Artykuł metodologiczny

Metodyczna implementacja systemów napromieniania małych zwierząt w przedklinicznych badaniach z prowadzeniem obrazowym

DOI:

10.3791/71605

⸱

21 sierpnia 2026

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Radiation Oncology, WashU Medicine

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Niniejszy protokół opisuje metodologiczną implementację dwóch systemów naświetlania małych zwierząt w celu przeprowadzenia przedklinicznych badań radioterapeutycznych z prowadzeniem obrazowym. Przedstawia on konfigurację systemu, przepływy pracy w obrazowaniu, procedury planowania leczenia oraz kwestie związane z dostarczaniem promieniowania, aby zapewnić powtarzalność i istotność kliniczną eksperymentów na małych zwierzętach.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przedkliniczne badania radiobiologiczne są niezbędne dla pogłębienia wiedzy na temat tego, jak różne charakterystyki dostarczania promieniowania wpływają na odpowiedzi biologiczne, oraz dla optymalizacji strategii leczenia w różnych miejscach docelowych. Precyzja, powtarzalność i znaczenie translacyjne tych badań zależą od odpowiedniego wdrożenia platform do napromieniowania małych zwierząt z prowadzeniem obrazowym, które dokładnie modelują kliniczne przepływy pracy w radioterapii. Niniejszy artykuł opisuje praktyczną obsługę dwóch powszechnie stosowanych systemów przedklinicznej radioterapii z prowadzeniem obrazowym, wykorzystywanych do wysokoprecyzyjnego napromieniowania małych zwierząt. Chociaż obie platformy są zaprojektowane do dostarczania promieniowania konformalnego z prowadzeniem obrazowym, różnią się one kluczowymi cechami technicznymi, w tym specyfikacją lampy rentgenowskiej, odległością źródło-oś (SAD), kolimacją wiązki, mechanizmami osłonowymi, geometrią mechaniczną oraz oprogramowaniem do planowania leczenia. Różnice te wpływają na konfigurację systemu, przepływy pracy podczas napromieniowania oraz sposób dostarczania dawki. Poprzez przedstawienie rozważań metodologicznych i procedur operacyjnych dla obu platform, niniejszy protokół dostarcza badaczom praktycznych wskazówek dotyczących projektowania, wdrażania i powtarzania translacyjnie istotnych przedklinicznych eksperymentów radiacyjnych.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nowotwory znajdują się wśród głównych przyczyn zgonów na świecie1. Radioterapia, chirurgia i chemioterapia stanowią podstawowe metody leczenia raka2. Szacuje się, że około połowa wszystkich pacjentów onkologicznych wymaga radioterapii w ramach procesu leczenia3. Badania przedkliniczne na modelach zwierzęcych, zazwyczaj projektowane w celu oceny bezpieczeństwa, mechanizmów biologicznych i skuteczności terapeutycznej danej metody leczenia, stanowią podstawę rozwoju badań klinicznych prowadzących do ostatecznego wdrożenia nowych strategii terapeutycznych w praktyce klinicznej. Irradiatory do małych zwierząt z prowadzeniem obrazowym stały się niezbędnymi narzędziami w przedklinicznej radioterapii, ponieważ umożliwiają konformalne, miejscowe napromienianie guzów oraz organów krytycznych (OARs) przy zastosowaniu geometrii i procesów roboczych mających na celu przybliżenie klinicznego podawania dawki promieniowania i planowania leczenia4,5,6. Według niedawnego przeglądu literatury7, liczba artykułów na temat radioterapii małych zwierząt z prowadzeniem obrazowym wzrosła z mniej niż 10 rocznie w latach 2007–2010 do prawie 80 w 2020 roku. Artykuły z zakresu fizyki i biologii obejmują tematy od dosymetrii i planowania leczenia po odpowiedź guza i tkanek zdrowych7. Ogólnym celem niniejszego protokołu jest dostarczenie opartego na fizyce schematu porównania dwóch powszechnie stosowanych platform do napromieniania małych zwierząt, aby ułatwić świadomy wybór platformy wspierającej powtarzalne i klinicznie istotne przedkliniczne badania radiacyjne. System 1 to Small Animal Radiation Research Platform (SARRP), a System 2 to platforma Precision Small-Animal Radiation Therapy (SmART+). Uzasadnieniem dla zastosowania tych systemów jest fakt, że badania radiobiologiczne coraz częściej wymagają powtarzalnego celowania, lokalizacji opartej na tomografii komputerowej (CT)8,9 oraz kształtowania pola, co zapewnia lepszą konformalność planu, umożliwiając jednocześnie stosowanie klinicznie istotnych paradygmatów, takich jak hipofrakcjonowanie, napromienianie częściowej objętości i strategie oszczędzania organów. W radioterapii należy zachować delikatną równowagę między dawką podaną do celu leczenia a dawką w OARs, co wymaga wszechstronnego zrozumienia zaangażowanych mechanizmów radiobiologicznych10,11. Aby nadal doskonalić zrozumienie odpowiedzi tkanek nowotworowych i zdrowych na promieniowanie, podczas stosowania irradiatorów do małych zwierząt w badaniach przedklinicznych niezbędna jest wysoka dokładność, powtarzalność i precyzja podawania dawki.

Chociaż oba systemy pracują z wiązkami promieni rentgenowskich o napięciu do 225 kVp, istnieją kluczowe różnice w ich konfiguracji (patrz Rysunek 1), które mogą wymagać szczególnego uwzględnienia w określonych eksperymentach. System 1 posiada odległość źródło-oś (SAD) wynoszącą 35 cm i wykorzystuje podejście CBCT (tomografii komputerowej wiązki stożkowej) z centrycznym stolikiem, co wymaga obrotu obiektu podczas skanowania. System 2 ma krótszą odległość SAD wynoszącą 30 cm i wykorzystuje system podawania oparty na gantry, co wymaga obrotu wiązki wokół obiektu podczas skanowania. Do tej pory System 1 był wykorzystywany do napromieniania myszy i szczurów, a System 2 (łącznie z wersjami starszymi) był stosowany do napromieniania myszy, szczurów oraz kanarków12,13,14. Pełny protokół obrazowania, planowania i realizacji leczenia na tych systemach zajmuje około 30 min na jeden obiekt. Jednak przebieg pracy może zostać skrócony w zależności od stosowanego protokołu. Na przykład niektóre protokoły mogą dopuszczać stosowanie jednego ogólnego planu dla wszystkich zwierząt w serii, co pozwoliłoby pominąć etap planowania leczenia i skrócić całkowity czas eksperymentu. Zrozumienie, w jaki sposób różnice między irradiatorami wpływają na moc dawki, definicję pola, prześwit geometryczny oraz ograniczenia przepływu pracy, stanowi podstawę do wyboru systemu najlepiej dopasowanego do potrzeb technicznych i eksperymentalnych. Podsumowanie kluczowych specyfikacji fizycznych i operacyjnych dla Systemu 1 i Systemu 2 przedstawiono w Tabeli 1.

