Metoda telemetrii z wykorzystaniem kamizelki do monitorowania adaptacji sercowo-oddechowej podczas wysiłku u szczurów

Stéphane Tanguy; Timothé Flénet; Agathe Cambier; Adèle Nicolas; Charles Eynard; Julie Fontecave-Jallon; Pierre-Yves Guméry; François Boucher

doi:10.3791/71616

Artykuł metodologiczny

Metoda telemetrii z wykorzystaniem kamizelki do monitorowania adaptacji sercowo-oddechowej podczas wysiłku u szczurów

0 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/71616

⸱

25 września 2026

Stéphane Tanguy¹ , Timothé Flénet² , Agathe Cambier² , Adèle Nicolas¹ , Charles Eynard² , Julie Fontecave-Jallon¹ , Pierre-Yves Guméry¹ , François Boucher¹

¹TIMC CNRS, UMR 5525, Vet Agro Sup, Grenoble INP, Universite Grenoble Alpes, ²Etisense SAS

W tym artykule

Podsumowanie

Ten nieinwazyjny protokół telemetrii z wykorzystaniem kamizelki umożliwia jednoczesne monitorowanie adaptacji krążeniowo-oddechowej i lokomocyjnej podczas wysiłku fizycznego u szczurów. Dzięki uniknięciu implantacji chirurgicznej podejście to pozwala na wielokrotne pomiary fizjologiczne u tych samych zwierząt, stanowiąc niezawodne narzędzie do badań i nauczania w zakresie fizjologii wysiłku.

Streszczenie

Ocena adaptacji krążeniowo-oddechowej podczas wysiłku jest nie tylko kluczowa dla badania adaptacji fizjologicznej do treningu fizycznego, ale także niezbędna w badaniach przedklinicznych, ponieważ pomiary w spoczynku mogą maskować ukryte zjawiska fizjologiczne. Jednak konwencjonalne metody przedkliniczne, takie jak chirurgicznie implantowana telemetria czy komory hermetyczne, wiążą się z istotnymi ograniczeniami. Aby pokonać te bariery, przedstawiamy bezinwazyjną metodologię z wykorzystaniem systemu telemetrycznego w formie kamizelki, umożliwiającą jednoczesne monitorowanie częstotliwości akcji serca (HR), częstości oddechów (RespR) oraz aktywności lokomotorycznej (AL) u szczurów podczas wymuszonego wysiłku na bieżni. Protokół wdraża dwufazowy proces aklimatyzacji, zaprojektowany w celu zapewnienia zarówno odpowiedniej wydajności biegowej zwierząt, jak i integralności danych: po pierwsze, habituację do noszenia kamizelki telemetrycznej, która integruje sensory indukcyjnej pletyzmografii oddechowej oraz powierzchniowe elektrody EKG; po drugie, 2-tygodniową habituację (pięć dni w tygodniu) do wysiłku na bieżni. Szczegółowo opisujemy procedury sprzętowe oraz niezbędne kroki kontroli jakości, w tym weryfikację sygnału w czasie rzeczywistym, aby zminimalizować stres zwierząt i zapewnić wiarygodne, niskoszumowe dane fizjologiczne. Przedstawiamy również reprezentatywne przykłady sygnałów, aby pomóc użytkownikom w uzyskaniu wysokiej jakości danych, szczególnie podczas protokołów wysiłkowych, ale także w innych kontekstach eksperymentalnych. Prawidłowo wdrożony protokół umożliwia spójny monitoring przy prędkościach do 40 cm.s⁻¹, co pozwala na kwantyfikację zmian HR, RespR i AL w porównaniu do wartości bazowych. Dzięki wyeliminowaniu konieczności interwencji chirurgicznych, protokół ten ściśle przestrzega etycznych zasad 3R (reduce, refine, replace). Chociaż opisane techniki koncentrują się na wysiłku, mają one potencjalne zastosowania w różnych dziedzinach, w tym w kompleksowej charakterystyce krążeniowo-oddechowej, szkoleniu z obsługi zwierząt, monitorowaniu dobrostanu oraz w fizjologii, farmakologii lub edukacji.

Wprowadzenie

Opracowywanie modeli dostarczających cennych informacji na temat dynamicznego krajobrazu fizjologii wysiłku ma kluczowe znaczenie w wielu dziedzinach, takich jak trening i wydolność, czy zapobieganie chorobom i rehabilitacja. Wśród efektów fizjologicznych związanych z wysiłkiem, zrozumienie adaptacji funkcji serca i układu oddechowego jest kluczowym elementem w kontekstach sportowych (trening/wydolność) i klinicznych (profilaktyka/rehabilitacja) w celu opracowania specyficznych i dostosowanych programów treningowych/rehabilitacyjnych. Niezbędne jest zatem dalsze rozszyfrowywanie mechanizmów adaptacji krążeniowo-oddechowych do wysiłku. W tym celu w badaniach przedklinicznych nad wpływem wysiłku na funkcje serca i układu oddechowego powszechnie stosuje się modele zwierzęce, w tym gryzonie. Rzeczywiście, umożliwiają one nie tylko ocenę adaptacji krążeniowo-oddechowych do wysiłku¹, ale są również niezbędne do badania zjawisk patofizjologicznych, które mogą pozostawać ukryte w spoczynku²^,³. Niemniej jednak pozyskiwanie odpowiednich danych fizjologicznych podczas wysiłku stanowi znaczące wyzwanie technologiczne. Aby zebrane dane były istotne fizjologicznie, proces ich pozyskiwania musi być jak najmniej inwazyjny. Idealnie monitorowanie powinno odbywać się bez zakłócania aktywności pacjenta lub zwierzęcia, a pomiary nie powinny być zafałszowane przez artefakty ruchowe. Obecnie w badaniach przedklinicznych żadne pojedyncze urządzenie pomiarowe nie spełnia w pełni tych podstawowych wymagań.

Ponadto idealne urządzenie powinno być zgodne z etycznymi zasadami 3R (reduce – ograniczanie, refine – udoskonalanie, replace – zastępowanie), które kierują badaniami przedklinicznymi na zwierzętach⁴. Zasady te, wraz z obecnym kontekstem społeczno-ekonomicznym wykorzystania zwierząt w badaniach i nauczaniu, podkreślają potrzebę opracowania narzędzi i modeli badawczych umożliwiających bardziej efektywne i odpowiedzialne wykorzystanie zwierząt. W związku z tym priorytetem wydaje się rozwój i stosowanie urządzeń i czujników ubieralnych.

Obecnie główne metody dostępne do bezpośredniej oceny funkcji serca i układu oddechowego u gryzoni nie mogą być skutecznie wykorzystywane w protokołach wysiłkowych ze względu na ograniczenia praktyczne. Na przykład komory do pletyzmografii całego ciała dla zwierząt nieograniczonych są uznawane za dokładną i nieinwazyjną metodę długoterminowych, powtarzalnych pomiarów funkcji oddechowych u przebudzonych zwierząt⁵. Chociaż dostarczają one wiarygodnych pomiarów w warunkach spoczynku, aktywna lokomocja generuje artefakty ciśnienia i szumy sygnału, które mogą utrudniać interpretację danych oddechowych podczas wysiłku. Podobnie implantowana radiotelemetria jest uznawana za złoty standard w badaniu funkcji serca u swobodnie poruszających się gryzoni⁶ i może być stosowana do monitorowania EKG oraz parametrów hemodynamicznych²^,⁷. Wiąże się ona jednak z istotnymi ograniczeniami, przede wszystkim związanymi z chirurgiczną implantacją czujników i nadajnika. W szczególności ból pooperacyjny i upośledzenie funkcji wynikające z rany chirurgicznej lub samego wszczepionego urządzenia muszą być zarządzane za pomocą odpowiednich protokołów opieki⁶^,⁸^,⁹. W ostatnim czasie coraz więcej badań koncentruje się na metodach nieinwazyjnych. Na przykład przeprowadzono badania z wykorzystaniem zewnętrznych urządzeń do radiotelemetrii EKG u świnek morskich¹⁰, bezkontaktowego urządzenia do detekcji aktywności oddechowej opartego na efekcie Dopplera¹¹ lub biosensorów typu wearable¹². Jednak techniki monitorowania te ograniczają się do tej pory do etapu dowodu koncepcji (proof-of-concept) i wymagają dalszego rozwoju, zanim będą mogły być stosowane na szerszą skalę. Telemetria w kamizelce, powszechnie stosowana jako rozwiązanie nieinwazyjne do oceny krążeniowo-oddechowej u dużych zwierząt, takich jak psy lub naczelne¹³^,¹⁴, została niedawno zaadaptowana do szczurów laboratoryjnych¹⁵^,¹⁶^,¹⁷ oraz młodych miniswini¹⁸. System przedstawiony na Rysunku 1A–F składa się z nieinwazyjnego urządzenia radiowego o niskim stopniu ograniczenia zwierzęcia, zamocowanego w kamizelce noszonej przez zwierzę. Pozwala on na jednoczesne monitorowanie aktywności serca za pomocą powierzchniowego EKG, funkcji oddechowej za pomocą indukcyjnej pletyzmografii oddechowej (RIP) oraz aktywności lokomotorycznej za pomocą akcelerometrii. Poprzednie badania wykazały zdolność tego systemu do skutecznego monitorowania zmiennych krążeniowo-oddechowych w porównaniu z metodami inwazyjnymi¹⁵^,¹⁶. W ostatnim czasie zgłaszano jego zastosowanie jako uzupełniającej, niechirurgicznej metody monitorowania w różnych kontekstach, w tym w ocenie farmakologicznej w warunkach socjalizacji¹⁷^,¹⁹ lub w modelach chorób serca²⁰.

figure-introduction-1
Rysunek 1: Widok głównych komponentów systemu telemetrii z kamizelką. (A) Kamizelka z instrumentacją umieszczona na rurce dopasowującej, (B) elektrody Ag/AgCl do monitorowania EKG, (C) nadajnik radiowy do zbierania i przesyłania danych, (D) zwierzę z założoną kamizelką i nadajnikiem, (E) system akwizycji do przechowywania danych i uruchamiania oprogramowania telemetrycznego, (F) komputer połączony kablem Ethernet, wyświetlający oprogramowanie telemetryczne poprzez interfejs użytkownika (UI) w przeglądarce. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.

