniowej monitorować stopień znieczulenia za pomocą zmiennych fizjologicznych, w tym częstości akcji serca, ciśnienia tętniczego oraz braku reakcji autonomicznych na stymulację zabiegową. Po indukcji znieczulenia zastosować maść oftalmiczną, aby zapobiec wysychaniu rogówki.
6. stale monitorować częstość akcji serca, ciśnienie tętnicze, saturację tlenem, końcowy poziom CO₂ oraz ciśnienie w drogach oddechowych. Utrzymywać częstość akcji serca na poziomie 70–140 uderzeń/min, średnie ciśnienie tętnicze powyżej 60 mmHg, saturację tlenem powyżej 92%, końcowy CO₂ między 35 a 45 mmHg oraz szczytowe ciśnienie w drogach oddechowych poniżej 35 cmH₂O, o ile to możliwe.
7. Podać środek blokujący przewodnictwo nerwowo-mięśniowe (pankuronium 0,1 mg∙kg^-1∙h^-1) i potwierdzić brak spontanicznego oddychania przed rozpoczęciem dostępu do opłucnej.

2. Przygotowanie sprzętu

1. Przygotować sterylny sprzęt niezbędny do dostępu do opłucnej pod kontrolą USG oraz wprowadzenia cewnika, zgodnie z listą w Tabeli materiałów.
2. Ogolić, oczyścić i zabezpieczyć sterylnymi obłożeniami przednią i tylną powierzchnię klatki piersiowej w warunkach aseptycznych.

3. Przedni przezskórny dostęp do opłucnej

1. Ułóż zwierzę w pozycji na plecach z lekkim obrotem w stronę przeciwną do planowanego miejsca wprowadzenia przedniego cewnika opłucnowego.
2. Zidentyfikuj linię mostka oraz kopułę przepony za pomocą ultradźwięków.
3. Zidentyfikuj kopułę przepony za pomocą ultradźwięków, następnie przesuń się około 5 cm bocznie i 5 cm kranialnie od linii środkowej na poziomie przepony, aby wybrać przednie miejsce punkcji.
4. Zwizualizuj przednią przestrzeń opłucną za pomocą głowicy USG.
5. Wprowadź igłę Tuohy wspomaganą ultradźwiękami w górną krawędź dolnego żebra wybranego miejsca międzyżebrowego, kierując zakrzywienie igły ku górze.
6. Przesuń igłę w stronę opłucnej ściennej pod kontrolą ultradźwięków w czasie rzeczywistym, stosując podejście w płaszczyźnie (in-plane).
7. Wywieraj delikatny nadciśnienie strzykawką, przesuwając igłę o kolejne 1–2 mm podczas manewru wstrzymania oddechu na koniec wydechu, aż nagły zanik oporu wskaże wejście do przestrzeni opłucnowej.
8. Wstrzyknij około 50–100 mL 100% tlenu, aby stworzyć niewielką przednią sztuczną odmę opłucnową. Dostosuj końcową objętość tlenu na podstawie wyników tomografii komputerowej dotyczących rozszerzenia odmy i rozdzielenia opłucnych.
9. Wprowadź sprężystą prowadnicę przez igłę, a następnie usuń igłę.
10. Wykonaj badanie TK, aby potwierdzić prawidłowe umieszczenie prowadnicy w przestrzeni opłucnowej, która jest powiększona i wyraźnie zarysowana przez sztuczną odmę.
11. Po potwierdzeniu w badaniu TK wykonaj niewielkie nacięcie skóry w miejscu wprowadzenia prowadnicy.
12. Wprowadź wprowadzacz 9 Fr po prowadnicy, stosując technikę Seldingera.
13. Usuń prowadnicę i wprowadź cewnik z balonikiem przełykowym do przedniej jamy opłucnej poprzez wprowadzacz.
14. Nadmuchaj balonik optymalną objętością wypełnienia, wyznaczoną z krzywej ciśnienie-objętość (PV) balonika in vivo¹⁵, aby zapewnić prawidłowe rozszerzenie balonika i niezawodne przekazywanie ciśnienia.
15. Podłącz cewnik balonikowy do zewnętrznego różnicowego przetwornika ciśnienia za pomocą systemu przekazywania ciśnienia wypełnionego powietrzem.
16. Wyzeruj przetwornik ciśnienia względem ciśnienia atmosferycznego przed podłączeniem cewnika, aby zapewnić dokładne pomiary ciśnienia.
17. Podłącz przetwornik ciśnienia do systemu akwizycji danych i zarejestruj sygnały ciśnienia za pomocą oprogramowania do akwizycji danych.
18. Rejestruj wszystkie sygnały ciśnienia z częstotliwością próbkowania 1 000 Hz bez dodatkowego filtrowania cyfrowego. Rozpocznij rejestrację po uzyskaniu stabilnego zapisu ciśnienia.