Przedstawiono podsumowanie ogólnego schematu postępowania dla typowego badania obejmującego napromieniowanie małych zwierząt (patrz Rysunek 2). Niniejszy protokół opisuje metodologiczną implementację Systemu 1 i Systemu 2 w celu przeprowadzenia przedklinicznych badań radioterapeutycznych z prowadzeniem obrazowym. Opisuje on konfigurację systemu, schematy obrazowania, procedury planowania leczenia oraz kwestie dotyczące dostarczania dawki promieniowania, aby zapewnić powtarzalność i istotność kliniczną eksperymentów na małych zwierzętach.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie badania na zwierzętach zostały przeprowadzone za zgodą Instytucjonalnego Komitetu ds. Opieki i Korzystania ze Zwierząt (IACUC). Wykorzystane odczynniki i sprzęt są wymienione w Tabeli materiałów.

1 System 1

  1. Rozgrzewanie (17,5–72 min)
    UWAGA: Podczas instalacji i uruchamiania, inspektor ochrony radiologicznej (RSO) danej instytucji powinien przeprowadzić pomiary radiologiczne, aby upewnić się, że wyciek promieniowania poza obudową znajduje się poniżej progu dawki w ciągu jednej godziny oraz dawki w ciągu jednego tygodnia. Przed włączeniem systemu użytkownik powinien zapoznać się z instrukcjami bezpieczeństwa radiologicznego przekazanymi przez RSO instytucji.
    1. Zacznij od ustawienia klucza procesora modułu (MP1) w pozycji 0 (godzina 9:00). W urządzeniu System 1 naciśnij zielony przycisk start. Włącz pokrętła oświetlenia obudowy i laserów. Przekręć klucz MP1 do pozycji standby (godzina 12:00).
    2. Kontroler rejestratora danych MP1 może wyświetlić wartość 810 (17,5 min) lub 811 (72 min), w zależności od tego, kiedy jednostka była ostatnio używana. Jeśli program rozgrzewania nie jest wyświetlany, wybierz Set i wprowadź 810. Naciśnij Enter.
    3. Wsuń miedziany filtr o grubości 0,15 mm (patrz Rysunek 3) do gniazda filtra w głowicy gantry. Włóż kolimator 0,5 mm do uchwytu i dokręć śrubę, aby go zabezpieczyć.
    4. Przekręć klucz MP1 do pozycji wysokiej energii (godzina 3:00). Naciśnij zielony przycisk X-ray On, aby rozpocząć rozgrzewanie.
  2. Sekwencja parkowania i kalibracja detektora (5 min)
    1. Otwórz Software 1 (patrz Tabela 1).
    2. Pojawi się okno pop-up z prośbą o dostrojenie stołu obrotowego. Naciśnij Ok i poczekaj, aż stół przemieści się do pozycji początkowej.
    3. W programie Software 1 upewnij się, że pole „Motors Enabled” jest zaznaczone.
    4. Poczekaj na wyświetlenie komunikatu „Homing Complete”.
    5. W sekcji Imaging i Robotics Control wprowadź wartość 90 w polu żądania Gantry i naciśnij Move.
    6. Otwórz drzwi obudowy System 1. Przesuń osłonę okna CT do góry i wysuń jednostkę CT do przodu, aż zostanie zablokowana. Upewnij się, że wszystkie tacki zostały usunięte z platformy. Wysuń kolimator i uchwyt z głowicy gantry. Włóż aluminiowy filtr 1 mm do obrazowania.
    7. W programie Software 1 w sekcji Technique Presets wybierz Mouse CT Imaging i naciśnij Apply.
    8. Z paska narzędzi wybierz Detector, a następnie Detector calibration, aby rozpocząć kalibrację.
  3. Obrazowanie Cone-Beam CT u myszy (10 min, wliczając znieczulenie)
    1. Umieść mysz w komorze w celu znieczulenia, zgodnie z zatwierdzonym protokołem badawczym.
    2. Otwórz drzwi obudowy. Umieść tackę na platformie i zabezpiecz ją, dokręcając śrubę. Połóż legowisko dla gryzoni na tacce i zabezpiecz je taśmą. Podłącz rurkę z izofluranem do głowicy legowiska i włącz dopływ gazu.
    3. Umieść mysz na legowisku w pozycji brzusznej lub grzbietnej, zgodnie z protokołem eksperymentu.
    4. W programie Software 1 w sekcji Imaging and Robotics Control wybierz folder głównego badacza i badania. Wybierz CBCT Acquisition.
    5. Nadaj nazwę skanowi. Wybierz żądany protokół rekonstrukcji, liczbę projekcji 2D (domyślnie 360) oraz prędkość tacki (domyślnie 1,5 deg/s). Wybierz OK. Obserwuj obraz z kamery internetowej na ekranie oprogramowania, aby upewnić się, że nie dojdzie do kolizji. Jeśli kolizja wydaje się nieuchronna, naciśnij Stop, aby zatrzymać gantry.