W oparciu o wcześniejsze badanie oceniające²¹ oraz protokół habituacji²², niniejszy protokół przedstawia udoskonaloną, nieinwazyjną metodologię z wykorzystaniem systemu telemetrii z opaską, umożliwiającą jednoczesny monitoring tętna, częstotliwości oddychania i aktywności lokomotorycznej u szczurów podczas wysiłku progresywnego.

Protokół

Wszystkie eksperymenty zostały przeprowadzone zgodnie z regulacjami europejskimi (L276-33 2010/63/EU) i francuskimi (AGRG1231951D) dotyczącymi ochrony i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych. Procedury in vivo w niniejszym badaniu zostały zatwierdzone przez Komisję Etyczną nr 012 (Grenoble Alpes University), akredytowaną przez francuskie Ministerstwo Szkolnictwa Wyższego i Badań, pod numerami referencyjnymi APAFIS#31347-2021042914221915 v2 oraz APAFIS #52237-2024112821304952 v5.

figure-protocol-1
Rysunek 2: Przegląd protokołu eksperymentalnego. (A) Globalny protokół eksperymentalny obejmujący fazy habituacji i ćwiczeń. Harmonogram ma charakter orientacyjny i powinien być dostosowany na podstawie obserwacji w czasie rzeczywistym oraz skuteczności habituacji podczas eksperymentu. Warto zaznaczyć, że zwierzęta mogą być habituowane do obchodzenia podczas „aklimatyzacji w pomieszczeniu dla zwierząt”. (B) Typowy protokół ćwiczeń, obejmujący 60 min stabilizacji po umieszczeniu na urządzeniu, pomiar wartości bazowej po 3 min odpoczynku na bieżni, okres rozgrzewki, ćwiczenia progresywne oraz fazę regeneracji. Okresy analizy danych są oznaczone jasnoczerwonymi kwadratami. Określone etapy prędkości są sugestiami i powinny być dostosowane do konkretnego modelu zwierzęcego oraz celów eksperymentalnych. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

1. Model zwierzęcy

Wykorzystać szczury pochodzące od zatwierdzonych dostawców, zaaklimatyzowane do warunków utrzymania (1 bar; 24 °C; 40–70% wilgotności; 12 h cyklu światło/ciemność) przez jeden tydzień, utrzymywane w parach w konwencjonalnych klatkach z wolnym dostępem do pokarmu i wody oraz zapewnionym wzbogaceniem środowiskowym (materiał gniazdowy, przedmioty do gryzienia, kartonowe tunele).
Oznaczyć zwierzęta indywidualnie (atrament na ogonie).

2. Procedura sprzętowa

Usuwanie sierści: czas trwania 1–2 min na zwierzę
1. Strzyż sierść zwierzęcia raz w tygodniu, aby zapewnić prawidłowy zapis EKG.
2. Aby zminimalizować stres i wpływ anestezji w dniu eksperymentu, należy przeprowadzić tę procedurę dzień wcześniej; można ją również wykonać w tym samym dniu.
3. Metoda A (opcjonalna anestezja): Podać mieszaninę gazów anestetycznych (1,5–5% izofluranu, 20% tlenu i powietrze), a szczura ułożyć w pozycji brzusznej (na brzuchu).
4. Należy ograniczyć czas trwania znieczulenia do minimum, zazwyczaj od 2 do 5 min, co jest wystarczające jedynie do wygolenia sierści.
5. Ostrożnie przytnąć sierść w obrębie grzbietowej i bocznej części klatki piersiowej (Rysunek 3A), przycinając ogon za pomocą obcinaczki, a następnie zaznaczając go tuszem.
  UWAGA: Pełny powrót do sprawności i zdolność do poruszania się następują zazwyczaj w ciągu 5–10 min po zaprzestaniu podawania znieczulenia.
6. Należy upewnić się, że zwierzę osiągnęło ten stan przed powrotem do klatki macierzystej.
7. Metoda B (bez znieczulenia): Alternatywnie należy unieruchomić szczura manualnie przez minimalny czas niezbędny do wykonania wygolenia futra, zazwyczaj krótszy niż 2 min.
8. Unieruchom zwierzę pewnie, lecz delikatnie, unikając nadmiernego nacisku na klatkę piersiową.
9. Ostrożnie przytnij sierść na grzbiecie oraz bocznych częściach klatki piersiowej (Rysunek 3A), używając obcinacza, a następnie oznaczając ogon tuszem.
  UWAGA: Jeśli zwierzę wykazuje oznaki silnego stresu, należy je natychmiast wypuścić i zapewnić okres rekonwalescencji przed ponowną próbą wykonania procedury. Przy zastosowaniu tej metody zaleca się pomoc drugiej osoby.
10. Oczyścić przystrzyżony obszar wodą, aby usunąć sebum produkowane przez szczura.’Oczyścić skórę i upewnić się, że obszar ten jest całkowicie suchy. Osuszyć obszar za pomocą gazy.
Wyposażenie dla zwierząt: czas trwania 3–5 min na zwierzę
UWAGA: Kolejne kroki opisują proces zakładania zwierzęciu kamizelki, sensorów i urządzenia telemetrycznego, co pozwala zminimalizować konieczność stosowania fizycznego unieruchomienia.
1. Wybierz odpowiedni rozmiar kamizelki na podstawie masy ciała, płci oraz konkretnej szczepu zwierzęcia, kierując się tabelami doboru i rozmiarów producenta.²³.
2. Ostrożnie umieść wyposażoną w instrumenty kurtkę na narzędziu dopasowującym (należy uważać, aby nie uszkodzić czujników i kabli).
3. Umieść plecak nad wcięciem znajdującym się na górze narzędzia dopasowującego (Rysunek 4A). Umieść narzędzie dopasowujące na jego prostokątnej podstawie (Rysunek 4B) i umieścić szczura przed najszerszym otworem (strona wejściowa lejka) (Rysunek 4C).
4. Jeśli szczur nie chce przejść przez narzędzie do dopasowywania, zmotywuj zwierzę, umieszczając przed wyjściem tunel wzbogacający lub jego klatkę domową.
5. Gdy tylko głowa zwierzęcia pojawi się po drugiej stronie i widoczne staną się przednie łapy, jedną ręką należy przytrzymać szczura wraz z narzędziem dopasowującym, a drugą ręką przeprowadzić łapy przez każdy otwór znajdujący się na przedniej stronie kamizelki, aby prawidłowo ją ustawić i zabezpieczyć na zwierzęciu (Rycina 4D).
6. Ostrożnie zsuń rurkę w dół ciała zwierzęcia, stopniowo wycofując narzędzie dopasowujące, i pozwól zwierzęciu całkowicie przejść przez narzędzie w kierunku wyjścia.
7. Należy upewnić się, że kamizelka jest odpowiednio ułożona, bez załamań skóry, oraz zweryfikować, czy jej rozmiar jest właściwy zgodnie z zaleceniami dotyczącymi weryfikacji dopasowania kamizelki.
8. W razie potrzeby należy wymienić kamizelkę na odpowiedni rozmiar. Zwierzęta, którym nie można bezpiecznie lub komfortowo dopasować kamizelki mimo zmiany rozmiaru, powinny zostać wykluczone z badania.
9. Gdy zwierzę osiągnie pożądany poziom narzędzia dopasowującego, należy usunąć z jego pola widzenia element motywujący, jeśli taki był stosowany.
  UWAGA: Zapobiegnie to dalszemu przechodzeniu szczura przez urządzenie.
10. Po umieszczeniu szczura na blacie laboratoryjnym, odczep plecak (Rysunek 4E) i rozłóż osłonę (Rysunek 4F).
11. Wprowadź elektrodę EKG Ag/AgCl z czerwoną (dodatnią) naklejką przez lewy otwór w kaftaniku, oznakowany czerwonym krzyżykiem (Rycina 4G), a czarną elektrodę (ujemną) włóż do prawego otworu.
12. Ustaw elektrody w odprowadzeniu II, umieszczając czarną (ujemną) elektrodę za prawą kończyną przednią, a czerwoną (dodatnią) elektrodę na bocznej ścianie klatki piersiowej po lewej stronie, w obszarze wygolonym, pod pasem klatki piersiowej RIP (Rysunek 3B,C).
13. Nanieść żel do EKG (0,1–0,3 ml) na czarną kropkę każdej elektrody, używając strzykawki i cewnika w celu precyzyjnego dozowania żelu. Przycisnąć delikatnie, aby elektrody całkowicie przyległy do skóry zwierzęcia (Rycina 4H).
14. Podłącz użyte czujniki (pletyzmografię/elektrody EKG) do emitera, a nadajnik telemetryczny i zestaw baterii umieść w plecaku na grzbiecie zwierzęcia (Rysunek 4I–J).
15. Złożyć tylną część kamizelki, aby zabezpieczyć elektronikę i kable, co ograniczy tarcie i zapewni ich ochronę. Złożyć plecak w stronę tylnej części ciała szczura (na zagiętej kamizelce) i przymocować go do dystalnej/tylnej części kamizelki za pomocą haczyka (Rycina 4K).
  UWAGA: Żel należy nałożyć po wprowadzeniu elektrod, aby zapobiec ich przesuwaniu się podczas umieszczania w otworach osłonki. Odradza się wcześniejsze nałożenie żelu, ponieważ zmniejsza on tarcie i znacznie utrudnia precyzyjne pozycjonowanie elektrod.
Inicjacja akwizycji sygnału i weryfikacja jakości sygnału
1. Umieść system telemetryczny w tym samym pomieszczeniu co rejestracja (w odległości do 10 metrów) i w bezpośredniej linii widoczności, najlepiej pozycjonując urządzenie nad zwierzęciem lub w tej samej płaszczyźnie.
2. Uruchom system i otwórz oprogramowanie telemetryczne.
3. Rozpocząć akwizycję zgodnie z procedurą producenta²⁴Sprawdzić jakość sygnałów EKG i oddechowych oraz wprowadzić wszelkie niezbędne korekty (patrz Rysunek 5).

