Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Akupotomia w leczeniu spondylozy szyjnej u szczurów: zilustrowany protokół tworzenia modelu i interwencji

82 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/72132

⸱

3 września 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1School of Acupuncture, Moxibustion and Tuina, Beijing University of Chinese Medicine, 2Department of Dermatology, Beijing Tsinghua Changgung Hospital, School of Clinical Medicine, Tsinghua Medicine, Tsinghua University, 3Acupuncture and Moxibustion Clinic, Hubei Provincial Hospital of Traditional Chinese Medicine

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Niniejsze badanie szczegółowo opisuje metodę modelowania spondylozy szyjnej u szczurów oraz strategię interwencji z wykorzystaniem akupotomii, zapewniając wizualny protokół operacyjny dla odpowiednich badań.

Streszczenie

Spondyloza szyjna (CS) jest przewlekłą chorobą zwyrodnieniową. Zmiany zwyrodnieniowe w krążkach międzykręgowych kręgosłupa szyjnego, wraz z następującymi po nich zmianami patologicznymi, wpływają na otaczające tkanki i struktury, prowadząc do objawów klinicznych, takich jak ból szyi, sztywność, ograniczona ruchomość, a niekiedy drętwienie i objawy promieniujące do kończyn górnych. Wśród nich najczęstszym jest ucisk korzeni nerwowych. W związku z tym w niniejszej pracy opracowano szczurzy model CS indukowany uciskiem korzenia nerwu szyjnego. Terapia akupotomii wykazała potencjał w klinicznym leczeniu CS poprzez uwalnianie miejscowych zrostów tkanek miękkich i zmniejszanie ucisku nerwów. Obecnie brakuje jednak wizualizowanych protokołów procedur w badaniach na zwierzętach. Niniejsze badanie dostarcza szczegółowego opisu wiarygodnej metody tworzenia szczurzego modelu CS oraz odpowiadającego mu protokołu interwencji akupotomii. W tej procedurze szczegółowo omawiamy proces indukcji modelu, etapy manipulacji akupotomijnej, lokalizację terapeutyczną, techniki unieruchamiania szczurów oraz krytyczne środki ostrożności. Dodatkowo w badaniu wykorzystano elektromiografię (EMG) do potwierdzenia skutecznego ustanowienia modelu CS oraz oceniono interwencję za pomocą progów wycofania mechanicznego, analizy chodu i histopatologii korzeni nerwowych. Badanie to nie tylko stanowi punkt odniesienia dla tworzenia szczurzego modelu CS i interwencji akupotomijnej, ale także oferuje systematyczne i wykonalne ramy eksperymentalne dla przyszłych badań nad mechanizmami działania.

Wprowadzenie

Spondyloza szyjna (CS) jest powszechną zwyrodnieniową chorobą kręgosłupa. Jej główny proces patologiczny wynika z degeneracji dysków międzykręgowych, co następnie wywołuje szereg wtórnych zmian patologicznych, w tym zwężenie przestrzeni międzykręgowej, tworzenie się osteofitów oraz przerost więzadeł1,2. Te zmiany patologiczne prowadzą do różnorodnych objawów klinicznych, takich jak tkliwość i ból w obrębie szyi i barków oraz promieniujące drętwienie kończyn górnych. W ciężkich przypadkach mogą wystąpić deficyty neurologiczne, w tym dysfunkcje ruchowe, a nawet tetraplegia2,3. Warto zauważyć, że w ostatnich latach zapadalność na spondylozę szyjną stopniowo wzrosła, a wiek wystąpienia choroby ulega obniżeniu, co stanowi znaczne obciążenie społeczno-ekonomiczne4. Degeneracja szyjnych dysków międzykręgowych i proliferacja osteofitów mogą obejmować sąsiednie struktury kostne i tkanki miękkie, prowadząc do zwężenia kanału kręgowego szyjnego lub otworów międzykręgowych i w konsekwencji do ucisku pobliskich struktur, w tym szyjnych korzeni nerwowych, rdzenia kręgowego oraz tętnic kręgowych1,2,3,4. Wśród nich najczęstszy jest ucisk szyjnych korzeni nerwowych, który występuje w około 60%–70% wszystkich przypadków CS5,6,7. Chociaż w praktyce klinicznej dostępnych jest wiele podejść terapeutycznych, w tym fizjoterapia, interwencje farmakologiczne i chirurgia, leczenie zachowawcze stało się preferowaną opcją dla większości pacjentów ze względu na wysokie koszty, znaczną traumę oraz niepewne wyniki pooperacyjne zabiegów chirurgicznych4. We współczesnej praktyce medycznej powszechnie stosuje się niesteroidowe leki przeciwzapalne i środki neurotroficzne. Chociaż leki te mogą łagodzić ból i w pewnym stopniu opóźniać postęp choroby, towarzyszą im działania niepożądane, takie jak uszkodzenia układu trawiennego i nerek8,9.