  4. Naświetlanie (10 min)
    1. Po zakończeniu obrazowania zamknij okno Software 2. Otwórz Software 3. W sekcji Experiment wybierz folder głównego badacza. W sekcji Scan wybierz numer myszy i naciśnij Load Reconstruction.
    2. Obraz CBCT zostanie załadowany w 3 panelach. Naciśnij Adjust Window. Klikając lewym przyciskiem myszy, przesuń kursor nad obraz i przeciągnij go w dół i w lewo, aby dostosować okno obrazu CT.
    3. Po dostosowaniu gęstości, użyj prawego przycisku myszy i przeciągnij w dół, aby powiększyć obraz. Naciśnij przycisk przewijania i przeciągnij, aby panoramować obraz. Aby ocenić jakość obrazu, upewnij się, że w pobliżu celu nie ma artefaktów i że cel można odróżnić od otaczających go OAR. Po uzyskaniu satysfakcjonującego wyniku naciśnij Register.
    4. W przypadku korzystania z gotowego planu, w sekcji Select Reference Plan znajdź i załaduj plan, a następnie naciśnij Create. W przypadku tworzenia nowego planu, pozostaw pole Select Reference Plan jako None.
    5. Wybierz Define Contours. W sekcji Segmentation Thresholds dostosuj progi segmentacji dla powietrza, płuc, tłuszczu, tkanki i kości. W sekcji Edit Contours, dla każdego interesującego organu wybierz Add i obrysuj organ za pomocą narzędzia Paint. Dostosuj średnicę pędzla według uznania. Organ można obrysować warstwa po warstwie, a następnie interpolować, lub użyć narzędzia pędzla sferycznego.
    6. Wybierz Treatment Planning. W przypadku korzystania z gotowego planu, przesuń każdy izocentrum do środka organu docelowego i dostosuj go we wszystkich trzech widokach. W przypadku tworzenia nowego planu, w sekcji Targets naciśnij zielony znak plus dla każdego żądanego izocentrum i przesuń izocentrum do celu.
    7. Dla każdego celu ustaw dawkę, dwukrotnie klikając pole Dose. W sekcji Beams naciśnij zielony znak plus z literą B , aby dodać wiązkę statyczną, lub zielony znak plus z literą A , aby dodać łuk. Ustaw wagę wiązki, kolimator i kąt gantry dla każdej wiązki. Aby dodać wiązkę dla innego izocentrum, wybierz to izocentrum w sekcji Targets, tak aby zostało podświetlone na fioletowo, a następnie dodaj wiązkę.
    8. W sekcji Dose wybierz żądany silnik obliczeń dawki Dose Engine (Superposition Convolution lub Monte Carlo). Wybierz Compute Dose.
    9. Wybierz Verify. Wybierz Compute Isodoses i Compute DVH. Potwierdź, że plan i
      ​wykresy DVH dostarczają żądaną dawkę do celów i OAR (patrz Rysunek 4).
    10. Otwórz drzwi obudowy. Usuń filtr aluminiowy i włóż filtr miedziany. Włóż kolimator do uchwytu i wsuń jednostkę z powrotem do głowicy gantry. Przesuń osłonę okna CT w dół i pchnij ją do tyłu, aż zostanie zablokowana.
    11. Wybierz Execute, a następnie Execute Beam.
    12. W programie Software 1 pojawi się okno pop-up z docelową pozycją tacki i gantry. Upewnij się, że obrót tacki wynosi 0, aby uniknąć kolizji, i naciśnij OK. W kolejnym oknie zostanie wyświetlony rozmiar kolimatora i typ filtra. Naciśnij OK, a wiązka zostanie uruchomiona automatycznie.
    13. Obserwuj obraz z kamery internetowej w programie Software 1, aby upewnić się, że nie dochodzi do kolizji.
    14. Jeśli zaplanowano więcej niż jedną wiązkę, po zakończeniu dostarczenia poprzedniej wiązki wybierz Execute Beam i powtórz krok 1.4.11.
    15. Otwórz drzwi obudowy, zdejmij aktualną mysz z legowiska i przenieś ją z powrotem do klatki.
    16. Aby przejść do następnego zwierzęcia, powtórz kroki 1.3 i 1.4.
  5. Po naświetlaniu (3 min)
    1. Po naświetleniu ostatniego zwierzęcia, w panelu Imaging and Robotics Control ustaw kąt gantry na 90°, a wszystkie pozostałe pola ruchu na 0. Wybierz Move. Po zakończeniu ruchu zamknij oprogramowanie System 1. Gdy pojawi się prośba o powrót platformy do pozycji początkowej, wybierz Yes.
    2. Usuń legowisko, kolimator i filtr z obudowy. Upewnij się, że osłona okna CT jest zamknięta i przesunięta do pozycji schowanej.
    3. Przekręć klucz MP1 z powrotem do pozycji 0 (godzina 9:00). Naciśnij czerwony przycisk Stop w systemie System 1.