figure-protocol-2
Rycina 3: Widoki znieczulonego szczura. (A) Grzbietowy i boczny obszar klatki piersiowej wskazujący miejsce, w którym należy usunąć sierść (krok 2.1): 1) linia przerywana wskazuje minimalną górną granicę, a 2) strzałki dwustronne wskazują minimalną długość przyciętego obszaru. (B) Zalecane rozmieszczenie elektrod odprowadzenia II, z czarną (ujemną) elektrodą umieszczoną za prawą przednią kończyną oraz czerwoną (dodatnią) elektrodą na lewej bocznej ścianie klatki piersiowej w obrębie przyciętego obszaru, pod pasem klatki piersiowej RIP. (C) Rozmieszczenie elektrod odprowadzenia I, pokazujące elektrody umieszczone poziomo na klatce piersiowej, z czerwoną (dodatnią) za lewą przednią kończyną i czarną (ujemną) za prawą przednią kończyną. Konfiguracja odprowadzenia II zazwyczaj zapewnia najwyższą amplitudę zespołu QRS i najwyższą rozdzielczość załamka P u szczurów. Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

figure-protocol-3
Rysunek 4: Procedura krok po kroku zakładania szczurowi kamizelki, elektrod oraz urządzenia elektronicznego (sekcja 2). (A-B) Nałóż kamizelkę na rurkę dopasowawczą. (C-D) Przeprowadź zwierzę przez rurkę dopasowawczą do wnętrza kamizelki. (E-F) Odepnij plecak i rozwiń kamizelkę. (G) Wsuń elektrodę EKG z czerwoną (dodatnią) naklejką przez lewy otwór kamizelki, oznaczony czerwonym krzyżykiem, i wstrzyknij (0,1 do 0,3 mL żelu przewodzącego). (H) Delikatnie masuj, aby elektrody całkowicie przyległy do skóry zwierzęcia. (I-J) Podłącz użyte sensory (pletyzmografia / elektrody EKG) do emitera i włóż go do kieszeni. (K) Zabezpiecz plecak za pomocą czerwonego haczyka. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.

3. Procedura demontażu i przechowywania sprzętuCzas trwania – 1 min na zwierzę

Umieść szczura na blacie laboratoryjnym lub trzymaj go w dłoni. Odepnij hak od plecaka. Rozłóż tylną część kamizelki, aby uzyskać dostęp do nacięć i elektrod. Ostrożnie je usuń.
Wyjmij zespół nadajnik-bateria z plecaka. Odłącz kable od tego zespołu.
Wyjmij przednie łapy z otworów. Pozwól szczurowi pójść naprzód, trzymając kamizelkę z plecakiem.
Po zakończeniu nałóż plastikowe osłonki na elektrody, aby zapobiec wysychaniu żelu. Sprawdź czujniki kablowe; wymień kamizelki, jeśli są uszkodzone lub zużyte. Pozostaw kamizelkę do wyschnięcia przed przechowywaniem w indywidualnym etui.
Oczyść sprzęt za pomocą bezalkoholowego środka dezynfekującego i ściereczki; upewnij się, że wszystkie części są suche. Odłącz emitera od baterii, aby zapobiec rozładowaniu.
UWAGA: Kamizelka może być użyta ponownie u tego samego zwierzęcia, jeśli rozmiar odpowiada wadze zwierzęcia, a czujniki nie są uszkodzone (więcej informacji znajduje się w odpowiedniej sekcji dyskusji).

4. Aklimatyzacja do noszenia kamizelki telemetrycznej

UWAGA: Sesje zostały zorganizowane zgodnie z poniższą procedurą.

Wyposaż zwierzę zgodnie z procedurami szczegółowo opisanymi w "Sprzęt dla zwierząt" sekcja
Upewnij się, że kamizelka przylega ściśle, lecz komfortowo. Rozpocznij nagrywanie i przenieś zwierzę z powrotem do klatki domowej.
W pierwszym dniu habituacji ogranicz czas noszenia sprzętu przez zwierzę do kilku godzin. Przeprowadzaj częste kontrole kliniczne w celu monitorowania zwierzęcia.’stan. Stopniowo zwiększać dzienny czas noszenia urządzenia przez zwierzę.
Stopniowo zmniejszaj częstotliwość obserwacji, jeśli nie wystąpią oznaki dyskomfortu. Kontynuuj ten proces, aż czas habituacji zrówna się z docelowym czasem trwania rejestracji w badaniu.
Zatrzymaj nagrywanie i zdejmij oprzyrządowanie z zwierzęcia zgodnie z zalecaną procedurą. Sprawdź jakość zarejestrowanych danych i oceń stan zwierzęcia.’do czasu powrotu do zdrowia i ogólnej poprawy stanu organizmu przed ponownym umieszczeniem zwierzęcia w pomieszczeniu hodowlanym.
UWAGA: Opisane wcześniej kroki stanowią standardowe ramy, które należy dostosować do konkretnych potrzeb badania.

5. Habituacja do ćwiczeń na bieżni

Wyposaż zwierzę (zgodnie z wcześniej opisaną sekcją „wyposażenie zwierzęcia”). Rozpocznij rejestrację.
Przenieś zwierzę do klatki na 60 min okresu stabilizacji po wyposażeniu, aby zapewnić pełną stabilizację fizjologiczną po założeniu kamizelki, zgodnie z wcześniej ustalonymi zaleceniami^17,18,19.
Przenieś zwierzę na zatrzymaną bieżnię i odczekaj 3 min. Rozpocznij pierwszy etap o niskiej prędkości 5 lub 10 cm.s^-¹ przez 1,5 min.
Poddaj zwierzę stopniowym zwiększeniom prędkości biegu, podnosząc ją o 5 cm.s^-¹ co 2 min; w początkowych etapach motywuj zwierzę do biegu za pomocą wstrząsów elektrycznych z bieżni o typowej intensywności 0,2 mA.
Po zakończeniu ćwiczeń przenieś zwierzę do klatki. Odczekaj 30 min przed zdjęciem wyposażenia ze zwierzęcia.
Powtarzaj ten protokół habituacji do ćwiczeń na bieżni przez 2 tygodnie, 5 dni w tygodniu, stopniowo zwiększając prędkość biegu i czas trwania ćwiczeń.
UWAGA: Całkowity czas trwania tego procesu powinien wynosić od 5 min (w pierwszym dniu habituacji) do progresywnie 25 min (w ostatnim dniu habituacji).
Monitoruj osiągniętą prędkość biegu oraz liczbę wstrząsów, aby dostosować intensywność i czas trwania ćwiczeń w ciągu 2-tygodniowej habituacji.
Jako humanitarny punkt końcowy, przerwij sesję, jeśli zwierzę otrzyma 10 wstrząsów lub skumulowany czas trwania wstrząsów wyniesie 10 s. Przenieś zwierzę do klatki i monitoruj wizualnie jego zachowanie.
UWAGA: Reprezentatywny obraz szczura biegnącego na bieżni w kamizelce z systemem telemetrii przedstawiono na Rysunku 6.

figure-protocol-4
Rysunek 5: Typowe zapisy EKG i oddechowe podczas weryfikacji jakości sygnału (krok 2.3). Sygnały EKG rejestrowano z częstotliwością 500 Hz/24-bit, a objętości oddechowe z częstotliwością 200 Hz/32-bit. (A) Wykres przedstawia wysokiej jakości zapis EKG (wyraźne załamki P, QRS, T, niski poziom szumu, okno 3 s z amplitudą > 0,5 mV). (B) Wykres przedstawia wysokiej jakości sygnał oddechowy (wyraźne cykle w spoczynku, okna 20 s, z amplitudą > 0,5 arb.u.). (C) Wykres przedstawia niskiej jakości zapis EKG (silne zakłócenia, takie jak szum 50/60 Hz z amplitudą > 0,5 mV, dryft linii bazowej lub małe/płaskie zespoły QRS, okna 1,5 s). (D) Wykres przedstawia niskiej jakości sygnał oddechowy (silny dryft linii bazowej z amplitudą > 5 arb.u., utrudniający identyfikację, okna 12 s). Sygnał oddechowy odzwierciedla względne zmiany obwodu klatki piersiowej i brzucha mierzone za pomocą pletyzmografii indukcyjnej oddechu (RIP); jest on wyrażony w jednostkach arbitralnych (arb.u.), ponieważ w tym protokole nie przeprowadzono kalibracji objętości. Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.