Terapia akupotomii jest charakterystyczną metodą terapeutyczną opracowaną na podstawie tradycyjnych chińskich teorii akupunktury w połączeniu z nowoczesnymi małoinwazyjnymi technikami chirurgicznymi. Działa ona poprzez przecinanie i uwalnianie zrostów tkanek miękkich, regulację lokalnych czynników zapalnych oraz poprawę regionalnego mikrokrążenia10,11,12. W ostatnich latach kliniczna skuteczność akupotomii w leczeniu spondylozy szyjnej została szeroko uznana, wykazując obiecujący potencjał w łagodzeniu ucisku nerwów, uśmierzaniu bólu i poprawie funkcji motorycznych odcinka szyjnego kręgosłupa13,14. Niemniej jednak, w przypadku zastosowania w eksperymentach na zwierzętach, interwencje z użyciem akupotomii napotykają trudności, takie jak niedokładna lokalizacja i problem z kontrolowaniem głębokości manipulacji. Jednocześnie, aby przełożyć te obserwacje kliniczne na solidne wnioski oparte na dowodach, niezbędnym warunkiem wstępnym jest stworzenie stabilnych i reprodukowalnych modeli zwierzęcych. Metoda z wykorzystaniem wewnątrzkręgowych szwów nylonowych indukuje bezpośredni ucisk mechaniczny poprzez wprowadzenie szwów nylonowych do otworu międzykręgowego, co precyzyjnie naśladuje patofizjologiczny proces klinicznego ucisku korzeni nerwowych15. To podejście do modelowania oferuje również zalety, takie jak krótki cykl modelowania i kontrolowane segmenty ucisku15. Jednakże procedura chirurgiczna opiera się w dużej mierze na doświadczeniu osobistym, a obecnie brakuje szczegółowych, wizualnych opisów operacyjnych.

Niniejsze badanie przedstawia kompletny, szczegółowy i zwizualizowany protokół eksperymentalny obejmujący opracowanie szczurzego modelu spondylozy szyjnej oraz pełną procedurę interwencji metodą akupotomii. Ponieważ środki znieczulające mogą wpływać na pomiar mechanicznego progu wycofania, a w konsekwencji zakłócać wyniki eksperymentu16,17,18,19, w badaniu tym zastosowano specjalistyczne urządzenie do unieruchamiania szczurów. Artykuł ten zawiera szczegółowy opis procesu indukcji modelu u szczurów, etapową manipulację akupotomijną, precyzyjną lokalizację miejsc zabiegu, metody unieruchamiania i fiksacji zwierząt oraz inne kluczowe środki ostrożności eksperymentalnej. Zastosowano wiele wymiarów oceny, w tym pomiar mechanicznego progu wycofania, rejestrację elektrofizjologiczną, analizę chodu oraz obserwację histopatologiczną korzeni nerwowych. Celem niniejszego badania jest dostarczenie zwizualizowanego protokołu indukcji modelu i interwencji akupotomijnej w szczurzym modelu spondylozy szyjnej, co zapewni wsparcie metodologiczne dla badań nad mechanizmami oraz oceny skuteczności terapii akupotomijnej w leczeniu CS.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury eksperymentalne zostały przejrzane, zatwierdzone i rygorystycznie monitorowane przez Komitet Etyki ds. Zwierząt Laboratoryjnych firmy Beijing MDKN Biotech Company (numer zatwierdzenia: MDKN-2025-096). Wszystkie protokoły były realizowane w ścisłej zgodności z wytycznymi Guide for the Care and Use of Laboratory Animals wydanymi przez National Institutes of Health (NIH). Odczynniki i sprzęt wykorzystane w niniejszym badaniu są wymienione w Tabeli Materiałów.

1. Zwierzęta doświadczalne i grupy

  1. Do eksperymentu należy wybrać dorosłe samce szczurów szczepu Sprague–Dawley (SD) o masie 230,0 g ± 20 g.
  2. Zwierzęta należy umieścić w specjalistycznym pomieszczeniu dla zwierząt laboratoryjnych.
  3. Należy utrzymywać temperaturę otoczenia na poziomie 24 °C ± 2 °C i wilgotność względną w zakresie 50%–60%, przy 12-godzinnym cyklu światło/ciemność. Przez cały okres badania należy zapewnić dostęp ad libitum do standardowej karmy i wody.
  4. Po 7-dniowym okresie aklimatyzacji 24 szczury należy losowo przydzielić do czterech grup (n = 6 na grupę): grupy kontrolnej (Control), grupy z operacją pozorowaną (Sham), grupy modelu CS (Model) oraz grupy poddanej akupotomii. Harmonogram projektu eksperymentalnego przedstawiono na Rysunku 1.

2. Ustanowienie modelu CS

UWAGA: Na 12 h przed modelowaniem należy odstawić pokarm i wodę wszystkim szczurom. Zważyć i zapisać masę ciała. Wszystkie narzędzia chirurgiczne należy wysterylizować w autoklawie parowym pod wysokim ciśnieniem (Rysunek 2A).