2 System 2

  1. Rozgrzewanie (35 min)
    1. Podczas instalacji i uruchomienia inspektor ochrony radiologicznej (RSO) danej instytucji powinien przeprowadzić pomiar promieniowania, aby upewnić się, że wyciek promieniowania na zewnątrz obudowy znajduje się poniżej progów dawki w ciągu jednej godziny i dawki w ciągu jednego tygodnia. Przed włączeniem systemu użytkownik powinien zapoznać się z instrukcjami bezpieczeństwa radiologicznego dostarczonymi przez instytucjonalnego RSO.
    2. Otwórz drzwi obudowy i upewnij się, że na platformie nie znajduje się stół zabiegowy ani kolimator zamocowany do głowicy gantry.
    3. W urządzeniu System 2 przekręć kluczyk zasilania systemu oraz świateł i laserów do pozycji włączone.
    4. Przekręć kluczyk zasilania konsoli do pozycji włączone.
    5. W głowicy gantry otwórz zatrzask gniazda filtra i włóż filtr miedziany 0,3 mm lub aluminiowy 2 mm, aż filtr kliknie i wskoczy na miejsce (patrz Rysunek 3).
    6. Otwórz Software 4 oraz Webcam.
    7. Wybierz X-Ray, Not treatment oraz Begin warmup zarówno dla promieniowania rentgenowskiego głównego (20 min), jak i mikroogniskowego (15 min).
  2. Obrazowanie CBCT dla myszy (10 min, w tym znieczulenie)
    1. Umieść mysz w komorze w celu znieczulenia zgodnie z zatwierdzonym protokołem badawczym.
    2. Otwórz drzwi obudowy. Włóż filtr aluminiowy 2 mm do gniazda filtra, jeśli nie został on jeszcze włożony.
    3. Zamocuj stół zabiegowy na platformie, naciskając trzpień szybkiego zwalniania i dopasowując trzpień do otworu w centrum platformy.
    4. Przymocuj łóżko do stołu zabiegowego za pomocą taśmy. Przymocuj rurkę z izofluranem do głowicy łóżka za pomocą taśmy i włącz dopływ gazu.
    5. Umieść mysz na łóżku w pozycji brzusznej lub grzbietnej zgodnie z protokołem eksperymentu.
    6. Otwórz Software 5. W kategorii Radiation delivery wybierz CT targeting w trybie manualnym lub zgodnie z protokołem leczenia.
    7. Na stronie wyboru zwierzęcia (Animal selection) wybierz folder głównego badacza i badania, a następnie utwórz nowy plik dla zwierzęcia. Kliknij Next.
    8. W sekcji Animal setup kliknij Next. Dla typu Scout kliknij Skip.
    9. Wybierz Preset selection w zależności od rodzaju tkanki docelowej i kliknij Next (domyślnie 40 kV 2mA 60 s dla tkanek miękkich).
    10. Zweryfikuj, czy włożono odpowiedni filtr dla planowanej jakości wiązki i potwierdź, że wyświetlany status filtra jest zielony.
    11. Wybierz Start, aby rozpocząć skanowanie CT. Migawka otworzy się i zamknie automatycznie.
    12. Użyj kamery Webcam, aby upewnić się, że gantry nie zderzy się ze stołem lub zwierzęciem podczas obrotu o 360°. Jeśli kolizja wydaje się nieunikniona, naciśnij czerwony przycisk zatrzymania awaryjnego na konsoli, a gantry zostanie zatrzymane.
    13. Po zakończeniu skanowania CT kliknij Next. Uzyskany skan CT zostanie wyświetlony w trzech panelach dla przekrojów czołowych, strzałkowych i osiowych. Powiększ i przewijaj uzyskane warstwy w każdym panelu, aby dokonać niezbędnych korekt.
    14. Za pomocą myszy przeciągnij celownik do izocentrum celu. Wybierz Move Stage. W razie potrzeby wybierz Scan Again, aby zweryfikować pozycję celu. Kliknij Next.
    15. Na stronie Export kliknij Go, aby wyeksportować plik DICOM.
    16. Jeśli tworzysz nowy plan leczenia, przejdź do kroku 4. Jeśli korzystasz z istniejącego lub manualnego planu, przejdź do kroku 5.
  3. Zaawansowane planowanie leczenia (10 min)
    1. Otwórz Software 6. Wybierz folder zawierający pliki DICOM i wybierz Import Selected Data.
    2. Po załadowaniu pliku DICOM kliknij kartę CT2MD.
    3. Przesuwaj pasek gęstości, aż tkanka gryzonia stanie się widoczna.
    4. Kliknij kartę Contouring. Aby dodać kontury, wybierz Add. Nazwij kontur i określ jego typ w rozwijanym menu Type.
    5. Wybierz odpowiednie narzędzie (pędzel lub linię) i wybierz Automatic. Zamaluj pędzlem lub obrysuj wybrany organ. Użyj paska przewijania, aby przechodzić przez klatki i kontynuować obrysowywanie organu. Obrysowanie większej liczby klatek może zwiększyć dokładność interpolacji. Po obrysowaniu ostatniej klatki organu wybierz Interpolate.
    6. Przejrzyj klatki ponownie, aby upewnić się, że interpolacja obrysowała organ zgodnie z oczekiwaniami, i popraw klatki, które uległy odchyleniu.
    7. Kliknij kartę Planning. Kliknij Add, aby dodać izocentrum do planu. Dopasuj to izocentrum do pożądanego celu w płaszczyźnie czołowej i osiowej, a następnie wprowadź oczekiwaną dawkę (Gy) w izocentrum.
    8. Aby dodać wiązki, wybierz Add w sekcji Beams. Wybierz tryb statyczny lub dynamiczny i dostosuj kąty według uznania. W razie potrzeby wybierz kąt stołu zabiegowego. Wybierz kolimator zgodnie z parametrami planowania.
    9. W sekcji Calculation wybierz Start Calculations. Zwiększenie liczby historii/obszaru (histories/area) zwiększy dokładność algorytmu. Dodatkowe parametry Monte Carlo można dostosować według uznania, jednak wykracza to poza zakres niniejszego protokołu. Po zakończeniu na ekranie pojawi się Volume Slice. Wybierz karty, aby wyświetlić histogram dawka-objętość (DVH) oraz wskaźniki dawka-objętość (DVM) (patrz Rysunek 5).
    10. Wróć do Planning, aby wprowadzić niezbędne zmiany.
    11. W sekcji Evaluation zweryfikuj czas naświetlania, dawkę w izocentrum, DVH oraz DVM.
    12. Wybierz Export data. Nazwij plik i wybierz Export to file, aby wygenerować plik .ini.
  4. Leczenie (10 min)
    1. Otwórz drzwi obudowy, wyjmij filtr aluminiowy 2 mm i włóż filtr miedziany 0,3 mm oraz kolimator zgodnie z protokołem eksperymentu.
    2. Powróć do programu System 2 Program.
    3. W przypadku protokołu manualnego, na ekranie konfiguratora leczenia, wybierz spot size (mały lub duży), filtr (0,3 mm Cu), pożądane napięcie (kVp), natężenie (mA) i czas leczenia (s). Wybierz rozmiar i kształt kolimatora (okrągły, kwadratowy, prostokątny lub zmotoryzowany). Wybierz kąt gantry. Jeśli chcesz, dodaj wiązkę równoległą przeciwstawną.
    4. W przypadku protokołu leczenia, w karcie Protocol Selection kliknij Load Protocol i wybierz plik .ini z kroku 4. Sprawdź nazwę planu i parametry, zaznaczając pole Show protocol details. Kliknij Next.
    5. Wybierz Start Treatment, a następnie Start Beam. Jeśli zaplanowano więcej niż jedną wiązkę, po dostarczeniu poprzedniej wybierz Start Beam, aby rozpocząć kolejną. Obserwuj obraz z kamery Webcam, aby upewnić się, że nie dochodzi do kolizji.
    6. Otwórz drzwi obudowy, zdejmij aktualną mysz z łóżka i przenieś ją z powrotem do klatki.
    7. Aby przejść do następnego zwierzęcia, powtórz kroki 2.2–2.4.
  5. Po leczeniu (3 min)
    1. Po potraktowaniu ostatniego zwierzęcia zdejmij łóżko i stół zabiegowy z platformy. Wyjmij filtr i kolimator z gantry.
    2. Za pomocą Software 4 przywróć gantry do kąta 0° oraz pozycję platformy do (0 mm, 0 mm, 0 mm). Zamknij drzwi obudowy. Zamknij Software 5.
    3. Wyłącz kluczyk zasilania konsoli. W urządzeniu System 2 przekręć kluczyk świateł i laserów, a następnie przełącz zasilanie systemu w pozycję wyłączoną.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Lampa rentgenowska System 1 może generować napięcie 20–225 kVp przy mocy dawki 2,6 Gy/min na głębokości 1 cm w fantomie z materiału o gęstości równoważnej wodzie, z polem 10 × 10 mm2 i odległością źródła od powierzchni (SSD) wynoszącą 33 cm. Warstwa połowiczna (HVL) wiązki wynosi 0,73 mm Cu przy 220 kVp oraz 2,15 mm Al przy 60 kVp15. W celu kolimacji System 1 wykorzystuje wielostopniowe elementy mosiężne, aby zredukować półcień. Dwa przesuwne bloki mosiężne służą do blokowania wiązki podczas generowania i stabilizacji prądu. Do napromieniowania stosuje się wymienne dysze kolimacyjne. Filtry to 0,15 mm miedzi i 1 mm aluminium.