6. Monitorowanie fizjologiczne podczas protokołu trójkątnego

Przygotuj zwierzę (zgodnie z wcześniej opisaną sekcją „przygotowanie zwierzęcia”). Rozpocznij rejestrację i odczekaj do ustabilizowania parametrów po zabiegu w klatce domowej (zalecane: 60 min), a następnie zastosuj 3-minutowy okres spoczynku na bieżni przed pomiarami wyjściowymi (BL) (Rysunek 2B).
Pozwól zwierzęciu zaadaptować się podczas okresu rozgrzewki przy niskiej prędkości (5 min przy 5 cm.s^-¹) przed rozpoczęciem testu wysiłkowego.
Poddaj zwierzę kolejnym poziomom prędkości, zazwyczaj 10, 20, 30 i 40 cm.s^-¹, z czasem trwania 5 min na każdy poziom.
Po wysiłku zwróć zwierzęta do klatek, pozostawiając je w oporządzeniu, aby umożliwić ciągłe monitorowanie funkcji serca i układu oddechowego w okresie regeneracji.
UWAGA: Typowym protokołem wysiłkowym do oceny maksymalnej prędkości jest protokół trójkątny. Polega on na progresywnym zwiększaniu prędkości (np. od 10 do 40 cm.s^-¹ max) co 5 min, zaadaptowany z pracy Qin et al.²⁵. Dobór poziomów prędkości, w tym liczba etapów i ich konkretne zakresy, musi być dostosowany do celów badacza oraz pożądanego stresu fizjologicznego.

7. Rejestracja zmiennych fizjologicznych i analiza danych

Wyposażyć zwierzę w implantowany nadajnik telemetryczny i za pomocą oprogramowania telemetrycznego monitorować różne zmienne, w tym między innymi: częstość akcji serca (HR), wyrażoną w uderzeniach na minutę (bpm), obliczaną na podstawie zapisu ECG, częstość oddechów (RespR) w oddechach na minutę (brpm) lub poziom aktywności lokomotorycznej (AL) w mG.
Zatrzymać rejestrację na koniec eksperymentu, po okresie regeneracji.
UWAGA: mG odpowiada i jest definiowane jako gdzie to dynamiczne składowe przyspieszenia.
Postępować zgodnie z wcześniej zwalidowanym podejściem²¹, w którym wykazano, że zautomatyzowany proces pozwala na uzyskanie wiarygodnych danych fizjologicznych bez konieczności ręcznej interwencji.
Upewnić się, że progi wykluczenia dla odstępu RR (od 85 ms do 6 s) oraz czasu trwania cyklu oddechowego (od 0,15 do 10 s) są ustawione w oprogramowaniu telemetrycznym na szerokie zakresy, aby zapewnić w pełni zautomatyzowany proces oczyszczania danych, bez ręcznej edycji, ograniczając tym samym decyzje zależne od operatora.
Przejrzeć jakość sygnału i w razie potrzeby dostosować parametry detekcji w oprogramowaniu, aby zoptymalizować wykrywanie cykli dla danego zwierzęcia bez ręcznej edycji poszczególnych cykli.
Obliczyć średnie wartości zmiennych co 10 s dla każdego zwierzęcia i przedstawić wyniki jako średnia ± SEM. Zaznaczyć konkretne okresy zainteresowania w oprogramowaniu telemetrycznym.
Zdefiniować poziom bazowy jako ostatnie 30 s 3-minutowego okresu spoczynku po umieszczeniu zwierzęcia na bieżni, gdy poziom aktywności lokomotorycznej spadnie poniżej 10 mG.
W przypadku protokołu wysiłkowego oznaczyć ostatnie 30 s każdego pomyślnie ukończonego poziomu prędkości. Wykluczyć dane z każdego nieukończonego poziomu oraz wszystkich kolejnych poziomów.
UWAGA: Wykluczenie nieukończonych poziomów skutkuje stopniową redukcją wielkości próby na wyższych etapach prędkości.

Wyniki

Wyniki opisane w sekcji „wyniki reprezentatywne” uzyskano u 20 dorosłych szczurów Wistar (samce; 250–400 g).

Rysunek 5 ilustruje różnicę między typowymi sygnałami telemetrycznymi wysokiej i niskiej jakości zarejestrowanymi u zwierzęcia w spoczynku. Rysunek 5A i Rycina 5B przedstawić przykłady wysoki-wysokiej jakości dane. Elektrokardiogram (EKG) w Rysunek 5A jest wysokiej jakości, wykazując dobrze rozdzielone załamki P, T oraz zespoły QRS, przy minimalnym dryfcie linii izoelektrycznej lub zakłóceniach sieciowych. Podobnie sygnał oddechowy w Rycina 5B wykazuje oczekiwaną jakość, z wyraźnymi, dobrze rozdzielonymi cyklami oddechowymi. Z kolei, Rysunek 5C i Rycina 5D przedstawiono przykłady sygnałów niskiej jakości. EKG niskiej jakości w Rycina 5C cechuje się dużymi zakłóceniami elektrycznymi, takimi jak takie jak wyraźny szum sieci elektrycznej o częstotliwości 50/60 Hz lub znaczne dryfowanie linii bazowej. Sygnał wykazuje również tłumione lub nieobecne zespoły (małe lub płaskie zespoły QRS), co utrudnia dokładne rozdzielenie cykli kardiologicznych. Słaba jakość sygnału oddechowego w Rycina 5D podobnie cierpi z powodu znacznych dryftów linii bazowej oraz tłumienia cykli, co poważnie utrudnia niezawodną identyfikację cykli oddechowych, nawet gdy zwierzę pozostaje w bezruchu.

figure-results-1
Rycina 6: Zdjęcie ćwiczącego szczura linii Wistar (krok 6). Szczur ćwiczy na jednopasmowej bieżni (prędkość bieżni = 20 cm.s^-1) wyposażonej w kamizelkę telemetryczną, elektrody i urządzenie elektroniczne. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.

Dane przedstawione na Rysunku 7A–C uzyskano od czterech samców szczurów Wistar, o masie od 330 do 340 g i wieku 10 tygodni w momencie dostarczenia. Szczury wyposażono w kamizelki telemetryczne przez 5 kolejnych dni (Dzień 1 do Dnia 5). Każda sesja polegała na wyposażeniu zwierzęcia, po czym następował 3 h zapis w klatce domowej. Analizę wideo przeprowadzono ręcznie w celu zidentyfikowania zachowań związanych ze zmianami fizjologicznymi.

Dwie pierwsze sesje habituacji wywołały bardziej wyraźny stres, charakteryzujący się zwiększoną częstością akcji serca (HR) (między 400 a 500 bpm) oraz częstością oddechów (RespR) w ciągu pierwszej godziny po założeniu aparatury. Okresy wysokiej aktywacji fizjologicznej zbiegały się z intensywną aktywnością eksploracyjną (wąchanie, częste wstawanie na tylne łapy) oraz pielęgnacją, co zaobserwowano za pomocą kamery. Z kolei prawidłowo przeprowadzony opisany wcześniej 3–5 dniowy protokół habituacji powinien osłabić tę początkową stymulację.

Trzeciego dnia habituacji HR i RespR szybciej powróciły do wartości bazowych, stabilizując się odpowiednio na poziomie około 350 bpm i 100 brpm, około 35 min po dopasowaniu.

figure-results-2
Rysunek 7: Stabilizacja fizjologiczna w kolejnych dniach habituacji (Krok 4). Panele przedstawiają (A) częstotliwość akcji serca (HR; bpm), (B) częstotliwość oddechów (RespR; brpm) oraz (C) poziom aktywności (AL; mG) podczas 1h stabilizacji po założeniu kamizelki telemetrycznej. Dane zbierano przez 5 kolejnych dni habituacji (n=4; samce, niezależna kohorta). Dane przedstawiono jako średnia ± SEM obliczana co 5 min. Pogrubione linie wyróżniają pierwszy dzień habituacji (fioletowe okrągłe markery) i ostatni dzień habituacji (zielone trójkątne markery). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Wyniki uzyskano w dwóch grupach eksperymentalnych po osiem szczurów, które pomyślnie przeszły procedurę habituacji do bieżni. Zwierzęta te zostały włączone do dwóch niezależnych eksperymentów przeprowadzonych przez różnych badaczy. W pierwszej grupie (Grupa 1; niebieskie linie) wszystkie zwierzęta były w stanie biegać w kamizelkach z prędkością do 30 cm.s^-1, przy czym 7 z 8 zwierząt osiągnęło najwyższą prędkość 40 cm.s^-1 bez przekroczenia maksymalnej liczby wstrząsów elektrycznych. W przeciwieństwie do nich, w drugiej grupie (Grupa 2; pomarańczowe linie) 7 z 8 zwierząt musiało zostać zatrzymanych przy prędkości 20 cm.s^-1, ponieważ osiągnęły one humanistyczne etyczne kryterium końcowe wynoszące 10 wstrząsów elektrycznych.