  1. Przygotuj nylonową nić na jeden dzień przed operacją, tnąc ją na segmenty o średnicy 0,5 mm i długości około 1 cm. Zanurz włókna w 75% etanolu na 4 h, wysusz je w warunkach sterylnych, a następnie mocz w 0,1% roztworze poli-L-lizyny przez 8 h w celu zwiększenia przylegania do tkanek.
  2. Umieść szczura w komorze indukcyjnej. Indukuj znieczulenie 4% isofluranem, a następnie utrzymuj znieczulenie na poziomie 1,5%–2,0% isofluranu poprzez maskę twarzową. Unieruchom zwierzę w pozycji brzusznej (zgodnie z zatwierdzonymi protokołami instytucjonalnymi).
  3. Wygol grzbietowy obszar szyjny, aby w pełni odsłonić pole operacyjne. Zdezynfekuj obszar operacyjny trzykrotnie povidone iodine, przesuwając narzędzie od wewnątrz na zewnątrz, a następnie powtórz procedurę dezynfekcji 75% etanolem.
  4. Zbadaj palpacyjnie i zaznacz najwyższy wyrostek kolczysty (T2) na grzbiecie szczura. Wykonaj pośrodkowe cięcie skóry grzbietowej o długości około 3 cm, rozciągając je kranialnie od szczytu wyrostka kolczystego T2. Przeprowadź tępe rozcięcie tkanki podskórnej i tylnej muskulatury szyjnej (Rysunek 2B).
  5. W pełni odsłoń lewy łuk kręgowy od C5 do T1 i dokładnie zeskrob znajdujące się nad nim tkanki mięśniowe i łączne (Rysunek 2C).
  6. Ostrożnie rozpreparuj więzadło żółte i tkanki łączne w przestrzeniach międzykręgowych C6–C7 oraz C7–T1 za pomocą mikropincety. Otwórz lewy łuk kręgowy C7 kleszczykami typu mosquito, aby odsłonić rdzeń kręgowy.
  7. Ostrożnie odsuń rdzeń kręgowy w stronę prawą, używając dyssektora nerwu wzrokowego. Umieść sterylną nylonową nić pod korzeniami nerwowymi C6–C7 i C7–T1 wzdłuż osi podłużnej rdzenia kręgowego za pomocą pincety mikrosurgicalnej; unikaj nadmiernego ucisku, aby zapobiec uszkodzeniu żył kręgowych.
    UWAGA: W grupie pozorowanej (sham) odsłoń rdzeń kręgowy w tym samym miejscu anatomicznym, ale bez wprowadzania nylonowej nici.
  8. Po zakończeniu procedury zamknij i zaszyj ranę warstwa po warstwie.
  9. Przenieś szczury na termostatyczną podkładkę grzewczą utrzymywaną w temperaturze 37 °C i monitoruj funkcje życiowe do czasu pełnego odzyskania przytomności.
  10. Podaj domięśniowo 50 000 jednostek roztworu penicyliny sodowej w kończynę tylną w ramach pooperacyjnej profilaktyki przeciwbakteryjnej. Zwróć zwierzęta do ich klatek w celu rekonwalescencji pooperacyjnej.

3. Procedura unieruchomienia

  1. Unieruchom szczura w czarnej siatkowej tulei ograniczającej ruchy.
  2. Zaciśnij dwie nylonowe opaski zaciskowe na plastikowej ramie. Górną opaskę zacznij w okolicy pachowej, a dolną wokół obszaru miednicy (Rycina 3B).
    UWAGA: Należy użyć plastikowej płyty o wymiarach 200 mm × 300 mm × 5 mm, z otworem w postaci szczelin 20 mm × 4 mm rozmieszczonych w odstępach 10 mm wzdłuż długich krawędzi i 3 mm wzdłuż krótkich krawędzi, wyposażonej w pięć nóżek wspierających umieszczonych w centrum i w czterech narożnikach (Rycina 3A).
  3. Po indukowaniu modelu powtórz powyższą procedurę unieruchamiania dla każdego szczura we wszystkich grupach przez trzy kolejne dni, aby zapewnić odpowiednią habituację. Każda sesja unieruchamiania powinna trwać minimum 5 min dziennie.