Najczęściej poddawanymi badaniom obiektami są myszy i szczury, a napromieniowywane miejsca obejmują serce, wątrobę, bok, płuco, trzustkę, nogę, mózg i dwunastnicę16,17. Wcześniejsze dawki mieściły się w zakresie 0,2–60 Gy z użyciem 1–6 wiązek, łącząc statyczne i łukowe typy wiązek. Przedstawiono przykład planu leczenia obejmującego dawkę 2 Gy na cały mózg myszy (patrz Rysunek 4). Plan leczenia wykorzystuje 1 wiązkę pod kątem gantry 0° z kolimatorem 10 × 10 mm2. Górny odcinek rdzenia kręgowego został ręcznie obrysowany jako OAR, a histogram dawka-objętość (DVH) wskazuje, że około 20% OAR otrzymało dawkę 0,5 Gy.

Drzwi szafy System 1 zawierają okno o równoważności ołowiu w celu wizualizacji. Odległość od źródła do osi (SAD) w System 1 wynosi 35 cm, a odległość od źródła do detektora (SDD) to 53 cm. Podczas obrazowania CBCT stół System 1 obraca się o 360°. Pozwala to na uzyskanie obrazu CBCT z dokładnością pozycjonowania wynoszącą około 0,2 mm18. Po zakończeniu leczenia System 1 generuje plik dziennika zawierający raport o konfiguracji wiązki, w tym liczbę wiązek, pozycje stołu i gantry, SSD, ważenie wiązek oraz czas włączenia wiązki (patrz Rysunek 6). Dokumentuje on również współrzędne izocentrum, dawkę zadaną, identyfikator planu oraz odpowiednie metadane planowania, takie jak nazwy konturów i wartości progu segmentacji.

Lampę rentgenowską System 2 można ustawić w zakresie 10–225 kVp, przy mocy dawki 2,7 Gy/min w głębokości 1 cm fantoma wykonanego z materiału o grubości równoważnej wodzie, przy zastosowaniu pola 10 × 10 mm2 i SSD wynoszącym 29 cm. HVL wiązki wynosi 0,95 mm Cu przy 225 kVp oraz 2,8 mm Al przy 100 kVp. W celu kolimacji System 2 wykorzystuje modułowy kolimator oraz uchwyt filtra przymocowany do lampy rentgenowskiej. Kolimatory zawierają wtórne trimery do redukcji półcienia z stożkami wykonanymi z mosiądzu i ołowiu. Prześwit od kolimatora do osi wynosi 7 cm. Filtry to 0,3 mm miedzi oraz 2 mm aluminium.

Najczęściej leczonymi obiektami są myszy i szczury, a obszary poddawane leczeniu obejmują głowę i szyję19, serce, bok, mózg, trzustkę, nerkę oraz gruczoł ślinowy. Poprzednie dawki mieściły się w zakresie 2–60 Gy, z zastosowaniem 1–2 wiązek oraz mieszanki statycznych i łukowych typów wiązek. Przedstawiono przykład planu leczenia przewidującego dawkę 2 Gy na cały mózg myszy (patrz Rysunek 5). Plan leczenia wykorzystuje 2 wiązki pod kątami gantry 90° i 270° z kolimatorem 10 × 10 mm2. Górny odcinek rdzenia kręgowego został ręcznie obrysowany jako OAR, a DVH wykazuje, że około 20% OAR otrzymało dawkę 0,5 Gy.

W Systemie 2 SAD wynosi 30 cm, a SDD 62 cm. W przypadku Systemu 2 gantry oraz okno CT obracają się o 360° wokół stołu zabiegowego. Według producenta pozwala to na uzyskanie obrazu CBCT z dokładnością rejestracji na poziomie 0,2 mm. Po zakończeniu zabiegu System 2 generuje plik dziennika raportujący parametry dostarczenia dawki, w tym liczbę wiązek, ważenie wiązek, czas naświetlania, kąt gantry i kierunek obrotu, energię wiązki (kVp), prąd lampy (mA), rozmiar plamki, pozycję stołu oraz materiał i grubość filtra. Plik zawiera również typ promieniowania oraz metadane planowania.