Rysunek 8 przedstawia poszczególne przykłady z obu grup. Protokół ćwiczeń dla szczura 0 został przedwcześnie przerwany. Okres rekonwalescencji rozpoczął się w momencie zatrzymania bieżni, co nastąpiło przed ukończeniem przez zwierzę etapu prędkości 20 cm.s^-1. Z kolei szczur 1 pomyślnie ukończył protokół ćwiczeń, wykazując stopniową adaptację fizjologiczną po początkowym wzroście na początku ćwiczeń na bieżni. Adaptacja ta charakteryzowała się progresywnym wzrostem HR (Rysunek 8A), RespR (Rysunek 8B) i AL (Rysunek 8C) w poszczególnych etapach prędkości, przy czym podwyższona aktywność fizjologiczna utrzymywała się do momentu pomyślnego ukończenia etapu 40 cm.s^-1. Po zatrzymaniu bieżni rozpoczęła się faza rekonwalescencji, zaznaczona spadkiem HR (Rysunek 8A), RespR (Rysunek 8B) i AL (Rysunek 8C), które stopniowo powróciły do poziomów bazowych.

figure-results-3
Rysunek 8: Indywidualne odpowiedzi fizjologiczne podczas trójkątnego protokołu ćwiczeń (Krok 6). Panele przedstawiają (A) czynność serca (HR; bpm), (B) częstość oddechów (RespR; brpm) oraz (C) poziom aktywności (AL; mG) dla dwóch osobników: Szczura 1 (samiec), który ukończył etap maksymalnej prędkości, wykazując prawidłowy trening, oraz Szczura 0 (samiec), który zaprzestał aktywności na etapie prędkości 20 cm.s^-1. Linie ciągłe oznaczają okresy, w których zwierzę biegło, natomiast linie przerywane reprezentują okres regeneracji po zaprzestaniu aktywności na bieżni. Rozgrzewka odnosi się do 5 min okresu przy prędkości 5 cm.s^-1 po uruchomieniu bieżni i przed właściwym rozpoczęciem testu. Dane przedstawiono jako średnią obliczaną co 30 s. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Jak przedstawiono na Rysunku 9, pomiary wyjściowe dla grupy 1 zarejestrowane na bieżni wynosiły: HR 395±14 bpm, RespR 177±15 brpm oraz AL 15±2 mG. Urządzenie monitorujące zmierzyło początkowy wzrost fizjologiczny wywołany rozpoczęciem pracy bieżni w porównaniu do poziomu wyjściowego jako: HR (+26%, +101 bpm) (Rysunek 9A), RespR (+46%, +82 brpm) (Rysunek 9B) oraz AL (+1210%, +189 mG) (Rysunek 9C). Dla grupy 1 zmierzono wzrost fizjologiczny wywołany ćwiczeniami przy prędkości 40 cm.s^-1: HR (+28%, +110 bpm) (Rysunek 9A), RespR (+71%, +126 brpm) (Rysunek 9B) oraz AL (+2839%, +443 mG) (Rysunek 9C) w porównaniu do BL. Porównywalne wartości BL odnotowano dla grupy 2: HR 399±18 bpm, RespR 150±15 brpm oraz AL 11±3 mG. Urządzenie monitorujące zmierzyło wzrost fizjologiczny wywołany ćwiczeniami przy prędkości do 20 cm.s^-1 jako: HR (+23%, +90 bpm), RespR (+81%, +122 brpm) oraz AL (+1555%, +171 mG) w porównaniu do poziomu wyjściowego. Wartości dla wyższych prędkości nie zostały porównane dla tej grupy, ponieważ tylko jedno zwierzę osiągnęło te etapy prędkości (Rysunek 9D).

Mimo tych różnic, w obu grupach odnotowano znaczny początkowy wzrost HR, RespR oraz AL w momencie rozpoczęcia bieżni, po czym następował progresywny i porównywalny wzrost tych parametrów wraz ze zwiększaniem prędkości bieżni.

figure-results-4
Rycina 9: Parametry fizjologiczne i profile regeneracji w niezależnych grupach eksperymentalnych. Panele przedstawiają (A) częstotliwość akcji serca (HR; bpm), (B) częstość oddechów (RespR; brpm) oraz (C) poziom aktywności (AL; mG) podczas etapu wymuszonej prędkości ćwiczeń w protokole trójkątnym (Krok 6) i następującej po nim fazy regeneracji. Dane przedstawiono dla Grupy 1 (niebieski; n = 8 samców) i Grupy 2 (pomarańczowy; n = 8 samców), uzyskane z dwóch niezależnych prób przeprowadzonych przez różnych eksperymentatorów w różnym czasie. (D) Liczba zwierząt, które ukończyły etap prędkości. Dane przedstawiono jako średnia ± SEM, z wyjątkiem panelu D, który przedstawia liczbę zwierząt. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Dyskusja

Niniejszy protokół przedstawia prostą i nieinwazyjną metodę monitorowania adaptacji układu sercowo-oddechowego u gryzoni podczas testu wysiłkowego z zastosowaniem rosnącego obciążenia (IET)²⁵To podejście jest szczególnie istotne nie tylko w badaniach fizjologii wysiłku, ale także w protokołach mających na celu ujawnienie zmian funkcjonalnych wywołanych przez modele patologiczne, które mogą nie być widoczne w stanie spoczynku²^,³.

Chociaż protokół został zaprojektowany tak, aby był łatwy w realizacji, szczególną uwagę należy zwrócić na wybór odpowiedniego rozmiaru kamizelki. Fazy przyzwyczajenia do kamizelki oraz do bieżni są najważniejszymi etapami. Ponadto, przed rozpoczęciem rejestracji konieczne jest sprawdzenie jakości sygnału. Aby zagwarantować wiarygodność danych, może być konieczna korekta lub rozwiązywanie problemów związanych z tymi różnymi aspektami. Poniżej szczegółowo omówiono te punkty kontrolne.

Weryfikacja dopasowania kurtki

Jeśli zwierzę zdejmie kurtkę w trakcie okresu przyzwyczajania lub wykazuje oznaki dyskomfortu, należy ponownie sprawdzić dopasowanie, aby upewnić się, że wybrano odpowiedni rozmiar, zgodnie z wytycznymi producenta'zalecenia dotyczące doboru rozmiarów²³. Jeśli zwierzę może być wyposażone w kurtkę, ale pozostają wątpliwości dotyczące dopasowania, spróbuj przeprowadzić palcem między kurtką a zwierzęciem’s ramię, aby sprawdzić, czy opaski piersiowe nie uciskają nadmiernie zwierzęcia’s ciałem. Palec powinien łatwo przechodzić przez otwór, a materiał powinien pozostać miękki, gdy kurtka jest delikatnie rozciągana. Jeśli wprowadzenie palca jest trudne lub odczuwa się nadmierny nacisk materiału, kurtkę należy zdjąć, ponieważ zwierzę prawdopodobnie jest uciskane. Z drugiej strony, zbyt duża kurtka nie utrzyma się długo na miejscu po założeniu i zwierzę łatwo może ją zdjąć. Nawet jeśli można założyć zbyt dużą kurtkę, ma ona tendencję do przesuwania się do tyłu za łopatki. Jeśli kurtka przesunie się nawet nieznacznie, zwierzę może wsunąć łapę przez zewnętrzny brzeg i ostatecznie zdjąć całe urządzenie.

Aklimatyzacja & Dopasowanie kurtki

Faza aklimatyzacji jest krytycznym etapem minimalizującym stres w dniu eksperymentu. Rzeczywiście, nawet procedury nieinwazyjne czy rutynowe manipulacje mogą wywołać tymczasowe reakcje stresowe²⁶^,²⁷Okres aklimatyzacji pozwala zarówno zwierzętom, jak i badaczom zapoznać się z procedurą oraz umożliwia stopniowe przyzwyczajenie się zwierząt do dodatkowego obciążenia wynikającego z noszenia urządzenia telemetrycznego (około 15 g), co stanowi mniej niż 10% masy ciała dorosłego szczura w zalecanym zakresie wagowym.

Chociaż w tym protokole zastosowano pięciodniowy okres przyzwyczajenia, czas ten ma charakter orientacyjny i może być dostosowany w razie potrzeby. Rzeczywiście, wyniki w Rycina 7A–C pokazują, że wartości HR, RespR i AL zarejestrowane po 1 godzinie stabilizacji ustabilizowały się po trzech dniach, co potwierdza wcześniejsze badania¹⁷^,¹⁹^,²¹ które pomyślnie wykorzystało protokół trzydniowy. W każdym przypadku brak normalizacji czynności serca i oddychania podczas sesji przyzwyczajenia należy uznać za silny wskaźnik niekomfortu u zwierzęcia, a tym samym za niewystarczające przyzwyczajenie. Jeśli zjawisko to występuje niezależnie od dopasowania kamizelki, zaleca się koniecznie sprawdzenie szczurów' warunki środowiska i hodowli w celu wyeliminowania potencjalnych czynników stresowych²⁸^,²⁹Ponadto istotne jest odróżnienie zachowań przemijających, takich jak próby gryzienia ochraniaczy czy wydzielanie porfiryn (czerwone łzy), wywoływanych przede wszystkim przez narażenie na nieznaną sytuację²⁶, z uporczywego niechętnego noszenia kurtki, co pozostaje zjawiskiem wyjątkowym. W pierwszym przypadku częstość tych zachowań powinna zmniejszać się w miarę postępu habituacji, co wskazuje na zwierzę’z stopniowym przyjęciem procedury. W tym drugim przypadku niechęć do noszenia kurtki nie zmniejsza się, a powtarzane wystawianie na nią może stanowić wzmocnienie negatywne. W eksperymentach przedstawionych w tym artykule tylko jedna z 16 szczurów próbowała gryźć kurtkę w pierwszym dniu aklimatyzacji, a takie zachowanie nie było obserwowane w kolejnych sesjach. Choć wszystkie zwierzęta ostatecznie tolerowały kurtkę, istnieje możliwość, że konkretny osobnik systematycznie odmawia jej noszenia, co wymagałoby jego wykluczenia.