4. Leczenie metodą akupotomii

  1. Rozpocząć interwencję w postaci akupotomii w 4tym dniu po ustanowieniu modelu.
  2. Przygotować jednorazowe sterylne igły do akupotomii (średnica: 0,40 mm; długość: 40 mm).
  3. Usunąć sierść z okolic szyi, aby w pełni odsłonić pole operacyjne.
  4. Palpować tkanki miękkie po obu stronach wyrostków kolczystych kręgów szyjnych w celu zidentyfikowania stwardniałych guzków lub struktur sznurowych. Wyznaczyć punkt na jednym wyrostku kolczystym na poziomie C6 lub C7, a następnie zlokalizować dwa dodatkowe punkty, około 0,5 cm bocznie od każdej strony tego wyrostka kolczystego.
  5. Wyznaczyć te trzy miejsca jako punkty wprowadzenia igły do akupotomii i zaznaczyć je (Rycina 3C).
  6. Zdezynfekować zaznaczone miejsca wprowadzenia medycznym povidone iodine, a następnie 75% etanolem medycznym.
  7. Zorientować krawędź tnącą igły do akupotomii równolegle do tylnej linii środkowej i utrzymać trzon igły prostopadle do tylnej płaszczyzny wieńcowej szyi podczas wprowadzania.
  8. Wyprzeć delikatnie miejsce wprowadzenia lewym kciukiem, trzymając igłę do akupotomii stabilnie między prawym kciukiem a palcem wskazującym. Szybko przebić tkankę podskórną w kierunku prostopadłym, a następnie powoli posuwać igłę aż do osiągnięcia powierzchni kostnej.
  9. Wykonać trzykrotne lokalne cięcie podłużne oraz dwukrotne poprzeczne uwolnienie tkanek miękkich w obrębie obszaru uszkodzonego, ograniczając zakres operacyjny do 1 mm. Wycofać igłę po zakończeniu manipulacji (Rycina 3D).
  10. Wyprzeć mocno miejsce wprowadzenia przez 3 min w celu uzyskania hemostazy. Przeprowadzać interwencję akupotomii raz na 5 dni, łącznie przez trzy sesje.
    UWAGA: Z wyjątkiem grupy poddanej akupotomii, pozostałe trzy grupy nie otrzymują żadnej interwencji terapeutycznej. Jednak zwierzęta w tych grupach są unieruchamiane w ten sam sposób i przez ten sam czas, co zwierzęta w grupie poddanej akupotomii.

5. Test progu wycofania mechanicznego (MWT)

UWAGA: Pomiar należy przeprowadzić w dniu poprzedzającym operację ustanowienia modelu, w 3rd dniu oraz w 14th dniu po operacji, używając mechanicznego stymulatora bólu podeszwy dla szczurów i myszy.

  1. Każdego szczura umieść w przezroczystej komorze testowej z metalową siatką w podłodze, w cichym pomieszczeniu o temperaturze 24 °C ± 2 °C.
  2. Pozostaw szczura w komorze na co najmniej 5 min w celu aklimatyzacji, aż do momentu, gdy zachowania eksploracyjne i pielęgnacyjne w dużej mierze ustaną.
  3. Ustaw końcówkę włókna von Frey prostopadle do powierzchni podeszwowej lewej przedniej łapy, pomiędzy trzecią a czwartą kością śródciesia. Przykładaj bodziec od dołu przez metalową siatkę, aż do wywołania gwałtownego cofnięcia łapy, lizania lub potrząsania nią.
  4. Wartość wyświetloną w momencie cofnięcia łapy zapisz jako mechaniczny próg bólu.
  5. Po przebadaniu każdego szczura dokładnie przemyj metalową siatkę w podłodze oraz wewnętrzne ścianki komory 75% alkoholem medycznym, a następnie osusz czystą gazą, aby usunąć resztkowe zapachy, które mogłyby wpłynąć na kolejne testy behawioralne. Kolejnego szczura wprowadź do aparatury dopiero po jej całkowitym wyschnięciu.
    ​UWAGA: Wszystkich szczurów badaj sekwencyjnie w kolejności rotacyjnej przez trzy rundy. Zachowaj odstęp co najmniej 10 min pomiędzy dwoma kolejnymi pomiarami MWT u tego samego szczura. Jako ostateczną wartość MWT dla każdego szczura przyjmij średnią z trzech pomiarów.

6. Rejestracja elektromiografii (EMG)

UWAGA: W 3. dniu po ustanowieniu modelu należy przeprowadzić badanie EMG w stanie spoczynku, wykorzystując system akwizycji i analizy sygnałów biologicznych.

  1. Zanurzyć szczura w znieczuleniu wziewnym izofluranem (stężenie indukcyjne 3%–4%, stężenie podtrzymujące 1,5%–2,0%). Unieruchomić zwierzę w pozycji brzusznej na platformie eksperymentalnej i w pełni odsłonić lewą kończynę przednią.
  2. Podłącz przewody elektrod rejestrujących do wyznaczonych kanałów akwizycji. Uruchom oprogramowanie do akwizycji, wybierz EMG (elektromiografia) tryb sygnału, a częstotliwość próbkowania ustawiono na 20 kHz z zakresem filtra pasmowo-przepustowego od 15 Hz do 5 kHz.
  3. Zdezynfekuj mięśnie lewej kończyny przedniej (mięsień zginacz promieniowy nadgarstka, mięsień zginacz łokciowy nadgarstka, mięsień dwugłowy ramienia i mięsień trójgłowy ramienia), używając odtłuszczonych kulek waty nasączonych 75% etanolem medycznym.
  4. Wprowadź igłową elektrodę rejestrującą prostopadle do brzuszca mięśnia, orientując ją ortogonalnie do kierunku włókien mięśniowych. Drugą elektrodę igłową wprowadź w odległości 3–5 mm jako elektrodę referencyjną, a elektrodę uziemiającą wprowadź do podstawy ogona.
  5. Obserwuj aktywność insercyjną bezpośrednio po wprowadzeniu igły. Po ustąpieniu potencjałów insercyjnych i całkowitym rozluźnieniu mięśnia zarejestruj sygnał EMG spoczynkowego przez 1 min dla każdego szczura.
    UWAGA: Przez cały czas trwania nagrywania należy zapewnić ciche środowisko i zminimalizować zewnętrzne zakłócenia elektromagnetyczne. Typowe zakłócenia obejmują interferencje częstotliwości sieci z prądu przemiennego oraz szumy wysokoczęstotliwościowe pochodzące z innych urządzeń laboratoryjnych, które objawiają się jako regularne sinusoidy nałożone na elektromiogramy. Zakłócenia te można ograniczyć poprzez uziemienie, odpowiednie ustawienia filtrów oraz zarządzanie środowiskiem pracy.
  6. Ostrożnie wyjmij wszystkie elektrody igłowe i przenieś szczura do klatki macierzystej, pozwalając mu na spontaniczne wybudzenie z anestezji.
  7. Po zakończeniu rejestracji EMG u każdego szczura należy oczyścić elektrody igłowe 75% etanolem medycznym za pomocą odtłuszczonych kulek waty i dokładnie osuszyć je sterylną gazą, aby zapobiec kontaminacji krzyżowej.

7. Analiza chodu u szczurów

UWAGA: Analizę chodu należy przeprowadzić w pierwszym dniu po zakończeniu interwencji w postaci akupotomii (15. dzień pooperacyjny po operacji modelowej). System analizy chodu składa się z bieżni wyposażonej w przezroczysty pas, wysokiej rozdzielczości cyfrowej kamery umieszczonej pod pasem oraz stacji roboczej komputera.

  1. Umieść szczura na bieżni i pozwól mu na swobodną aklimatyzację przez 3 min.
  2. Uruchom pas bieżni i stopniowo zwiększaj prędkość od 5.0 cm/s, aż szczur wykaże stabilny chód bez zachowań eksploracyjnych.​
  3. Za pomocą kamery wysokiej rozdzielczości zarejestruj 10 s wideo z chodu szczura z widokiem brzusznym (od dołu).
  4. Po zakończeniu testu każdego szczura dokładnie przemyj pas bieżni i komorę testową 75% etanolem, aby usunąć pozostałe zapachy, które mogłyby wpłynąć na kolejne oceny behawioralne. Pozostaw pas do całkowitego wyschnięcia przed wprowadzeniem następnego szczura.
  5. Zaimportuj nagrane filmy do oprogramowania analitycznego. Użyj programu, aby zidentyfikować miejsce stawiania łap każdej kończyny i wyekstrahować serię parametrów chodu.
  6. Po zakończeniu zautomatyzowanej analizy wyeksportuj dane dotyczące parametrów chodu do późniejszej analizy statystycznej.
  7. W niniejszym badaniu uwzględnij następujące parametry chodu: średnia powierzchnia odbitki lewej przedniej łapy (średnia wielkość odcisku stopy w całym cyklu podparcia), maksymalna powierzchnia podparcia lewej przedniej łapy (maksymalna wielkość odcisku stopy w całym cyklu podparcia) oraz nacisk podczas podparcia lewej przedniej łapy (odzwierciedlający względną intensywność nacisku łapy w fazie podparcia, zarejestrowany przez system analizy chodu).
    ​UWAGA: Zarejestruj trzy poprawne sekwencje chodu dla każdego szczura i do analizy wykorzystaj średnią z trzech pomiarów.

8. Barwienie HE tkanek korzeni nerwowych

UWAGA: Po testach behawioralnych w 15. dniu po operacji modelowej należy pobrać próbki tkanki korzenia nerwowego do barwienia HE.

  1. Znieczulić szczury poprzez doszpikowe wstrzyknięcie 2% pentobarbitalu sodu (0,3 mL/100 g), a następnie przeprowadzić perfuzję transkardialną paraformaldehydem.
  2. Wypreparować korzenie nerwów rdzeniowych C6–T1 i zanurzyć tkankę w 4% paraformaldehydzie w temperaturze 4 °C w celu post-fiksacji przez 48 h.
    OSTRZEŻENIE: Paraformaldehyd należy traktować jako substancję drażniącą; pracować w dobrze wentylowanym pomieszczeniu lub pod wyciągiem chemicznym.
  3. Płukać utrwaloną tkankę korzeni nerwowych pod bieżącą wodą kranową przez 1 h w celu usunięcia pozostałości utrwalacza.
  4. Poddać tkankę stopniowemu odwadnianiu w etanolu, przeprowadzić sekwencyjne przejaśnianie w ksylenie (I) i ksylenie (II), zalać parafiną i wykonać skrawki o grubości 3–5 µm. Suszyć skrawki w temperaturze 65 °C.
  5. Odparafinować skrawki sekwencyjnie w ksylenie (I) i ksylenie (II) przez 8 min każdego z nich. Rehydratować skrawki w serii stężeń etanolu (100% przez 15 min, 95% przez 5 min, 80% przez 5 min, 70% przez 3 min), a następnie zanurzyć w wodzie destylowanej przez 2 min.
  6. Barwić skrawki roztworem hematoksyliny przez 5 s, a następnie płukać w bieżącej wodzie przez 2 min w celu usunięcia nadmiaru barwnika.
  7. Diferencjować skrawki w wodzie destylowanej przez 30 s. Zanurzyć skrawki w 70% etanolu na 10 s, a następnie w 80% etanolu na 10 s.
  8. Barwić skrawki roztworem eozyny przez 4 min, a następnie płukać pod bieżącą wodą w celu usunięcia powierzchownego barwnika. Odwadniać skrawki w stopniowanych stężeniach etanolu (70% przez 10 s, 80% przez 10 s, 95% przez 10 s, 100% przez 160 s) i przejaśniać w ksylenie przez 4 min.
  9. Zamontować preparaty przy użyciu żywicy neutralnej.
  10. Ocenić zmiany patologiczne i morfologiczne tkanki korzeni nerwów rdzeniowych pod mikroskopem świetlnym przy powiększeniu 400× i wykonać zdjęcia mikroskopowe z reprezentatywnych pól widzenia.

9. Analiza statystyczna

  1. Przeprowadzić analizy statystyczne przy użyciu oprogramowania SPSS. Zmienne ciągłe o rozkładzie normalnym przedstawić jako średnia ± odchylenie standardowe.
  2. Przy założeniu normalności rozkładu i jednorodności wariancji, przeanalizować progi wycofania mechanicznego za pomocą analizy wariancji z powtórnymi pomiarami, a parametry chodu za pomocą jednoczynnikowej analizy ANOVA. Wykonać post hoc porównania parzyste między grupami przy użyciu testu najmniejszej istotnej różnicy (LSD).
  3. Zastosować testy nieparametryczne w przypadku niespełnienia założeń dotyczących rozkładu normalnego lub jednorodności wariancji.
  4. Różnice uznać za istotne statystycznie przy p < 0,05.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Oceny progu wycofania mechanicznego (MWT) wykazały porównywalne wartości wyjściowe we wszystkich grupach przed indukcją modelu. W 3. dniu po modelowaniu i operacji pozorowanej (sham) nie zaobserwowano istotnej różnicy między grupą sham a grupą kontrolną (p > 0,05). Z kolei zarówno w grupie modelowej, jak i grupie poddanej akupotomii, odnotowano wyraźny spadek MWT w stosunku do grupy sham (p < 0,01, Rysunek 4). Po zakończeniu leczenia w grupie akupotomii stwierdzono is...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Wybór odpowiedniego modelu zwierzęcego jest warunkiem koniecznym do wyjaśnienia patogenezy spondylozy szyjnej (CS) oraz do rygorystycznej oceny interwencji terapeutycznych. Obecnie powszechnie stosowana jest metoda wprowadzenia nylonowej nici do kanału kręgowego ze względu na jej zalety w postaci względnej prostoty, krótkiego cyklu modelowania oraz wysokiej powtarzalności i niezawodności15,20. W tym podejściu do kanału kręgowego szczura implantuje się materiał ko...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Wszyscy autorzy zadeklarowali brak potencjalnych konfliktów interesów.

Podziękowania

Niniejsze badanie było wspierane przez Narodowy Kluczowy Program Badawczo-Rozwojowy Chin (Grant nr 2023YFC3502703) oraz Kluczowy Projekt Wspólnego Funduszu Innowacji i Rozwoju Fundacji Nauk Przyrodniczych Prowincji Hubei (Grant nr 2024AFD271).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
strzykawka 0,5 mlHebei Yunsheng Biotechnology Co., LtdSN-04442
strzykawka 1 mlShanghai Zhiyu Medical Equipment Co., LTDZSQ-1
Szew 4-0 z igłą, jednoręczny (4×12)SZKŁOJZZSX193
75% alkoholShandong Anjie Gaoke Disinfection Technology Co. LTD75-500 ml
Igła do akupotomiiBeijing Huaxia Blue Chip Biotechnology Co., Ltd.HY0440
Preparat na szkiełku z przylepaniemCITOTEST188105
System akwizycji i analizy sygnałów biologicznychTechmanBL-420N
System akwizycji i analizy sygnałów biologicznych (oprogramowanie)TechmanBL-420N wersja 3.0.0.237
Szkiełko nakrywkoweCitotest Labware Manufacturing Co.,Ltd10212432C
Suszarka do produktówDIAPATHDonatello
Waga elektronicznaMettler-ToledoME203E/02
Elektrotermiczna suszarka z wymuszonym obiegiem powietrzaLaboratoriumGEL-70
Aparat do zatapianiaWuhan Junjie Electronics Co., LtdJB-P5
Ekologiczny transparentny płyn do usuwania woskuServicebioG1128-1L
Antystatyczne pęsety ze stali nierdzewnej w kolorze czarnym (z zakrzywioną końcówką)solomenESD-15
EtanolSCRC100092683
Wacik bawełniany beztłuszczowyCaoxian Hualu Sanitary Material Co. LTDTZMQ-500
Zestaw do barwienia stałego HD hematoksyliną i eozyną (HE) ServicebioG1076
Kleszczyki hemostatycznesolomenB0557
IBM SPSS StatisticsIBM CorporationWersja 22.0
System obrazowaniaNikonNIKON DS-U3
JodoforShandong Anjie Gaoke Disinfection Technology Co. LTDDF-500
IzofluranRWD life scienceR510-22-10
Rękawiczki lateksoweBeijing Ruijing Latex Products Co. LTDRJJC-S
Urządzenie do mechanicznego testu nakłuwania łapypodstawa KewKW-CT-1
Kleszczyki medyczneAIZANCHENGAZN00008
Kleszczyki hemostatyczne typu MosquitoServicebioQX1310D
Guma neutralnaSCRC10004160
Sól fizjologicznaSHIMENSLYS-500ml
Nożyczki okulistycznesolomenB0754
Parafina w płynieMacklin8012-95-1
Fiksator paraformaldehydowy (neutralny)ServicebioG1101
Szatkownica patomorfologicznaShanghai Leica Instrument Co., LtdRM2016
Penicylina G sodyczna do wstrzykiwańJilin Huamu Animal Health Product Co., Ltd.Numer zezwolenia na dopuszczenie do obrotu leku weterynaryjnego 070011248
Roztwór poli-L-lizynyShanghai Yuanye Biotechnology Co., Ltd.R23126-50ml
Trymer do gryzonisolomenB1564
System obrazowania i analizy chodu gryzoniPomysłowyTreadScan; BCamCapture
System obrazowania i analizy chodu gryzoni (oprogramowanie)BłyskotliwyTreadScan wersja 4.00; BCamCapture wersja 3.00
szczury SDBeijing Sibefei Biotechnology Co., LtdA102
Aparat do znieczulania małych zwierząt YuYAN ABM
Sterylizator parowy (autoklaw)YamatoSQ810C
Skalpel chirurgicznysolomenB1177
Maska chirurgicznazwycięzcaWJKZ-1
Igłotrzymacz chirurgicznysolomenB0772
Nożyczki chirurgiczneSZKŁOJZZSX-ZC544R
Rozwierak do tkanekZhejiang Kehua Instrument Co., Ltd KD-P
System doczyszczania wody ultra czystejWoda Aiken ElAK-RO-C2
Uniwersalny utrwalacz tkanek (neutralny)ServicebioG1101-15ML
Mikroskop optyczny pionowyNikonNIKON ECLIPSE E100
KsylenSCRC10023418