figure-results-1
Rysunek 1: Konfiguracje Systemu 1 i Systemu 2. Panele (A–C) przedstawiają System 1, a panele (D–F) przedstawiają System 2. (A,D) Widoki zewnętrzne każdej platformy z naniesionymi wymiarami (wysokość, szerokość i głębokość). (B,E) Konfiguracja wewnętrzna podczas obrazowania, obejmująca obrót stołu (B) oraz obrót gantry (E). W Systemie 1 (B) pokazano znieczuloną mysz, a w Systemie 2 (E) pokazano fantom myszy. (C,F) Konfiguracja wewnętrzna podczas dostarczania leczenia, z wyróżnieniem ustawień terapeutycznych z zainstalowanym sprzętem kolimacyjnym w każdym systemie. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

figure-results-2
Rycina 2: Schemat blokowy podsumowujący pełny przebieg procesu eksperymentalnego, podzielony na czynności wstępne, procedury zależne od urządzenia oraz ocenę po procedurze. Strzałki wskazują kolejność etapów procesu. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

figure-results-3
Rycina 3: Materiały użyte do konfiguracji zabiegu. Panele (A–C) przedstawiają komponenty Systemu 1, a panele (D–F) przedstawiają komponenty Systemu 2. (A,D) Zestaw kolimatorów w różnych rozmiarach i kształtach. (B,E) Stół/łoże do podtrzymywania zwierzęcia stosowane do obrazowania i pozycjonowania podczas zabiegu. (C,F) Filtry Al i Cu. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

figure-results-4
Rycina 4: Widoki oceny planu Systemu 1. (A) Histogram dawka-objętość (DVH) dla planu leczenia całego mózgu. Celem (zielona linia) jest cały mózg, a OAR (żółta linia) to górny odcinek rdzenia kręgowego. (B) Widok osiowy (poprzeczny) obliczonego rozkładu dawki nałożony na zestaw danych obrazowych. (C) Widok strzałkowy obliczonego rozkładu dawki. (D) Widok czołowy obliczonego rozkładu dawki. Mózg jest obrysowany na zielono, a krawędzie wiązki są zaznaczone na fioletowo (B–D). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

figure-results-5
Rycina 5: Widoki oceny planu dla systemu 2. (A) Histogram dawka-objętość (DVH) dla planu leczenia całego mózgu. Celem (czerwona linia) jest mózg, a OAR (biała linia) to górny odcinek rdzenia kręgowego. (B) Osiowy widok dawki w płaszczyźnie pionowej × bocznej. (C) Strzałkowy widok dawki w płaszczyźnie pionowej × podłużnej. (D) Czołowy widok dawki w płaszczyźnie bocznej × podłużnej. Trajektoria wiązki jest zaznaczona na niebiesko (B–D). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

figure-results-6
Rycina 6: Pliki dziennika leczenia dla Systemu 2 i Systemu 1. (A) Plik dziennika Systemu 1 zawierający analogiczne informacje o leczeniu i dostarczaniu wiązki. (B) Plik dziennika Systemu 2 dokumentujący parametry leczenia. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Tabela 1: Podsumowanie kluczowych specyfikacji fizycznych i operacyjnych dla systemu System 1 oraz System 2.Kliknij tutaj, aby pobrać tę tabelę.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dziedzina radioterapii rozwija się w szybkim tempie i choć trwa wiele badań klinicznych, powtarzalne i dokładne eksperymenty przedkliniczne są kluczowe dla zrozumienia mechanizmów radiobiologicznych prowadzących do pożądanego celu końcowego. Metody napromieniania małych zwierząt przy użyciu źródeł stałych oraz napromienianie całego ciała mogą prowadzić do niepożądanej toksyczności20. Pojawienie się systemów do napromieniania małych zwierząt z prowadzeniem obrazowym umożliwia powtarzalne celowanie i stosowanie niższych dawek w obrębie OAR. Pozwala to na symulację parametrów zbliżonych do leczenia pacjentów oraz badanie mechanizmów biologicznych przy znacznie niższym ryzyku toksyczności i śmierci zwierząt przed zakończeniem schematu leczenia i osiągnięciem pożądanych punktów końcowych. Wykorzystanie modeli małych zwierząt w badaniach podstawowych i przedklinicznych stało się fundamentalnym modelem badawczym poprzedzającym translację kliniczną. Ze względu na małe pole widzenia i niewielki rozmiar detektora, systemy do napromieniania małych zwierząt mogą osiągać dokładność przestrzenną poniżej 1 mm, która jest lepsza lub porównywalna z dokładnością terapeutycznych akceleratorów liniowych21. Ponadto aparaty do radioterapii w klinikach onkologicznych są zarezerwowane dla pacjentów w godzinach pracy, co ogranicza czas dostępny na przedkliniczne badania na zwierzętach. W tym kontekście systemy do napromieniania małych zwierząt zapewniają badaczom dedykowaną platformę do prowadzenia badań radiobiologicznych bez zakłócania pracy kliniki.

Zarówno System 1, jak i System 2 umożliwiają napromieniowanie małych zwierząt pod kontrolą obrazowania z wysoką precyzją i dokładnością poniżej 1 mm22. Mimo podobieństw w ogólnym przebiegu pracy obu systemów, kluczowe różnice między nimi obejmują techniki akwizycji stosowane w CBCT, jakość wiązki oraz moc dawki.

W obu systemach obrazowanie poprzedzające planowanie jest wykonywane przy użyciu filtra Al i bez sprzętu do kolimacji wiązki, natomiast dostarczanie wiązki terapeutycznej odbywa się przy użyciu filtra Cu i za pomocą dedykowanego sprzętu do kształtowania wiązki. W związku z tym należy zachować ostrożność, aby upewnić się, że do każdego zadania użyto odpowiedniego filtra i sprzętu do kolimacji wiązki. Filtry w Systemie 2 są wyposażone w wbudowane czujniki, które komunikują się z oprogramowaniem i wskazują, który z nich jest zamontowany. Funkcja ta nie występuje w Systemie 1 i nie istnieje blokada naświetlania w przypadku włożenia niewłaściwego filtra.