Habituacja do bieżni i protokół trójkątny

Chociaż proponowany protokół habituacji jest powszechnie stosowany³⁰^,³¹; różne wyniki uzyskane w dwóch oddzielnych eksperymentach odzwierciedlają naturalną zmienność odpowiedzi poszczególnych osobników i grup. Mimo poddania tej samej ustandaryzowanej procedurze przyzwyczajenia, grupa 2 osiągnęła etyczny limit bodźca w niższych etapach prędkości, co sugeruje niewystarczające przystosowanie się do docelowych prędkości ćwiczeń. Warto zaznaczyć, że średnie tętno w grupie 2 było wyższe niż w grupie 1 przy prędkości 20 cm·s⁻¹⁻¹ mimo podobnych wartości wyjściowych, co może odzwierciedlać nasiloną odpowiedź stresową, niższe przygotowanie fizyczne układu krążenia lub indywidualne różnice; jednakże ograniczona liczebność próby (n=1 w grupie 2 powyżej tej prędkości) nie pozwala na jednoznaczną interpretację. To podkreśla konieczność ciągłego monitorowania podczas przyzwyczajania w celu dynamicznej modyfikacji protokołu oraz uwzględnienia czynników środowiskowych lub cech charakterystycznych dla danej grupy, które są przyczyną zmienności między eksperymentami. Aby zapewnić odpowiednie przygotowanie, każde zwierzę'Postęp w bieganiu oraz liczba otrzymanych szoków w ciągu dziesięciodniowego okresu powinny być rejestrowane przez cały czas trwania fazy przyzwyczajania, co pozwala na dostosowanie protokołu na podstawie regularnej oceny indywidualnego postępu w kierunku osiągnięcia docelowych maksymalnych prędkości w teście stopniowym. Jako ogólna wskazówka, zwierzęta zazwyczaj potrzebują pierwszych dwóch do trzech sesji, aby przyzwyczaić się do biegania na bieżni z niskimi prędkościami (poniżej 10–20 cm/s⁻¹), stopniowo zwiększając prędkość (20–30 cm/s⁻¹) w trakcie sesji pośrednich (dzień 3–6). Podczas końcowych sesji przyzwyczajenia dobrze przyzwyczajone zwierzęta powinny być w stanie utrzymać docelową prędkość (około 40 cm/s)⁻¹) przed dniem 10 przez cały czas trwania sesji bez osiągnięcia progu bodźca elektrycznego. Zaleca się przeprowadzenie sesji testowej z rosnącym natężeniem w celu zweryfikowania każdego zwierzęcia'możliwość osiągnięcia docelowej prędkości. Ten krok stanowi ostateczną kontrolę, umożliwiając przedłużenie okresu przyzwyczajenia u zwierząt, które nie wykonały go w zadowalający sposób. Ostatecznie kluczowe jest zapewnienie, że sesje przyzwyczajania pozostają poniżej maksimum; nie powinny one stanowić treningu fizycznego ani wpływać na wyniki w kolejnym teście IET³⁰^,³¹. Zamiast stanowić przykład błędu metodologicznego, uwzględnienie obu wyników ma tutaj charakter zamierzony, ponieważ dostarcza użytkownikom realistycznego obrazu zakresu odpowiedzi, jakie można oczekiwać w praktyce. Ten protokół spełnia podwójną funkcję: przyzwyczaja zwierzęta do sprzętu oraz pozwala wykryć osobniki niezdolne do wykonania wymaganego wysiłku. Chociaż 'niebiegacze' często nie są wspominane w opublikowanych raportach, literatura sugeruje, że więcej niż 10% szczurów może nie ukończyć habituacji³²W związku z tym należy wcześnie identyfikować takich osobniki i wykluczać je ze studium. Biorąc pod uwagę możliwość wykluczenia zwierząt zarówno z powodu niezgodności z bieżnią, jak i odmowy noszenia kurtki, zaleca się dodanie jednego lub dwóch dodatkowych zwierząt do każdej grupy, aby zachować statystycznie wiarygodną liczbę próbek.

Jakość sygnału

Kolejnym częstym problemem jest słaba jakość zarejestrowanego sygnału (jak pokazano na Rycina 6, "reprezentatywne wyniki"). Jeśli niska jakość sygnału EKG utrzymuje się po 2–3 min (czas potrzebny na zapewnienie odpowiedniego kontaktu między skórą a elektrodami), można podjąć następujące działania korygujące: 1. Sprawdzenie zakłóceń: Upewnić się, że żadne zginanie skóry, skrzywienie odzieży lub odrastające futro nie zakłóca kontaktu z elektrodami. 2. Poprawa przewodnictwa: Delikatnie masować skórę nad elektrodami. W razie potrzeby nałożyć dodatkowy żel przewodzący bezpośrednio na czarne kropki w środku przylepnej strony elektrod. 3. Kontrola sprzętu: Dokładnie sprawdzić elektrody i przewody pod kątem ewentualnych uszkodzeń i rozważyć wymianę elektrod, jeśli jakość sygnału nadal jest niska lub widoczne są uszkodzenia. Jeśli sygnał RIP jest zakłócony, najpierw należy sprawdzić rozmiar kamizelki oraz integralność wewnętrznych zszywanych czujników. Jeżeli rozmiar jest nieodpowiedni lub czujniki są uszkodzone, kamizelkę należy wymienić, ponieważ jest to jedyna skuteczna metoda przywrócenia jakości sygnału. Jakość ogólnego sygnału może ulec pogorszeniu przy wyższych prędkościach w porównaniu do zapisów podstawowych, z powodu zakłóceń mechanicznych wywołanych ruchem, objawiających się zwiększoną niestabilnością linii bazowej i artefaktami ruchowymi. Wpływ tych artefaktów oraz odpowiadające im strategie minimalizacji zostały szczegółowo opisane w innych publikacjach.²¹.

W niniejszym badaniu wykorzystano specyficzny dla gryzoni kamizelkę do wielomodalnej oceny parametrów fizjologicznych (czynności serca, wentylacji i aktigrafii) podczas ćwiczeń wytrzymałościowych na bieżni. Poprzednie badania wykazały, że urządzenie to daje wyniki porównywalne z metodami inwazyjnymi oceny czynności serca¹⁶^,³³^,³⁴ i wentylacyjne¹⁵ funkcje, które stanowią złoty standard. Jednak większość tych inwazyjnych metod jest zazwyczaj niekompatybilna z protokołami ćwiczeń wykonywanych u swobodnie poruszających się zwierząt. Tylko użycie wszczepialnych czujników telemetrycznych (przegląd w opracowaniu)³⁵) umożliwia tego typu eksperymenty. Jednak wszczepienie tych czujników wymaga rozległej operacji chirurgicznej, która może wpływać na dobrostan zwierząt poprzez ból pourazowy, lokalizację ran chirurgicznych lub dyskomfort związany z gabarytami urządzenia, co ostatecznie może zmienić zachowanie zwierzęcia'fenotyp lub zdolność do wykonywania ćwiczeń⁸^,⁹^,³⁶. W tym kontekście zachowanie zwierzęcia’jej integralność fizyczną podczas badania stanowi istotną zaletę tej metody. Ponadto, podczas gdy specjalistyczne bieżnie metaboliczne pozwalają na pomiar zużycia tlenu ( figure-discussion-1 ) oraz produkcja dwutlenku węgla ( figure-discussion-2 ), nie dostarczają one bezpośrednich wskaźników funkcjonalnych wydolności serca lub układu oddechowego. Wykorzystywany w tym protokole zewnętrzny system telemetryczny jest kompatybilny z tym sprzętem i uzupełnia tę lukię, skutecznie uzupełniając punkty końcowe dostępne poprzez te metody. Na koniec, choć prędkość bieżni bywa często używana jako miara pracy mechanicznej wykonywanej podczas IET, integracja akcelerometru umożliwia bezpośredni pomiar aktografii, dostarczając bogatszych danych o aktywności zwierząt i umożliwiając analizę ruchu wykraczającą poza prostą ocenę prędkości lokomocji.

Oprócz fizjologii wysiłku, ten system telemetryczny z kurtką może znaleźć szersze zastosowanie w badaniach doświadczalnych wymagających nieinwazyjnego ambulatoryjnego monitorowania czynności sercowo-naczyniowych i oddechowych. Po odpowiednim przyzwyczajeniu, zarejestrowano długotrwałe pomiary trwające do 48 h³³, otwierając tym samym możliwości badań fizjologii związanej z rytmami okołodobowymi lub snem, jak również protokołów monitorowania długoterminowego. Oprócz przedstawionego tutaj protokołu ćwiczeń, technologia ta została już zastosowana w innych kontekstach, w tym w fenotypowaniu układu sercowo-naczyniowego w modelach chorób, gdzie niedawno opisano parametry pochodzące z EKG oraz zmienność rytmu serca w modelach szczurzych ischemicznego kardiomiopatii²⁰ i przewlekłej dysfunkcji sercowo-naczyniowej związanej z przewlekłą chorobą nerek³⁷, co ilustruje jego zastosowanie poza sytuacjami ćwiczeń o charakterze ostrym. Takie podejście może również okazać się interesujące w innych zastosowaniach przedklinicznych obejmujących aktywność spontaniczną lub wywołaną czynnikiem wyzwalającym, w tym modele napadów padaczkowych lub padaczki, badania farmakologii bezpieczeństwa¹⁷^,¹⁹oraz monitorowanie rekonwalescencji po zabiegu chirurgicznym³⁸Choć zastosowań tych nie oceniano specjalnie w niniejszym badaniu, ilustrują one uniwersalność i potencjał translacyjny tej platformy do nieninwazyjnego monitorowania. Obecna metoda ma kilka ograniczeń, które należy wziąć pod uwagę. Po pierwsze, proponowany protokół jest ogólny i przeznaczony dla zdrowych zwierząt. Dlatego dopasowanie i tolerancja kamizelki mogą się różnić w zależności od wielkości zwierzęcia, składu ciała, linii, płci oraz stanu fizjologicznego, co potencjalnie może ograniczać jej zastosowanie u bardzo małych, otyłych lub chorych zwierząt. Co więcej, badacze pracujący z konkretnymi modelami (np. otyłymi zwierzętami) muszą dostosować program ćwiczeń niezależnie od systemu pomiarowego.