4. Tylny przezskórny dostęp do jamy opłucnowej

1. Ustaw zwierzę w pozycji półbocznej, aby wspomóc grzbietową migrację powietrza wewnątrzopłucnowego.
2. Wstrzyknij dodatkowe 50–100 mL 100% tlenu przez przedni cewnik, aby powiększyć grzbietowy odma opłucnowa i ułatwić dostęp tylny.
3. Wykonaj tomografię komputerową (CT), aby potwierdzić grzbietową migrację sztucznej odmy i zidentyfikować optymalne miejsce tylnego nakłucia.
4. Zaznacz na skórze miejsce tylnego nakłucia w połowie odległości między wyrostkami kolczystymi a tylną linią pachową.
5. Wprowadź igłę Tuohy prostopadle przy górnej krawędzi dolnego żebra wybranej przestrzeni międzyżebrowej, mocując pustą strzykawkę do ciągłej aspiracji.
6. Wsuń igłę przez warstwy mięśniowe podczas manewru wstrzymania oddechu w fazie wydechu, aspirując w sposób ciągły aż do momentu pobrania powietrza, co potwierdzi wejście do grzbietowej jamy opłucnowej.
7. Wprowadź prowadnik z drutu sprężynowego i wyjmij igłę.
8. Wykonaj tomografię komputerową (CT), aby potwierdzić prawidłowe umiejscowienie prowadnika w przestrzeni opłucnowej, która jest powiększona i wyraźnie zarysowana dzięki sztucznej odmie.
9. Po potwierdzeniu w CT wykonaj niewielkie nacięcie skóry w miejscu wprowadzenia drutu.
10. Wprowadź wprowadzacz 9 Fr nad prowadnikiem, stosując technikę Seldingera.
11. Usuń prowadnik i wprowadź drugi balon przełykowy do grzbietowej jamy opłucnowej przez wprowadzacz.
12. Napompuj balon optymalną objętością wypełnienia, wyznaczoną na podstawie krzywej ciśnienie-objętość (PV) balonu in vivo, aby zapewnić prawidłowe rozprężenie balonu i niezawodną transmisję ciśnienia.
13. Podłącz cewnik do przetwornika różnicowego ciśnienia i zweryfikuj na monitorze prawidłową morfologię sygnału opłucnowego.