W planowaniu leczenia oprogramowanie System 1 umożliwia wykorzystanie poprzedniego planu jako szablonu i obliczenie nowych czasów naświetlania wiązką na podstawie nowo wykonanego badania CT. Funkcja ta nie występuje w Systemie 2, co wymaga tworzenia nowego planu dla każdego badania lub stosowania parametrów z poprzedniego planu, co wymusza zachowanie równowagi między dokładnością a przepustowością. W przypadku obu urządzeń jednym z etapów obarczonych największą niepewnością jest ręczne konturowanie, które należy wykonywać z ostrożnością, aby zapewnić dokładność przestrzenną dawki w pożądanym obszarze. Obliczenia dawki w planowaniu leczenia zakładają spójność pracy urządzenia i w przypadku obu maszyn należy regularnie przeprowadzać procedury zapewnienia jakości w celu oceny stabilności wyjścia. Jeśli wyjście odchyliło się o więcej niż dopuszczalna tolerancja, należy skontaktować się z firmą dostawcą w celu przeprowadzenia niezbędnej rekalibracji. Zapewnienie jakości jest realizowane w oparciu o zalecenia producenta oraz instytucji .

W przypadku każdego zwierzęcia wymagane czynności manualne obejmują wymianę filtrów aluminiowych i miedzianych pomiędzy obrazowaniem a leczeniem, dodanie lub wymianę kolimatora, ustawienie zwierzęcia, naświetlanie oraz wyjęcie zwierzęcia. Obecnie nie istnieją raporty dotyczące wykorzystania narzędzi zautomatyzowanych w którymkolwiek z systemów do wykonywania wspomnianych kroków. W Systemie 1 panel CBCT musi być również otwierany lub zamykany i przemieszczany pomiędzy etapem obrazowania a leczeniem. Jak wspomniano wcześniej, jeśli protokół dopuszcza większy margines dokładności, niektóre kroki mogą zostać pominięte w celu zwiększenia wydajności. W przypadku korzystania z wcześniejszego lub generycznego planu leczenia, etap planowania leczenia można pominąć. W przypadku obu urządzeń wystarczy jeden operator. Jednakże wydajność procesu można zwiększyć dzięki dodatkowemu personelowi. Na przykład jeden użytkownik może skupić się na sterowaniu maszyną i wymianie filtra oraz kolimatora, podczas gdy drugi użytkownik monitoruje znieczulenie i dokonuje wymiany obiektów badawczych.

W przypadku obu urządzeń potencjalnym problemem jest możliwość kolizji gantry z stolem, ponieważ takie zdarzenie może wpłynąć na wyrównanie izocentrum i wymagać ponownego uruchomienia systemu. Z tego powodu oba urządzenia są wyposażone w kamerę, którą należy monitorować zawsze, gdy gantry jest w ruchu. Jeśli użytkownik podejrzewa, że gantry może uderzyć w stół, operator powinien natychmiast nacisnąć przycisk wyłączania promieniowania rentgenowskiego w oprogramowaniu sterującym. Jeśli system nie reaguje lub istnieje zagrożenie dla operatora bądź badanego, operator powinien nacisnąć fizyczny czerwony przycisk zatrzymania awaryjnego. Spowoduje to całkowite odcięcie zasilania systemu. Następnie użytkownik powinien zresetować przycisk i zrestartować system. Ponieważ badany został częściowo napromieniowany, operator powinien skonsultować się z głównym badaczem w celu ustalenia dalszego postępowania wobec pacjenta.

Kolejnym potencjalnym problemem jest nieprawidłowe napromieniowanie w przypadku wstawienia niewłaściwego filtra lub kolimatora. Chociaż teoretycznie można tego uniknąć poprzez sprawdzenie konfiguracji przed napromieniowaniem każdego obiektu, to ze względu na to, że montaż filtra i kolimatora są czynnościami wykonywanymi ręcznie i muszą odbyć się pomiędzy obrazowaniem a leczeniem, nieprawidłowe napromieniowanie jest możliwe. Numer obiektu powinien zostać odnotowany i zgłoszony głównemu badaczowi w celu monitorowania. Ostatnim częstym problemem jest zbyt wysoka dawka otrzymywana przez OAR podczas planowania leczenia. Podobnie jak w planach klinicznych, należy wprowadzić modyfikacje parametrów wiązki, w tym dodać dodatkowe wiązki pod różnymi kątami lub przejść na plan dynamiczny. Można również skorygować pozycję obiektu na stole.

Oba systemy posiadają porównywalną rozdzielczość obrazowania CBCT oraz możliwość wykonywania mikro-CT, fluoroskopii i obrazowania bioluminescencyjnego, które nie zostały omówione w niniejszym protokole. System 1 posiada zmotoryzowany kolimator zmienny, specjalistyczny system kolimacji umożliwiający naświetlanie konformalne i niekoplanarne, natomiast System 2 wyposażony jest w automatyczny regulowany kolimator, który tworzy obracalne pola prostokątne. Do planowania leczenia System 1 może być wykorzystywany z Software 3, SmART-XPS lub micro-Raystation. System 2 jest kompatybilny z Software 6 lub micro-Raystation.

Opisany tutaj protokół jest dobrze dostosowany do systematycznych badań radiobiologicznych z wykorzystaniem systemów napromieniania małych zwierząt przy konwencjonalnych mocach dawki i przestrzennie jednorodnych polach. Protokół ten nie obejmował przestrzennie frakcjonowanej radioterapii (SFRT) oraz radioterapii o ultrawysokiej mocy dawki (UHDR), ponieważ te dwie maszyny nie zostały zaprojektowane do takich badań23. Firma dostarczająca System 1 opracowała dedykowaną przedkliniczną platformę badawczą FLASH, a obecnie trwają prace nad walidacją systemu do badań UHDR24. Firma dostarczająca System 2 opracowała również nowy system kabinowy do podawania dawek konwencjonalnych oraz UHDR. Niektórzy autorzy pracowali nad budową nowych kolimatorów do SFRT oraz zmianą SSD w celu zwiększenia mocy dawki25,26,27. Przyszłe zastosowania obecnych systemów obejmują ocenę maksymalnych możliwości mocy dawki przy zmniejszonym SSD oraz porównania dosymetryczne między obiema maszynami przy użyciu tego samego planu leczenia. Dalsze prace mogą również obejmować ocenę ograniczeń fizycznych systemu w odniesieniu do innych modeli małych zwierząt, takich jak króliki.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie deklarują żadnych konfliktów interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Praca ta była wspierana z grantów S10OD020136-01 oraz S10OD036348-01. Autorzy chcieliby również podziękować Zakładowi Radioterapii w WashU Medicine za wsparcie tej pracy.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
MuriPlan v3.0.0Oprogramowanie 3XstrahlMuriPlan
MuriSlice v3.2.6Oprogramowanie 2XstrahlMuriSlice
PilotXRadConsole v1.30.3.5Oprogramowanie 4Precision X-RayPilotXRadConsole
SARRP Control Software v4.3.1Oprogramowanie 1XstrahlSARRP CS
Small Animal Radiation Research PlatformSystem 1XstrahlSARRP
Small Animal Radiation Therapy SystemsSystem 2Precision X-RaySmART+
SmART+ v1.30.3.5Oprogramowanie 5Precision X-RaySmART+
SmART-Advanced Treatment Planning v24.1.3.240826Oprogramowanie 6Precision X-RaySmART-ATP