Zaleca się przeprowadzenie wstępnego testu na niewielkiej grupie zwierząt w celu dokładnej oceny potencjalnych ograniczeń przed wykonaniem głównego eksperymentu. Należy również zaznaczyć, że protokół ten został opracowany przy użyciu własnego systemu telemetrycznego z kamizelką. Choć ogólne zasady opisane tutaj mają charakter uniwersalny, cechy wydajnościowe, takie jak jakość sygnału, dopasowanie kamizelki czy format danych wyjściowych, mogą różnić się w porównaniu z innymi platformami telemetrycznymi. Dlatego badaczy zachęca się do walidacji ich konkretnego systemu przed przystąpieniem do głównego eksperymentu. Ponadto, biorąc pod uwagę aspekty etyczne i społeczne badań przedklinicznych, zastosowanie łagodnego bodźca nieprzyjemnego (elektrycznej stymulacji o niskiej intensywności) w celu kontrolowania wysiłku fizycznego, jak zaprezentowano tutaj, może budzić wątpliwości. Mimo rosnącego nadzoru regulacyjnego, podejście to nadal pozostaje najpowszechniej stosowaną metodą. Jak niedawno podsumowano w pracy Okamoto i in.³⁹, nadal jest preferowaną opcją, gdy wymagana jest precyzyjna kontrola intensywności i czasu trwania ćwiczeń. Z drugiej strony, gdy ścisła kontrola ćwiczeń nie jest niezbędna, niektóre badania proponują zastąpienie stymulacji elektrycznej potencjalnie mniej nieprzyjemnymi bodźcami, takimi jak sprężone powietrze, bodźce dotykowe lub hałas (przegląd w⁴⁰). Podobnie wykorzystanie paradygmatów opartych na nagrodach jako alternatywy dla bodźców nieprzyjemnych jest badane od ponad dziesięciu lat⁴¹jednakże nie opracowano jeszcze ustandaryzowanych protokołów ćwiczeń opartych wyłącznie na wzmacnianiu pozytywnym. Potencjalne zastosowania tej metody są znaczne i obejmują zarówno konkretne konteksty badawcze, jak i środowiska edukacyjne. W badaniach naukowych podejście to może być szeroko stosowane w badaniach wymagających kontrolowanego protokołu ćwiczeń w celu oceny funkcji układu sercowo-naczyniowego i oddechowego. Główne zastosowania obejmują: i) przeprowadzanie testów wydolnościowych porównywalnych z tymi stosowanymi u ludzi, w celu dokładnej oceny zdolności adaptacyjnych układu sercowo-naczyniowego i oddechowego w warunkach fizjologicznych i patologicznych; ii) ujednolicenie protokołów treningowych lub rehabilitacyjnych w różnych modelach zwierzęcych chorób doświadczalnych; iii) ułatwienie długoterminowego monitorowania efektów fizjologicznych wywołanych treningiem lub rehabilitacją przez dłuższe okresy czasu; iv) wykrywanie zmian fizjologicznych, takich jak te związane z niewydolnością serca, które mogą nie być widoczne u zwierząt w stanie spoczynku. Z pedagogicznego punktu widzenia model ten oferuje istotne zalety w szkoleniach praktycznych na uczelniach, przyczyniając się tym samym bezpośrednio lub pośrednio do przestrzegania zasad 3R⁴ : “Udoskonalenie”, “Redukcja” i “Zamiennik” w użyciu zwierząt. Promuje “Udoskonalenie” dzięki całkowicie nieinwazyjnej metodzie, co pozwala zachować zwierzę’integralność fizyczną, w przeciwieństwie do tradycyjnych metod badania fizjologii układu sercowo-oddechowego. Ponadto takie podejście wielomodalne pozwala studentom badać fizjologię serca i układu oddechowego za pomocą jednego systemu w trakcie jednej sesji, zapewniając zintegrowaną ilustrację homeostazy fizjologicznej. Ma to pośredni wpływ na “Redukcja” w liczbie zwierząt. W kontekście edukacyjnym ten system mógłby również wspierać “Zamiennik” poprzez umożliwienie tworzenia realistycznych baz danych fizjologicznych w celu uzupełnienia szkoleń praktycznych i nauki opartej na symulacjach w edukacji z zakresu fizjologii, ilustrujących szeroki zakres scenariuszy fizjologicznych⁴²Rzeczywiście, dla celów edukacyjnych scenariusze rozwiązywania problemów opisane w tym protokole są szczególnie wartościowe, ponieważ dostarczają przykładów pochodzących z rzeczywistych warunków eksperymentalnych, w których można zilustrować zmienność międzyindywidualną oraz wyzwania techniczne. W miarę jak uczelnie coraz częściej uzupełniają lub zastępują użycie zwierząt narzędziami symulacyjnymi, dostęp do takich przykładów staje się istotny. Ponadto wzbogacenie zapisów fizjologicznych danymi wideo uzyskanymi w trakcie niniejszego protokołu może dostarczyć studentom kontekstu wizualnego, w tym przykładów zwierząt nieodzywających się, co zwiększa skuteczność interpretacji i uczenia się.

Oświadczenia

Timothé FLENET i Charles EYNARD są pracownikami i udziałowcami firmy ETISENSE SAS. Agathe CAMBIER jest pracownikiem firmy ETISENSE SAS. ETISENSE SAS to firma produkująca system telemetrii w koszulce wykorzystany w niniejszym protokole.

Podziękowania

Wyniki te uzyskano w ramach projektu LEARN (23FC3R-001), który był wspierany przez grant FC3R „Digital Tools”⁴². Wsparcie finansowe z GIS FC3R, przy wykorzystaniu środków zarządzanych przez Inserm, pomogło w opracowaniu cyfrowej platformy dla szkolnictwa wyższego dedykowanej fizjologii eksperymentalnej.

W celu poprawy jasności i czytelności tekstu wykorzystano generatywną sztuczną inteligencję do redakcji językowej i optymalizacji manuskryptu. Autorzy sprawdzili i w razie potrzeby zredagowali otrzymany materiał i ponoszą pełną odpowiedzialność za ostateczną treść manuskryptu.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
Nazwa	Firma	Numer katalogowy	Komentarze
Kamera rybie oko 6 MPX	Reolink, Hong Kong, China	FE-W	Używana do obserwacji zwierząt podczas habituacji.
Strzyżarka	Aesculap Schermaschinen, Suhl, Germany	Clipper Aesculap Exacta GT416	Używana do usuwania sierści. Odpowiednia będzie każda alternatywna strzyżarka sieciowa lub akumulatorowa z możliwością strzyżenia do 0,1 mm.
Komputer z przeglądarką internetową	Dowolny dostawca	N/A	Używany do uruchomienia oprogramowania telemetrycznego i nagrywania wideo. Można użyć dowolnego komputera z aktualną przeglądarką internetową.
Jednorazowe przylepne elektrody powierzchniowe EKG	ETISENSE, Lyon, France	ELEC-R-1PAIR	Powierzchniowe elektrody Ag/AgCl umieszczane pod kamizelką do zapisu EKG.
Żel kontaktowy do EKG	ASEPT INMED, QUINT-FONSEGRIVES, France	Uni Gel ECG, 251005	Używany w celu poprawy kontaktu i przylegania elektrod EKG. Można użyć dowolnego żelu kontaktowego do EKG.
Stacja do znieczulenia gazowego	TEM SEGA, Saint-Médard-en-Jalles, France	Portico veterinary gas anesthesia station with ISOTEC 3 evaporator	Używana do znieczulania zwierząt podczas strzyżenia sierści. Można użyć dowolnej równoważnej stacji do znieczulania gryzoni.
Gaza	Dowolny dostawca	N/A	Używana do osuszania wystrzyżonego obszaru po czyszczeniu. Odpowiednia będzie każda sterylna lub niesterylna gaza chłonna.
Kamizelka instrumentowana	ETISENSE, Lyon, France	JKT-RAT-T1	Kamizelka telemetryczna z czujnikami oddechowymi, używana do stabilizacji elektrod i transmitera. Dostępna w różnych rozmiarach w zależności od wagi i szczepu zwierząt; w celu wyboru odpowiedniego rozmiaru należy zapoznać się z tabelami producenta²³.
Kaniula dożylna bez igły	TERUMO, Laguna, Philippines	SURFLO 22G 0,85x25 SR+OX2225C1	Używana do precyzyjnej aplikacji żelu. Może być używana wielokrotnie. Można użyć dowolnej równoważnej kombinacji strzykawki i kaniuli.
Izofluran	Virbac, Santé Animale, France	Vetflurane, 401346	Preparat weterynaryjny izofluranu stosowany do znieczulenia gazowego podczas strzyżenia sierści (1,5–5% w 20% tlenu i powietrzu). Można użyć każdego innego równoważnego izofluranu weterynaryjnego. Stosować zgodnie z lokalnymi przepisami.
Narzędzie do dopasowywania kamizelki	ETISENSE, Lyon, France	FTUB-R-BD	Narzędzie opcjonalne, używane w celu ułatwienia zakładania kamizelki na zwierzę przy minimalnym unieruchomieniu.
Zmotoryzowana bieżnia	BIOSEB, Vitrolles, France	BX-TM	Jednopasmowa lub wielopasmowa zmotoryzowana bieżnia podająca wstrząsy elektryczne o natężeniu 0,2 mA.
Marker permanentny	Dowolny dostawca	N/A	Używany do znakowania ogona w celu indywidualnej identyfikacji zwierzęcia. Odpowiedni będzie każdy nietoksyczny, wodoodporny marker permanentny.
środek do dezynfekcji powierzchni	Franklab, Montigny le Bretonneux, France	FB Spray, 10515	Używany do czyszczenia sprzętu po użyciu. Można użyć dowolnego bezalkoholowego środka do dezynfekcji powierzchni.
Strzykawka bez igły (1 lub 5 mL)	BD, Pont-de-Claix, France	BD Plastipak,303172	Używana do precyzyjnej aplikacji żelu. Może być używana wielokrotnie. Można użyć dowolnej równoważnej kombinacji strzykawki i kaniuli.
Oprogramowanie telemetryczne	ETISENSE, Lyon, France	LASA software v2.17 or later version	Oprogramowanie do akwizycji i analizy danych fizjologicznych oparte na przeglądarce internetowej.
System telemetryczny do akwizycji danych fizjologicznych	ETISENSE, Lyon, France	DECRO systems : SYS-NANOACQ4, SYS-S2, SYS-S1 or equivalent	Dostępny w różnych konfiguracjach w zależności od liczby zwierząt.
Transmiter telemetryczny i zestaw baterii do akwizycji danych fizjologicznych	ETISENSE, Lyon, France	EMET-HD-ACQ-REVG	Transmiter telemetryczny rejestrujący EKG, sygnały oddechowe i przyspieszenie 3D, z akumulatorem (12 godzin ciągłej pracy baterii).
Oprogramowanie do nagrywania wideo	Reolink, Hong Kong, China	Reolink Client v8.17.6 or later version	Używane do nagrywania wideo. Dostępna wersja na systemy Windows lub Mac.