5. Pozycjonowanie końcowe i monitorowanie

1. Zweryfikuj, czy parametry respiratora (objętość oddechowa, przepływ inspiracyjny i ciśnienie w drogach oddechowych) oraz wartości hemodynamiczne pozostają stabilne podczas i po wprowadzeniu cewników.
2. Odprowadź powietrze z odmy opłucnowej poprzez tylny i przedni wprowadzacz, delikatnie aspirując powietrze z przestrzeni opłucnowej strzykawką 50 mL, aż do ustania oporu podczas drenażu. Unikaj wytwarzania nadmiernego ciśnienia ujemnego w przestrzeni opłucnowej.
3. Przymocuj oba cewniki z balonem przełykowym do skóry za pomocą taśmy klejącej, a następnie ostrożnie usuń oba wprowadzacze 9 Fr, aby zapobiec przemieszczeniu cewników.
4. Wykonaj tomografię komputerową (CT), aby ocenić pozostałość odmy opłucnowej. W przypadku stwierdzenia odmy opłucnowej ułóż zwierzę w pozycji brzusznej i zmniejsz FiO₂ do 0.25, jeśli jest to tolerowane fizjologicznie, aby wspomóc reabsorpcję tlenu.
5. Potwierdź brak przecieku w drogach oddechowych lub opłucnej poprzez porównanie objętości oddechowej wdechowej i wydechowej oraz wykonanie manewru zatrzymania wdechowego. Zweryfikuj stabilność ciśnienia plateau oraz powrót przepływu do zera.
6. Ponownie oceń kształt fal ciśnienia opłucnowego przedniego i tylnego po usunięciu wprowadzaczy. Potwierdź, że oczekiwana morfologia fali pozostaje stabilna; w przypadku zmian nie rozpoczynaj rejestracji do czasu ponownej oceny położenia cewników i stabilności fali.
7. Rozpocznij jednoczesną rejestrację ciśnienia w przedniej i tylnej części opłucnej dopiero po potwierdzeniu ewakuacji lub reabsorpcji odmy opłucnowej, stabilnej wentylacji i hemodynamicznych parametrów, braku trwającego przecieku oraz stabilności fal ciśnienia opłucnowego.
8. Dostosuj wentylację, utrzymując TV na poziomie 10 mL/kg i zmniejszając PEEP z 5 do 3 cmH₂O. Wartości końcowopowydechowego ciśnienia opłucnowego uzyskano podczas stabilnego manewru zatrzymania końcowopowydechowego, jak pokazano na  Rysunku 1.
9. Na koniec każdego protokołu eksperymentalnego, podczas utrzymywania zwierząt w znieczuleniu ogólnym, wykonano eutanazję poprzez dożylne podanie KCl (roztwór 7%, 2 mL/kg).

Wyniki

Próba umieszczenia drenu opłucnowego z zastosowaniem techniki przezskórnej została przeprowadzona u 20 świń (Tabela 1). U 17 zwierząt wprowadzono łącznie 34 dreny opłucnowe (17 przednich i 17 tylnych). Z tych 33 dreny (97%) dotarły do zamierzonego obszaru opłucnej, podczas gdy jeden dren przedni przedostał się do jamy opłucnowej, lecz nie dotarł do docelowego miejsca w części brzusznej. W związku z tym prawidłowe regionalne umiejscowienie zarówno drenów przednich, jak i tylnych, osiągnięto u 16 z 17 zwie...

Dyskusja

Niniejszy protokół przezskórny zapewnia praktyczną i powtarzalną metodę pomiaru regionalnego ciśnienia w opłucnej bez konieczności przeprowadzania torakotomii lub dostępu torakoskopowego. Kilka aspektów procedury jest szczególnie istotnych dla zapewnienia prawidłowego umieszczenia cewnika oraz wysokiej wierności rejestracji ciśnienia.

Kluczowym elementem techniki jest przednia punkcja wykonana pod bezpośrednią kontrolą USG klatki piersiowej. Ultradźwięki są wykorzystywane do wyraźnej wizualiza...