Bibliografia

  1. Theodore N. Degenerative cervical spondylosis. N Engl J Med. 2020;383(2):159-68.
  2. Yeshna, Singh M, Monika, Kumar A, Garg V, Jhawat V. Pathophysiology and emerging therapeutic strategies for cervical spondylosis: the role of pro-inflammatory mediators, kinase inhibitors, and organogel-based drug delivery systems. Int Immunopharmacol. 2025;151:114350.
  3. Nouri A, Tetreault L, Singh A, Karadimas SK, Fehlings MG. Degenerative cervical myelopathy: epidemiology, genetics, and pathogenesis. Spine (Phila Pa 1976). 2015;40(12):E675-93.
  4. Lakhapate SS, Devade OA, Redasani VK. A brief review on cervical spondylosis. J Drug Deliv Ther. 2025;15(7):144-149.
  5. Chen B, et al. Acupotomy versus acupuncture for cervical spondylotic radiculopathy: protocol of a systematic review and meta-analysis. BMJ Open. 2019;9(8):e029052.
  6. Yang F, Li WX, Liu Z, Liu L. Balance chiropractic therapy for cervical spondylotic radiculopathy: study protocol for a randomized controlled trial. Trials. 2016;17(1):513.
  7. Woods BI, Hilibrand AS. Cervical radiculopathy: epidemiology, etiology, diagnosis, and treatment. J Spinal Disord Tech. 2015;28(5):E251-259.
  8. Kartha S, Weisshaar CL, Philips BH, Winkelstein BA. Pre-treatment with meloxicam prevents the spinal inflammation and oxidative stress in DRG neurons that accompany painful cervical radiculopathy. Neuroscience. 2018;388:393-404.
  9. Harirforoosh S, Asghar W, Jamali F. Adverse effects of nonsteroidal anti-inflammatory drugs: an update of gastrointestinal, cardiovascular and renal complications. J Pharm Pharm Sci. 2013;16(5):821-847.
  10. Jiang G, Wan B, Huang W, Chen L, Duan B, Wang Y. Influence of acupotomy loosing on IL-6, IL-10 and TNF-α in synovial fluid of rheumatoid arthritis patients with elbow joint stiffness. World J Acupunct Moxibustion. 2018;28(2):91-96.
  11. Sun J, et al. Acupotomy therapy for knee osteoarthritis pain: systematic review and meta-analysis. Evid Based Complement Alternat Med. 2020;2020:2168283.
  12. Hu J, Tong H, Zhang J, Jiang L. Acupotomy for musculoskeletal pain: exploring therapeutic potential and future directions. J Pain Res. 2025;18:3027-3036.
  13. Kwon CY, Yoon SH, Lee B. Clinical effectiveness and safety of acupotomy: an overview of systematic reviews. Complement Ther Clin Pract. 2019;36:142-152.
  14. Lijian Z, Zhen Z, Yuan Y, Nachuan Z. Ultrasound-guided acupotomy for cervical spondylosis: a systematic review and meta-analysis based on GRADE quality assessment. Front Pain Res (Lausanne). 2025;6:1654265.
  15. Shi T, et al. Acupuncture relieves cervical spondylosis radiculopathy by regulating spinal microglia activation through MAPK signaling pathway in rats. J Pain Res. 2023;16:3945-3960.
  16. Mogil JS. Animal models of pain: progress and challenges. Nat Rev Neurosci. 2009;10(4):283-294.
  17. Yamauchi M, Sekiyama H, Shimada SG, Collins JG. Halothane suppression of spinal sensory neuronal responses to noxious peripheral stimuli is mediated, in part, by both GABA(A) and glycine receptor systems. Anesthesiology. 2002;97(2):412-417.
  18. Li Q, Mathena RP, Eregha ON, Mintz CD. Effects of early exposure of isoflurane on chronic pain via the mammalian target of rapamycin signal pathway. Int J Mol Sci. 2019;20(20):5102.
  19. Boegel K, Gyulai FE, Moore KK, Gold MS. Deleterious impact of a γ-aminobutyric acid type A receptor-preferring general anesthetic when used in the presence of persistent inflammation. Anesthesiology. 2011;115(4):782-790.
  20. Liguo Z, Bin T, Xu W, He Y. Research progression and evaluation of an animal model of cervical radiculopathy. Chin J Tissue Eng Res. 2018;22(35):5700-5705.
  21. Caridi JM, Pumberger M, Hughes AP. Cervical radiculopathy: a review. HSS J. 2011;7(3):265-272.
  22. Liu DL, et al. Chronic cervical radiculopathic pain is associated with increased excitability and hyperpolarization-activated current (Ih) in large-diameter dorsal root ganglion neurons. Mol Pain. 2017;13:1744806917707127.
  23. Rothman SM, Winkelstein BA. Chemical and mechanical nerve root insults induce differential behavioral sensitivity and glial activation that are enhanced in combination. Brain Res. 2007;1181:31-43.
  24. Rothman SM, Huang Z, Lee KE, Weisshaar CL, Winkelstein BA. Cytokine mRNA expression in painful radiculopathy. J Pain. 2009;10(1):90-99.
  25. Hubbard RD, Winkelstein BA. Transient cervical nerve root compression in the rat induces bilateral forepaw allodynia and spinal glial activation: mechanical factors in painful neck injuries. Spine (Phila Pa 1976). 2005;30(17):1924-1932.
  26. Costigan M, Scholz J, Woolf CJ. Neuropathic pain: a maladaptive response of the nervous system to damage. Annu Rev Neurosci. 2009;32:1-32.
  27. Vrinten DH, Hamers FFT. "CatWalk" automated quantitative gait analysis as a novel method to assess mechanical allodynia in the rat: a comparison with von Frey testing. Pain. 2003;102(1-2):203-209.
  28. Gonçalves LI, Oliveira Junior PH, Baima JPS. Cervical radiculopathy for neurologists: the role of electrodiagnosis. Arq Neuropsiquiatr. 2025;83(10):s00451812893.
  29. Tong HC. Incremental ability of needle electromyography to detect radiculopathy in patients with radiating low back pain using different diagnostic criteria. Arch Phys Med Rehabil. 2012;93(6):990-992.
  30. Lee SJ, Han TR, Hyun JK, Jeon JY, Myong NH. Electromyographic findings in nucleus pulposus-induced radiculopathy in the rat. Spine (Phila Pa 1976). 2006;31(18):2053-2058.
  31. Fisher MA. Electrophysiology of radiculopathies. Clin Neurophysiol. 2002;113(3):317-35.
  32. Miller AL, Golledge HDR, Leach MC. The influence of isoflurane anaesthesia on the rat grimace scale. PLoS One. 2016;11(11):e0166652.
  33. Medeiros MA, Canteras NS, Suchecki D, Mello LEAM. c-fos expression induced by electroacupuncture at the Zusanli point in rats submitted to repeated immobilization. Braz J Med Biol Res. 2003;36(12):1673-1684.
  34. Grissom N, Kerr W, Bhatnagar S. Struggling behavior during restraint is regulated by stress experience. Behav Brain Res. 2008;191(2):219-226.
  35. Grissom N, Bhatnagar S. Habituation to repeated stress: get used to it. Neurobiol Learn Mem. 2009;92(2):215-224.
  36. Gray M, Bingham B, Viau V. A comparison of two repeated restraint stress paradigms on hypothalamic-pituitary-adrenal axis habituation, gonadal status and central neuropeptide expression in adult male rats. J Neuroendocrinol. 2010;22:92-101.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Terapia akupotomiąmodel szczurzyucisk korzenia nerwowegoanaliza elektromiograficznaanaliza chodumechaniczny próg wycofaniahistopatologia korzenia nerwowego
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.