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Bray F, et al. Global cancer statistics 2022: GLOBOCAN estimates of incidence and mortality worldwide for 36 cancers in 185 countries. CA Cancer J Clin. 2024;74(3):229-263.
  2. Miller KD, et al. Cancer treatment and survivorship statistics, 2022. CA Cancer J Clin. 2022;72(5):409-436.
  3. Atun R, et al. Expanding global access to radiotherapy. Lancet Oncol. 2015;16(10):1153-1186.
  4. Verhaegen F, Granton P, Tryggestad E. Small animal radiotherapy research platforms. Phys Med Biol. 2011;56(12):R55-R83.
  5. Tillner F, Thute P, Bütof R, Krause M, Enghardt W. Preclinical research in small animals using radiotherapy technology: a bidirectional translational approach. Z Med Phys. 2014;24(4):335-351.
  6. Pidikiti R, et al. Dosimetric characterization of an image-guided stereotactic small animal irradiator. Phys Med Biol. 2011;56(8):2585-2599.
  7. Brown KH, et al. A scoping review of small animal image-guided radiotherapy research: advances, impact and future opportunities in translational radiobiology. Clin Transl Radiat Oncol. 2022;34:112-119.
  8. Wong J, et al. High-resolution, small animal radiation research platform with X-ray tomographic guidance capabilities. Int J Radiat Oncol Biol Phys. 2008;71(5):1591-1599.
  9. Verhaegen F, van Hoof S, Granton PV, Trani D. A review of treatment planning for precision image-guided photon beam preclinical animal radiation studies. Z Med Phys. 2014;24(4):323-334.
  10. Foray N, Bourguignon M, Hamada N. Individual response to ionizing radiation. Mutat Res Rev Mutat Res. 2016;770(Pt B):369-386.
  11. Hall EJ, Giaccia AJ. Radiobiology for the Radiologist. 8th ed. Philadelphia (PA): Lippincott Williams & Wilkins; 2018.
  12. Bolcaen J, et al. MRI-guided 3D conformal arc micro-irradiation of a F98 glioblastoma rat model using the Small Animal Radiation Research Platform (SARRP). J Neurooncol. 2014;120(2):257-266.
  13. Yoon SW, et al. A precision 3D conformal treatment technique in rats: application to whole-brain radiotherapy with hippocampal avoidance. Med Phys. 2017;44(11):6008-6017.
  14. Chiver I, et al. Effects of the depletion of neural progenitors by focal X-ray irradiation on song production and perception in canaries. Sci Rep. 2023;13(1).
  15. Kampfer S, Duda MA, Dobiasch S, Combs SE, Wilkens JJ. A comprehensive and efficient quality assurance program for an image-guided small animal irradiation system. Z Med Phys. 2022;32(3):261-272.
  16. Seitzman BA, et al. Functional network disorganization and cognitive decline following fractionated whole-brain radiation in mice. GeroScience. 2024;46:543-562.
  17. LeMoyne Habimana-Griffin, et al. A novel focal duodenal radiation injury model reveals dose-, time-, and spatially dependent microbiome perturbations after radiation injury. Int J Radiat Oncol Biol Phys. 2026;125(2):590-602.
  18. Matinfar M, Ford E, Iordachita I, Wong J, Kazanzides P. Image-guided small animal radiation research platform: calibration of treatment beam alignment. Phys Med Biol. 2009;54(4):891-905.
  19. Ross RB, et al. PPARα agonism enhances immune response to radiotherapy while dietary oleic acid results in counteraction. Clin Cancer Res. 2024;30(9).
  20. Ghita M, Brown KH, Kelada OJ, Graves EE, Butterworth KT. Integrating small animal irradiators with functional imaging for advanced preclinical radiotherapy research. Cancers (Basel). 2019;11(2):170.
  21. Pokhrel D, Mallory R, Bernard ME. The spatial accuracy of ring-mounted Halcyon linac versus C-arm TrueBeam linac for single-isocenter/multi-target SBRT treatment. Med Dosim. 2023;48(3):170-175.
  22. Matinfar M, Ford E, Iordachita I, Wong J, Kazanzides P. Image-guided small animal radiation research platform: calibration of treatment beam alignment. Phys Med Biol. 2009;54(4):891-905.
  23. Ghaznavi H, Rezaee M, Reynoso F, Darafsheh A. Emerging strategies in radiation therapy: promises and challenges of spatial fractionation, ultra-high dose rates, and nanoparticles. J Phys D Appl Phys. 2025;58(41):413002.
  24. Tajik Mansoury MA, Sforza D, Wong J, Iordachita I, Rezaee M. Dosimetric commissioning of small animal FLASH radiation research platform. Phys Med Biol. 2025;70(11):115015.
  25. Sharma S, et al. Advanced small animal conformal radiation therapy device. Technol Cancer Res Treat. 2016;16(1):45-56.
  26. Sayler E, Dolney D, Avery S, Koch C. Shielding considerations for the Small Animal Radiation Research Platform (SARRP). Health Phys. 2013;104(5):471-480.
  27. Hill MA, et al. The development of technology for effective respiratory-gated irradiation using an image-guided small animal irradiator. Radiat Res. 2017;188(3):247-257.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Na wietlanie ma ych zwierz tradioterapia sterowana obrazemprzedkliniczna radiobiologiasystemy radioterapiina wietlanie konformalneoprogramowanie do planowania leczeniakolimacja wi zkiodleg o r d o oos ona radiacyjnabadania translacyjne
Film wkrótce dostępny

Powiązane artykuły