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule

Nazwa	Firma	Numer katalogowy	Komentarze
Taśma klejąca	3M Tegaderm	1624W	Mocowanie cewnika przed wprowadzeniem wprowadzańca
Trymer do zwierząt	Trymer 3M Clipper	9661L	Usuwanie owłosienia klatki piersiowej
Atropina (do wstrzykiwań)	Sparhawk Laboratories inc.	NDC:58005-354	Premedykacja domięśniowa
Skaner tomografii komputerowej	NeuroLogica	Omnitom Elite PCD; 1-NL5100-060	Ocena położenia drutu prowadzącego/cewnika oraz ocena odmy opłucnowej;
Oprogramowanie do akwizycji danych	ADInstruments	LabChart Pro 8.1.31	Oprogramowanie akwizycyjne przy 1 000 Hz bez filtrowania cyfrowego
System akwizycji danych	ADInstruments	ML865	Do pomiaru ciśnienia w jamie opłucnej
Przetwornik różnicy ciśnień	Harvard Apparatus / Hugo Sachs	73-3882	Przetwornik ciśnienia do pomiaru ciśnienia w jamie opłucnej
Jednorazowy ręcznik operacyjny	Cardinal Health	KAT 28700-004	Przygotowanie pola sterylnego (Krok 2.1)
EKG & pulsoksymetr	Mindray	BeneView T5	Monitorowanie parametrów życiowych
Rurka endotrachealna, 7,0 mm	Teleflex Medical	REF 5-10314	Intubacja dotchawicza
Cewnik balonowy do przełyku	Cooper Surgical	REF 47-9005	Stosowany jako cewnik ciśnienia w jamie opłucnej (Krok 2.1)
Fentanyl (dożylny)	Hikma	NDC 0641-6030-01	Analgezja dożylna
Gaziki (sterylne)	Medline	REF NON21430LF	Przygotowanie miejsca (Krok 2.1)
Przewodnik 0,025" × 33 cm	Teleflex Medical	REF AW-04025	Dla techniki Seldingera (Krok 2.1)
Pompa infuzyjna	Smiths Medical	Medfusion 4000	Ciągłe podawanie środka znieczulającego
Wprowadzik, 9 Fr	Cordis	REF 402-609X	Dla wprowadzenia cewnika do przestrzeni opłucnej (Krok 2.1)
Respirator mechaniczny	Maquet – Getinge		Servo-I, wentylacja sterowana objętością
Maść okulistyczna	Opieka Weterynaryjna Lodi	NDC 17033-211-38	Ochrona rogówki po indukcji znieczulenia
Tlen 100% (klasy medycznej)	Airgas	Ponieważ nie dostarczono tekstu źródłowego do tłumaczenia, proszę o przesłanie materiałów w języku angielskim, które mają zostać przetłumaczone na język polski zgodnie z wytycznymi.	W przypadku kontrolowanego odmy opłucnowej
Pankuronium (do wstrzykiwań)	Selleck. Odczynniki chemiczne.	S2497	Blokada nerwowo-mięśniowa
Powidona–Roztwór jodu	BICCA	CAT 3955-16	Antyseptyka skóry
Propofol (do wstrzykiwań)	NorthStar	NDC 16714-977-01	Indukcja i podtrzymanie
Obwód oddechowy (obwód respiratora)	Medline	REF NON026370	Obwód standardowy
Skalpel nr 11	Bard-Parker	REF 372611	Do nacięcia skóry (krok 2.1)
Sterylna obłożka	Medline	REF MDT2168286	Przygotowanie pola jałowego
Rękawiczki sterylne (lateksowe)	Biżel	REF 31280	Sterylne rękawice ochronne
Fartuch sterylny	Fał	REF 95121	Sterylny fartuch chirurgiczny
Strzykawki 10 ml	Medline	REF SYR110010	Do aspiracji/wstrzykiwania (Krok 2.1)
Strzykawki 50 ml	BD	REF 309680	Do aspiracji powietrza z jamy opłucnej (Krok 2.1)
Tiletamina–zolazepam (dożylnie/domięśniowo)	Virbac	NADA 71805-06	Telazol; sedacja domięśniowa
igła Tuohy, echogenna 18G × 100 mm	Pajunk	REF 521185-31C	W przypadku punkcji opłucnej (Krok 2.1)
Sonda ultradźwiękowa (Butterfly iQ+)	Butterfly Network	950-20002-00	Stosowane z aplikacją Butterfly iQ na iPada (Krok 2.1)
Oprogramowanie/aplikacja do ultrasonografii	Butterfly Network	Butterfly iQ 2.46; iPad 11 iPadOS 26	Aplikacja Butterfly iQ na iPada
Ksylazyna (do wstrzykiwań)	Cronus Pharma	LLC