Bibliografia

Yan Z, et al. Cardiac effects of treadmill running at different intensities in a rat model. Front Physiol. 2021;12:774681.
Kuczmarski JM, Unrath K, Thomas GD. Exaggerated cardiovascular responses to treadmill running in rats with peripheral arterial insufficiency. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2018;314(1).
Dellavechia-De-Carvalho C, Rebelo MA, De-Moraes C, Papoti M. Aerobic capacity evaluation of Sprague Dawley rats in treadmill running: comparison between protocols. Braz J Med Biol Res. 2025;58.
Russell W, Burch R. The principles of humane experimental technique. Methuen & Co. Ltd.; London; 1959.
Hoymann HG. Lung function measurements in rodents in safety pharmacology studies. Front Pharmacol. 2012;3:156.
Kramer K, Kinter LB. Evaluation and applications of radiotelemetry in small laboratory animals. Physiol Genomics. 2003;13(3):197-205.
Brown MB, et al. Novel assessment of haemodynamic kinetics with acute exercise in a rat model of pulmonary arterial hypertension. Exp Physiol. 2015;100(6):742-754.
Hale E, et al. The rat telemetry assay and venous catheter access buttons for use in cardiovascular safety pharmacology assessments - surgical methods, refinements and colony maintenance. J Pharmacol Toxicol Methods. 2024;127:107517.
Schuler B, et al. Optimized surgical techniques and postoperative care improve survival rates and permit accurate telemetric recording in exercising mice. BMC Vet Res. 2009;5:28.
Amrani A-IE, et al. Jacketed external telemetry in the guinea-pig. Toxicol Lett. 2012;211.
Zeng T, Mott C, Mollicone D, Sanford LD. Automated determination of wakefulness and sleep in rats based on non-invasively acquired measures of movement and respiratory activity. J Neurosci Methods. 2012;204(2):276-287.
Cotur Y, et al. Bioinspired stretchable transducer for wearable continuous monitoring of respiratory patterns in humans and animals. Adv Mater. 2022;34(33):2203310.
Chui RW, et al. Assessment of two external telemetry systems (PhysioJacketTM and JETTM) in beagle dogs with telemetry implants. J Pharmacol Toxicol Methods. 2009;60(1):58-68.
Authier S, et al. Safety pharmacology investigations in toxicology studies: an industry survey. J Pharmacol Toxicol Methods. 2013;68(1):44-51.
Flenet T, et al. High-resolution respiratory inductive plethysmography in rats: validation in anesthetized conditions. Physiol Meas. 2017;38(7):1362-1372.
Fontecave-Jallon J, et al. Inductive plethysmography in rats: towards a new standard for longitudinal non-invasive cardiac output monitoring in preclinical studies. Physiol Meas. 2018;39(9):095006.
Fares R, et al. Non-invasive jacketed telemetry in socially housed rats for a combined assessment of respiratory system, electrocardiogram and activity using the DECRO system. J Pharmacol Toxicol Methods. 2022;117:107195.
Penard L, et al. Implementation of cardiorespiratory monitoring in the juvenile minipig using a noninvasive jacketed telemetry system. Birth Defects Res. 2021;113(10):806.
Fares R, Champeroux P. Simultaneous assessment of central nervous and respiratory systems using jacketed telemetry in socially housed rats: application of the 3Rs principles in core battery safety pharmacology studies. J Pharmacol Toxicol Methods. 2023;121:107268.
Detrait M, et al. Cardiac sympathetic denervation mitigated ischemic cardiomyopathy progression in a rat model of sleep apnea. J Am Heart Assoc. 2025;14(11).
Tanguy S, et al. Jacketed telemetry in rats: a novel non-invasive method for cardiorespiratory phenotyping during treadmill exercise. Lab Anim. 2025;59(2):215-225.
Fares RP, Boire A, Eynard C, Flenet T. Simultaneous non-invasive telemetric electrocardiogram and respiratory measurement with a connected jacket (DECRO system) in rats. Research Square. 2020:10.21203/rs.3.pex-860/v1.
ETISENSE. DECRO - Rat jacket specification and size selection. Lyon: ETISENSE; 2026:https://support.etisense.com/portal/en/kb/articles/rat-table-selection-of-jackets.
ETISENSE. DECRO - How to start and stop a data acquisition. Lyon: ETISENSE; 2026:https://support.etisense.com/portal/en/kb/articles/make-and-stop-a-data-acquisition.
Qin F, et al. Maximum oxygen consumption and quantification of exercise intensity in untrained male Wistar rats. Sci Rep. 2020;10(1):11520.
Mason G, et al. Non-invasively assessing disturbance and stress in laboratory rats by scoring chromodacryorrhoea. Altern Lab Anim. 2004;32(1 Suppl):153-159.
Delaunois A, Dedoncker P, Hanon E, Guyaux M. Repeated assessment of cardiovascular and respiratory functions using combined telemetry and whole-body plethysmography in the rat. J Pharmacol Toxicol Methods. 2009;60(2):117-129.
National Research Council Committee on Recognition and Alleviation of Distress in Laboratory Animals. Recognition and alleviation of distress in laboratory animals. National Academies Press; Washington, DC; 2008.
Conour LA, Murray KA, Brown MJ. Preparation of animals for research--issues to consider for rodents and rabbits. ILAR J. 2006;47(4):283-293.
Reboul C, et al. Cardiac remodeling and functional adaptations consecutive to altitude training in rats: implications for sea level aerobic performance. J Appl Physiol. 2005;98(1):83-92.
Goret L, et al. Training does not affect the alteration in pulmonary artery vasoreactivity in pulmonary hypertensive rats. Eur J Pharmacol. 2005;527(1-3):121-128.
Garrigos D, et al. A handful of details to ensure the experimental reproducibility on the forced running wheel in rodents: a systematic review. Front Endocrinol. 2021;12:638261.
Scorrano F, Stuber N, Dreessen K, Cordier V. Evaluation of a new telemetry jacket system for rats. Lab Anim. 2022;56(1):155.
Fontana-Pires L, et al. Continuous non-invasive extraction of hemodynamic variables from thoracocardiographic signals using the ensemble averaging technique: validation in anesthetized rats without ventilatory support. Physiol Meas. 2025;46(12):125002.
Laske TG, Garshelis DL, Iles TL, Iaizzo PA. An engineering perspective on the development and evolution of implantable cardiac monitors in free-living animals. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci. 2021;376(1830):20200217.
Helwig BG, Ward JA, Blaha MD, Leon LR. Effect of intraperitoneal radiotelemetry instrumentation on voluntary wheel running and surgical recovery in mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 2012;51(5):600-608.
Soulie M, et al. Altered ECG parameters with loss of cardiac variability and prolonged QTc in a non-diabetic chronic kidney disease rat model. Arch Cardiovasc Dis. 2024;117(6-7).
Cambier A, et al. Refining the implementation of surgical protocols: benefits of non-invasive cardiorespiratory monitoring in rat. Lab Anim. 2022;56(1):152.
Okamoto M, Hata T, Hiraga T, Soya H. Treadmill running model for rodents as a translational approach based on human physiological responses. In: Soya H, editor. Exercise Brain Stimulation for Cognitive Function and Mental Health. Singapore: Springer Nature Singapore; 2025.
Poole DC, et al. Guidelines for animal exercise and training protocols for cardiovascular studies. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2020;318(5).
Fantegrossi WE, Xiao WR, Zimmerman SM. Novel technology for modulating locomotor activity as an operant response in the mouse: implications for neuroscience studies involving exercise in rodents. J Neurosci Methods. 2013;212(2):338-343.
FC3R. Digital tools - Call for project FC3R - LEARN (L3Rn) (23FC3R-001): development of an innovative platform for teaching experimental physiology in higher education. France: FC3R; 2024:https://www.fc3r.com/en/digital-tools-3-2023.html.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Wysiłek na bieżni fizjologia szczura monitorowanie częstości akcji serca częstość oddechów aktywność lokomotoryczna monitorowanie nieinwazyjne aklimatyzacja fizjologiczna dobrostan zwierząt

Ten artykuł został opublikowany

Film wkrótce dostępny

Informuj mnie o aktualizacjach: