Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Obrazowanie transportu płynu mózgowo-rdzeniowego za pomocą rezonansu magnetycznego z kontrastem poprzez infuzję dokomorową u gryzoni

79 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/72175

⸱

28 sierpnia 2026

 ,  , 
1Department of Electrical, Computer, and Systems Engineering, Case Western Reserve University, 2Department of Biomedical Engineering, Case Western Reserve University, 3Department of Radiology, Case Western Reserve University, 4Department of Physiology and Biophysics, Case Western Reserve University

W tym artykule

Podsumowanie

Niniejszy artykuł przedstawia protokół kaniulacji komór bocznych i infuzji znacznika, dostosowany do badań dynamicznego wzmocnienia kontrastowego w rezonansie magnetycznym (DCE-MRI) u gryzoni. Protokół ten umożliwia ciągłe podawanie znacznika podczas akwizycji obrazów, co pozwala na mapowanie transportu znacznika w całym mózgu oraz jego usuwania z tkanki mózgowej w ramach jednej, nieprzerwanej sesji obrazowania.

Streszczenie

Kaniulacja domięśniowa (ICV) umożliwia dostarczanie egzogennych znaczników lub środków terapeutycznych bezpośrednio do komory bocznej, która jest miejscem rozpoczęcia drogi krążenia płynu mózgowo-rdzeniowego (CSF). Wprowadzone cząsteczki są transportowane przez przepływ masowy CSF przez komory do przestrzeni podpajęczynówkowej, a następnie przenikają do miąższu mózgu via przestrzeń okołonaczyniową. Jednak konwencjonalne metody kaniulacji ICV zazwyczaj wykorzystują kaniule ferromagnetyczne, które są niekompatybilne z badaniami MRI, co wymaga przeprowadzania infuzji poza skanerem i usunięcia kaniuli przed obrazowaniem. Czas potrzebny na transport zwierzęcia i przygotowanie do obrazowania często prowadzi do utraty początkowej i prawdopodobnie najważniejszej fazy transportu znacznika. W niniejszej pracy opisujemy protokół kaniulacji i infuzji ICV dla gryzoni, kompatybilny z MRI, który umożliwia ciągłe dostarczanie znacznika wewnątrz skanera podczas dynamicznego obrazowania MRI. Linia infuzyjna jest wykonana w całości z materiałów niemagnetycznych, co pozwala na nieprzerwane pozyskiwanie obrazów w ramach jednej sesji. Podejście to jest odpowiednie do dynamicznych badań MRI z kontrastem w celu analizy dynamiki CSF, transportu glimfatycznego, klirensu substancji rozpuszczonych oraz intratekalnego podawania leków.

Wprowadzenie

Mózg jest jednym z najbardziej aktywnych metabolicznie i dynamicznych organów w organizmie, nieustannie generującym produkty przemiany materii, które muszą być efektywnie usuwane w celu utrzymania prawidłowej funkcji neuronów1. Nagromadzenie odpadów metabolicznych jest cechą charakterystyczną neurodegeneracji i starzenia się mózgu2. Układ glimfatyczny odgrywa centralną rolę w tym procesie oczyszczania, ułatwiając usuwanie produktów ubocznych metabolizmu i toksycznych odpadów poprzez masowy przepływ płynu mózgowo-rdzeniowego (CSF) oraz wymianę CSF z płynem śródmiąższowym (ISF)3,4,5, co jest wspomagane przez kanały wodne akwaporyny-4 (AQP4) zlokalizowane na stopkach astrocytów6. Znaczną wiedzę na temat dynamiki CSF uzyskano poprzez badanie transportu różnych znaczników CSF. Dynamiczny rezonans magnetyczny z kontrastem (DCE-MRI) z wykorzystaniem środków kontrastowych opartych na gadolinie (GBCAs) jest szczególnie odpowiedni do oceny transportu znaczników w całym mózgu7,8. Relewantność kliniczna tego podejścia została wykazana w badaniach translacyjnych u ludzi. Do oceny dynamiki CSF w ludzkim mózgu wykorzystano dożylną administrację GBCAs, po której następowały seryjne badania MRI9. Kolejne prace wykazały transport znaczników w całym mózgu, a następnie ich oczyszczenie w ciągu nocy10. Podejście to zastosowano niedawno w celu ujawnienia upośledzonego periarterialnego transportu znaczników u osób z obniżoną rezerwą ciśnieniowo-objętościową wewnątrzczaszkową, a także u pacjentów z idiopatycznym wodogłowiem normotensyjnym11. Badania te ustanawiają DCE-MRI transportu znaczników CSF jako podejście możliwe do przełożenia na praktykę kliniczną i motywują do opracowania rygorystycznych, powtarzalnych metod przedklinicznych do mechanistycznych badań nad regulacją dynamiki CSF i oczyszczaniem z odpadów.

Kaniulacja do cysterny wielkiej (ICM) jest powszechnie stosowana w badaniach nad układem glimfatycznym w celu podania znaczników12Jednakże tylko około 20% dostarczonych GBCAs poprzez droga ta transportuje substancje do miąższu mózgu, przy czym większość z nich odpływa bezpośrednio do kręgosłupa lub naczyń limfatycznych8Podejście to niesie również ryzyko uszkodzenia móżdżku lub pnia mózgu, a unieruchomienie kaniuli na potrzeby badań podłużnych pozostaje wyzwaniem technicznym. Kanulacja dojamochowa (ICV) stała się bardziej niezawodną alternatywą.13,14,15Niedawne badanie wykazało powtarzalność tej metody oraz jej kluczowe zalety w dostarczaniu znaczników fluorescencyjnych, w tym stabilną fiksację kaniuli, która umożliwia swobodne poruszanie się zwierzęcia i pozwala na wielokrotne iniekcje znacznika w badaniach podłużnych.13.

Pomimo tych zalet, istniejące protokoły kaniulacji ICV nie są bezpośrednio kompatybilne z badaniami MRI16. Ponieważ kaniulacja ICV wymaga penetracji miąższu mózgu, zazwyczaj stosuje się kaniule ferromagnetyczne, które powodują występowanie silnych artefaktów podatności w obrazach MRI. W rezultnya infuzja znacznika musi być przeprowadzona poza skanerem, a kaniulę należy usunąć przed przeniesieniem zwierzęcia do obrazowania. Typowy schemat postępowania obejmuje wykonanie skanu bazowego, wyjęcie zwierzęcia w celu kaniulacji i infuzji znacznika, a następnie ponowne ustawienie zwierzęcia do kolejnych skanów dynamicznych. Taki przerwany proces uniemożliwia ciągłą akwizycję z referencją do stanu bazowego i wprowadza błędy w pozycjonowaniu, które mogą zakłócić kinetyczną analizę w skali woksela. Co ważniejsze, ponieważ wczesna faza wychwytu jest zazwyczaj najbardziej dynamicznym, a zarazem przejściowym etapem kinetyki znacznika, przenoszenie zwierzęcia i przygotowanie skanera w tym oknie czasowym skutkuje utratą najbardziej informatywnych danych.

W niniejszym opracowaniu przedstawiamy protokół, który rozwiązuje te ograniczenia poprzez zintegrowanie kompatybilnej z MRI linii infuzyjnej do komór bocznych (ICV) z możliwością podawania środka kontrastowego bezpośrednio w skanerze, co umożliwia ciągłe dynamiczne obrazowanie MRI u gryzoni. Podejście to pozwala na ilościowe mapowanie transportu znacznika w płynie mózgowo-rdzeniowym (CSF) w całym mózgu podczas jednej, nieprzerwanej sesji obrazowania. Protokół ten jest odpowiedni do badania dynamiki CSF w całym mózgu, transportu glimfatycznego oraz kinetyki usuwania substancji rozpuszczonych. Choć opisano go tutaj dla dorosłych szczurów, protokół można dostosować do myszy, wprowadzając odpowiednie korekty współrzędnych kaniulacji oraz parametrów infuzji15.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Opisany poniżej protokół został zatwierdzony przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt (IACUC) Uniwersytetu Case Western Reserve (A-3145-01-2023-0015), zgodnie z Wytycznymi dotyczącymi opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych oraz Polityką Publicznej Służby Zdrowia w zakresie humanitarnej opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych. Wykorzystane odczynniki i sprzęt wymieniono w Tabeli materiałów.

1. Przygotowanie linii infuzyjnej

  1. Za pomocą ząbkowanych nożyczek odciąć 30-mm odcinek miedzianej kaniuli oraz 2-m odcinek rurki polietylenowej (PE).
  2. Pod mikroskopem delikatnie rozszerzyć jeden koniec rurki PE za pomocą igły 30 G, następnie wsunąć miedzianą kaniulę w rozszerzony koniec i zabezpieczyć połączenie klejem cyjanoakrylowym. Przeciwny koniec rurki PE połączyć z igłą 30 G.
    UWAGA: Miedź jest wysoce plastyczna; należy uważać, aby nie zmiażdżyć światła kaniuli podczas cięcia. Podczas montażu należy unikać odkształcania kaniuli lub przebicia rurki. Długość rurki PE powinna umożliwiać umieszczenie pompy strzykawkowej poza polem rozproszonym skanera.
  3. Wypełnić zestaw kaniula-rurka odgazowanym roztworem znacznika i podłączyć go do strzykawki Hamiltona o pojemności 50 µL. Końcówkę strzykawki owinąć taśmą uszczelniającą z politetrafluoroetylenu (PTFE), aby zapobiec wyciekom. Należy zachować ostrożność, aby nie wprowadzić pęcherzyków powietrza podczas tego procesu.
  4. Zamontować strzykawkę Hamiltona w pompie strzykawkowej i pobrać do strzykawki dodatkowe 30 µL roztworu znacznika.

2. Procedura kanulacji

  1. Zważ szczura i podaj znieczulenie poprzez zastrzyk doszpikowy z ketaminą (90 mg/kg) i ksylazyną (10 mg/kg). Potwierdź odpowiednią głębokość znieczulenia za pomocą odruchu wycofywania łapy po uciśnięciu palca. W razie potrzeby uzupełnij dawkę o jedną trzecią dawki początkowej i sprawdź ponownie przed kontynuowaniem procedury.
  2. Wygol głowę i szyję, usuń luźne włosy i zdezynfekuj odsłoniętą skórę wacikami nasączonymi 70% etanolem.
  3. Ustabilizuj szczura w ramie stereotaktycznej i umieść pod zwierzęciem mata grzewczą przykrytą papierem chłonnym. Nałóż maść oftalmiczną do obu oczu, aby zapobiec wysychaniu rogówki.
  4. Dostosuj zacisk do nosa, aby wypoziomować czaszkę. Wykonaj nacięcie w linii pośrodkowej i odsunąć skórę za pomocą czterech klamer hemostatycznych, aby odsłonić bregma i lambda. Nanieś 3% nadtlenek wodoru na czaszkę, aby usunąć pozostałości okostnej i zwiększyć widoczność punktów orientacyjnych.
    UWAGA: Precyzyjne wypoziomowanie czaszki jest kluczowe dla powtarzalnego umieszczenia kaniuli. Jako praktyczny środek kontroli jakości porównaj współrzędne mediolateralne (ML) i dorsoventralne (DV) w punktach bregma i lambda: jeśli czaszka jest prawidłowo wypoziomowana, różnica między tymi dwoma punktami orientacyjnymi nie powinna przekraczać 0.2 mm w osi ML lub DV.
  5. Zamocuj wiertarkę elektryczną z cienkim wiertłem do ramienia stereotaktycznego i upewnij się, że ramię jest mocno zablokowane.
  6. Ustaw wiertło w punkcie bregma, a następnie przesuń je o 0.7 mm w kierunku tylnym i 1.4 mm bocznie w prawo. Obniż wiertło, aż dotknie powierzchni czaszki, i zapisz współrzędną DV.
  7. Pod obserwacją mikroskopową przesuwaj wiertło w przyrostach 0.1 mm. Przerwij wiercenie natychmiast po przebiciu czaszki (typowa grubość czaszki u dorosłych szczurów wynosi 0.3–0.4 mm).
  8. Zastąp wiertło wcześniej załadowaną kaniulą na ramieniu stereotaktycznym. Krótko uruchom pompę infuzyjną, aż płyn zacznie wypływać z końcówki kaniuli, co potwierdzi drożność kanału.
  9. Upewnij się, że kaniula jest zamontowana prostopadle do powierzchni czaszki, a następnie wyrównaj ją nad otworem wiertniczym. Wprowadź kaniulę z prędkością 0.1 mm/s do końcowej głębokości docelowej 3.5 mm poniżej powierzchni opony twardej.
  10. Nałóż kroplę kleju tkankowego na miejsce styku kaniuli z czaszką. Po utwardzeniu kleju zamknij nacięcie skóry szwami i delikatnie zegnij miedzianą kaniulę równolegle do powierzchni czaszki, aby uniknąć kontaktu z cewką MRI.

3. Konfiguracja MRI i akwizycja dynamiczna

  1. Umieść cewkę nadawczą objętościową w izocentrum skanera.
  2. Przenieś zwierzę do kompatybilnej z MRI podstawki w pozycji brzusznej. Podłącz system monitorowania fizjologicznego, w tym czujnik oddechowy i rektalną sondę temperatury. Włącz cyrkulacyjną kąpiel wodną w celu utrzymania temperatury ciała na poziomie ~37 °C.
  3. Utrzymuj odpowiednią anestezję przez cały czas trwania sesji skanowania, stosując dodatkowy izofluran podawany przez stożek nosowy. Dostosuj stężenie izofluranu w zakresie od 0,25% do 1,0%, aby utrzymać częstość oddechów na poziomie 50–70 oddechów/min.
    UWAGA: Anestezja ketaminą i ksylazyną podana przed zabiegiem kaniulacji zapewni resztkową sedację podczas początkowego przenoszenia do podstawki MRI. Wprowadzaj izofluran stopniowo i stale monitoruj częstość oddechów podczas skanowania.
    OSTRZEŻENIE: Izofluran jest substancją lotną, która stwarza zagrożenie przy wdychaniu; stosuj aktywny system odprowadzania gazów i minimalizuj ekspozycję personelu.
  4. Umieść pompę infuzyjną poza polem rozproszonym magnesu, ustaw szybkość infuzji na 1 µL/min, a czas trwania infuzji na 20 min, co odpowiada całkowitej objętości infuzji 20 µL. Ostrożnie ułóż i zabezpiecz linię infuzyjną wzdłuż podstawki, aby zapobiec napięciu i przesunięciu.
    OSTRZEŻENIE: Przedmioty ferromagnetyczne mogą stać się niebezpiecznymi pociskami, gdy zostaną umieszczone w pobliżu skanera MRI. Wszystkie urządzenia niekompatybilne z MRI należy trzymać poza polem rozproszonym.
  5. Zamocuj cewkę powierzchniową bezpośrednio nad grzbietową częścią czaszki, centrując ją na mózgu. Umieść mały kawałek papieru chłonnego między cewką a miejscem nacięcia, aby wchłonąć ewentualny wyciek z rany.
  6. Wsuń podstawkę do magnesu, aż mózg znajdzie się w izocentrum. Upewnij się, że linia infuzyjna i przewody monitorowania fizjologicznego nie są zablokowane.
  7. Wykonaj wstępną konfigurację skanera i uzyskaj obrazy anatomiczne, aby potwierdzić prawidłowe umieszczenie kaniuli.
  8. Po uzyskaniu obrazów bazowych, jednocześnie uruchom pompę infuzyjną oraz skan dynamiczny i kontynuuj akwizycję przez łącznie 3 h (szczegóły akwizycji znajdują się w Tabeli 1).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Stanowisko chirurgiczne jest skonfigurowane w sposób umożliwiający precyzyjne ustawienie wiertła w celu skierowania go do komory bocznej (0.7 mm tylnie i 1.4 mm bocznie od bregma; Rycina 1A,D). Linia infuzyjna składa się z 30-mm miedzianej kaniuli, 2-m odcinka rurki PE oraz igły 30 G podłączonej do strzykawki Hamiltona (Rycina 1B). Zwiększona długość rurki pozwala na umieszczenie pompy strzykawkowej poza obszarem pola rozproszonego skanera. Po w...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Opisany tutaj protokół integruje kanulację ICV z infuzją w skanerze i dynamicznym obrazowaniem MRI, co umożliwia ilościową ocenę transportu znacznika CSF w całym mózgu podczas jednej sesji obrazowania. Wartość, a także ograniczenia infuzji ICV, najlepiej oceniać w porównaniu z infuzją ICM. Infuzja ICM pozwala uniknąć kanulacji transparenchymalnej i jestTherefore mniej inwazyjna. Jednakże, ponieważ cysterna magna znajduje się w głównym nurcie drogi krążenia CSF, infuzja ICM, zwłaszcza przy wyższych szybkościach infuzji, m...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie deklarują żadnych konfliktów interesów.

Podziękowania

Praca ta była wspierana przez National Institutes of Health w ramach grantów o numerach R01NS124206 i RF1AG094791. Treść opracowania jest wyłączną odpowiedzialnością autorów i niekoniecznie odzwierciedla oficjalne stanowisko National Institutes of Health. Rycina 4 została stworzona za pomocą BioRender.com.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Igła hipodermiczna 30 G x 1 cal z plastikowym piastemExel26439
50 µL, strzykawka gazoszczelna, końcówka Luer (LT)Hamilton80901
Wąskie pęsety anatomiczneFine Science Tools11003-12
Sztuczny płyn mózgowo-rdzeniowySpis treści3525
Attane Isofluran 1000 mg/gScanVet55226
Miedziana kapilara o średnicy zewnętrznej 0,32 mm × średnica wewnętrzna 0,16 mmNippon Tokushukan Mfg. Co., Ltd.C1220-11-109
Klip miedzianyIEUYOFEBA 1801
Patyczek higienicznyPurytanin868-WCS
Dotarem (meglumin gadoteratu) do zastrzyków, 0,5 mmol/mlGuerbetNDC 67684-2001-1
WiertarkaForedomModel SR
WiertłoFine Science Tools19007-05
Uchwyt wiertłaStoelting51630
Pincety medyczne DumontFine Science Tools11252-00, 11253-20
Maść do oczuRugbyNDC 0536
System E-Z Anesthesia EZ-7000 ClassicE-Z SystemsEZ-7000
Pinceta GraefegoFine Science Tools11052-10,11152-10
Podkładka grzewczaBraintree Scientific5381
Zestaw do kauteryzacji wysokotemperaturowejFine Science Tools18010-00
Ketaminol Vet 100 mg/mL (ketamina)Intervet International BV511519
Klej silikonowy KWIK-SIL, o niskiej toksyczności, zestawWorld Precision InstrumentsKWIK-SIL
Igła 5/8 cala jednorazowa, sterylna, 26 GBD305115
Przewód polietylenowy o średnicy zewnętrznej 0,61 mm × śr. wewn. 0,28 mmScandidactSKU252
Rompin Vet 20 mg/mL (ksylazyna)KVP Pharma + Veterinär Produkte GmbH148999
Ostrza skalpelaFine Science Tools10023-00
NożyczkiFine Science Tools91460-11, 14007-14
SzpatułkaFine Science Tools10090-13
Stereotaktyczna rama operacyjnaStoelting51600U
Igłotrzymacz chirurgicznyAgnTho’s12502-12
Pompa strzykawkowaSystem pomp nowej eryNE-4000
Xylocain 20 mg/mL (lidokaina)AstraZeneca158543

Bibliografia

  1. Balasubramanian V. Brain power. Proc Natl Acad Sci U S A. 2021;118:e2107022118.
  2. Mattson MP, Arumugam TV. Hallmarks of brain aging: adaptive and pathological modification by metabolic states. Cell Metab. 2018;27:1176-1199.
  3. Iliff JJ, Wang M, Liao Y, Plogg BA, Peng W, Gundersen GA, et al. A paravascular pathway facilitates CSF flow through the brain parenchyma and the clearance of interstitial solutes, including amyloid β. Sci Transl Med. 2012;4. doi:10.1126/scitranslmed.3003748.
  4. Nedergaard M. Garbage truck of the brain. Science. 2013;340:1529-1530.
  5. Benveniste H, Lee H, Volkow ND. The glymphatic pathway: waste removal from the CNS via. cerebrospinal fluid transport. Neuroscientist. 2017;23:454-465.
  6. Mestre H, Hablitz LM, Xavier AL, Feng W, Zou W, Pu T, et al. Aquaporin-4-dependent glymphatic solute transport in the rodent brain. eLife. 2018;7:e40070.
  7. Iliff JJ, Lee H, Yu M, Feng T, Logan J, Nedergaard M, et al. Brain-wide pathway for waste clearance captured by contrast-enhanced MRI. J Clin Invest. 2013;123:1299-1309.
  8. Benveniste H, Lee H, Ozturk B, Chen X, Koundal S, Vaska P, et al. Glymphatic cerebrospinal fluid and solute transport quantified by MRI and PET imaging. Neuroscience. 2021;474:63-79.
  9. Eide PK, Ringstad G. MRI with intrathecal MRI gadolinium contrast medium administration: a possible method to assess glymphatic function in human brain. Acta Radiol Open. 2015;4:2058460115609635.
  10. Ringstad G, Valnes LM, Dale AM, Pripp AH, Vatnehol SAS, Emblem KE, et al. Brain-wide glymphatic enhancement and clearance in humans assessed with MRI. JCI Insight. 2018;3:e121537.
  11. Eide PK, Ringstad G. Functional analysis of the human perivascular subarachnoid space. Nat Commun. 2024;15:2001.
  12. Xavier ALR, Hauglund NL, von Holstein-Rathlou S, Li Q, Sanggaard S, Lou N, et al. Cannula implantation into the cisterna magna of rodents. J Vis Exp. 2018;(135):57378.
  13. Gahn-Martinez D, Giannetto MJ, Chang E, Beam N, Tobin P, Plá V, et al. Chronic intraventricular cannulation for the study of glymphatic transport. eNeuro. 2025;12:ENEURO.0537-24.2025.
  14. Decker Y, Müller A, Proulx ST. Contrast agent clearance dynamics and diffusion in the mouse brain after ventricular administration. Adv Sci (Weinh). 2025;12:2501502.
  15. Zhu Y, Zhu J, Ni C, Chen A, Li L, Gao Y, et al. Impact of infusion conditions and anesthesia on CSF tracer dynamics in mouse brain. Fluids Barriers CNS. 2026;23:23.
  16. DeVos SL, Miller TM. Direct intraventricular delivery of drugs to the rodent central nervous system. J Vis Exp. 2013;(75):50326.
  17. Ding G, Chopp M, Li L, Zhang L, Davoodi-Bojd E, Li Q, et al. MRI investigation of glymphatic responses to Gd-DTPA infusion rates. J Neurosci Res. 2018;96:1876-1886.
  18. Stanton EH, Persson NDÅ, Gomolka RS, Lilius T, Sigurðsson B, Lee H, et al. Mapping of CSF transport using high spatiotemporal resolution dynamic contrast-enhanced MRI in mice: effect of anesthesia. Magn Reson Med. 2021;85:3326-3342.
  19. Berger ML, Reither H, Schmid RW, Lassmann H. Manufacture and use of fused silica cannulas for intracerebral injections in freely moving rats. J Neurosci Methods. 1989;27:225-234.
  20. Zhang J, Tian W, Chen J, Yu J, Zhang J, Chen J. The application of polyetheretherketone (PEEK) implants in cranioplasty. Brain Res Bull. 2019;153:143-149.
  21. Plá V, Bork P, Harnpramukkul A, Olveda G, Ladrón-de-Guevara A, Giannetto MJ, et al. A real-time in vivo. clearance assay for quantification of glymphatic efflux. Cell Rep. 2022;40:111320.
  22. Benveniste H, Lee H, Ding F, Sun Q, Al-Bizri E, Makaryus R, et al. Anesthesia with dexmedetomidine and low-dose isoflurane increases solute transport via. the glymphatic pathway in rat brain when compared with high-dose isoflurane. Anesthesiology. 2017;127:976-988.
  23. Chiu C, Miller MC, Caralopoulos IN, Worden MS, Brinker T, Gordon ZN, et al. Temporal course of cerebrospinal fluid dynamics and amyloid accumulation in the aging rat brain from three to thirty months. Fluids Barriers CNS. 2012;9:3.
  24. Karimy JK, Kahle KT, Kurland DB, Yu E, Gerzanich V, Simard JM. A novel method to study cerebrospinal fluid dynamics in rats. J Neurosci Methods. 2015;241:78-84.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

MRI z kontrastemobrazowanie mózgu gryzonitransport PŁMkanulacja kompatybilna z MRItransport glimfatycznyusuwanie substancji rozpuszczonychdynamiczna akwizycja obrazów MRIdostarczanie leków drogą dokanałową

Ten artykuł został opublikowany

Film wkrótce dostępny

Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.