Hodowla komórek, traktowanie i transfekcja
Ludzka linia komórkowa raka nosogardzi (NPC), C666-1 (RRID: CVCL_M597), oraz niemaligniczna ludzka linia komórkowa nabłonka nosogardzieli, NP69 (RRID: CVCL_F755), zostały zakupione od dostawcy komercyjnego. Obie linie komórkowe zostały uwierzytelnione za pomocą profilowania krótkich powtórzeń tandemowych (STR) i przed użyciem potwierdzono brak kontaminacji mycoplasma. Do rutynowej hodowli komórki C666-1 namnażano w pożywce RPMI 1640 uzupełnionej o 10% płodowej surowicy bydlęcej (FBS) i 1% penicyliny-streptomycyny. Komórki NP69 hodowano w bezsurowiczej pożywce dla keratynocytów uzupełnionej o 10% FBS, 10 ng/mL rekombinowanego epidermalnego czynnika wzrostu oraz 1% penicyliny-streptomycyny. Ruscogeninę (Rus; czystość ≥ 98%) zakupiono od dostawcy komercyjnego. Obie linie komórkowe utrzymywano w inkubatorze z nawilżaniem w temperaturze 37 °C przy 5% CO₂. Do zabiegów komórki eksponowano na Ruscogeninę (Rus) w różnych stężeniach (10, 20, 50 µM) przez 24 h22. Do transfekcji wykorzystano plazmidy kodujące demetylazę 1A swoistą dla lizyny do nadekspresji (oe-KDM1A) oraz odpowiadający im negatywny kontrolny pusty wektor (oe-NC), pozyskane od dostawcy komercyjnego; transfekcję przeprowadzono w komórkach C666-1, gdy stopień konfluencji osiągnął 70–80%. Konkretnie, 2,5 µg DNA plazmidowego oraz 5 µL lipidowego odczynnika do transfekcji rozcieńczono odpowiednio w 150 µL pożywki z obniżoną zawartością surowicy, delikatnie wymieszano, inkubowano przez 20 min w temperaturze pokojowej, a następnie dodano do każdej studni płytki 6-dołkowej zgodnie z protokołem producenta. Komórki inkubowano przez 48 h w temperaturze 37 °C, a następnie potwierdzono wydajność transfekcji.
Test CCK-8 (Cell counting kit-8)
Żywotność komórek po zastosowaniu Rus określono za pomocą testu CCK-8. W tej procedurze komórki wysiano najpierw do płytek 96-dołkowych i inkubowano przez noc. Test rozpoczęto poprzez dodanie 10 µL roztworu CCK-8, a po 2 h inkubacji zmierzono powstałą zmianę kolorymetryczną jako gęstość optyczną (OD) przy 450 nm przy użyciu czytnika płytek.
Test tworzenia kolonii
W celu oceny przeżywalności klonogenicznej komórki C666-1 wysiano na płytki 6-dołkowe i hodowano przez 14 dni. Po okresie inkubacji powstałe kolonie utrwalono 100% metanolem przez 10 min, a następnie wizualizowano za pomocą 0,5% fioletu krystalicznego przez 30 min. Liczbę barwionych kolonii określono następnie za pomocą obrazowania mikroskopowego i przeliczania.
Western blot
Do analizy Western blot w pierwszej kolejności wyekstrahowano białka całkowite z komórek przy użyciu buforu RIPA, a otrzymane lizaty odwirowano (12 000 × g) w celu zebrania supernatantu. Do oznaczenia stężenia białek wykorzystano test BCA. Na żel naniesiono równe ilości białka całkowitego (30 µg na ścieżkę), które następnie rozdzielono za pomocą 10% elektroforezy żelowej z SDS i poliakryloamidem (SDS-PAGE). Po rozdzieleniu białka przeniesiono na membrany z polifluorku winylidenu (PVDF) przy stałym napięciu 100 V przez 90 min na lodzie. Następnie membrany blokowano w 5% albuminie surowicy bydlęcej (BSA) przygotowanej w buforze TBST (tris-buffered saline z 0,1% Tween 20) przez 2 h w temperaturze pokojowej. Membrany inkubowano następnie przez noc w 4°C z następującymi przeciwciałami pierwszorzędowymi rozcieńczonymi w buforze blokującym (wszystkie w stosunku 1:1000): Ki67, PCNA, MMP2, MMP9, Bcl-2, Bax, KDM1A, SLC7A11, GPX4, ACSL4, TFR1 oraz β-actin. Na koniec, po 2-godzinnej inkubacji z przeciwciałami wtórnymi sprzężonymi z HRP, prążki immunoreaktywne wizualizowano przy użyciu reagentu do detekcji wzmocnionej chemiluminescencji (ECL), a analizę densytometryczną przeprowadzono za pomocą oprogramowania do analizy obrazu.
Test zgojenia rany (scratch assay)
W celu przeprowadzenia testu gojenia ran hodowano komórki C666-1 w płytkach 6-dołkowych do osiągnięcia 80% konfluencji. Jednorodna rana została wykonana w monowarstwie poprzez zeskrobanie komórek końcówką pipety 200 µL. Oddzielone komórki usunięto poprzez przemycie PBS, po czym zastąpiono pożywkę hodowlaną pożywką bezsurowiczą na 24-godzinną inkubację. Obrazy obszaru rany wykonano w 0 h i 24 h przy użyciu mikroskopu świetlnego w celu oceny migracji komórek.
Test Transwell
Inwazję komórek oceniono przy użyciu komór transwell (rozmiar porów 8-µm), uprzednio pokrytych 50 µL macierzy błony podstawnej. Zdolność inwazyjną komórek C666-1 oceniono za pomocą komór Transwell. W górnych insertach zasiano komórki zawieszone w medium z ograniczoną zawartością surowicy, natomiast w dolnych studzienkach umieszczono DMEM z 10% FBS. Po 24-godzinnej inkubacji komórki pozostające na stronie apikalnej błony zostały ostrożnie usunięte. W celu ilościowego oznaczenia komórki na powierzchni basolateralnej utrwalono w metanolu, zabarwiono 0,1% fioletem krystalicznym i policzono na podstawie obrazów uzyskanych za pomocą mikroskopii świetlnej.
Cytometria przepływowa
Apoptozę ilościowo określono za pomocą cytometrii przepływowej. W celu przygotowania próbek komórki C666-1 zebrano, przepłukano lodowatym PBS, a następnie resuspendowano w 100 µL buforu wiążącego. Komórki poddano następnie podwójnemu barwieniu przy użyciu Annexin-V-FITC (20 µg/mL) i jodku propidyny (PI). Barwienie przeprowadzono przez 15 min w temperaturze 0°C, chroniąc próbki przed światłem. Dane natychmiast zarejestrowano za pomocą cytometru przepływowego, aby wyznaczyć procent komórek apoptotycznych.
Wykrywanie aktywności kaspazy-3
Aktywność kaspazy-3 zmierzono przy użyciu komercyjnego zestawu testowego zgodnie z instrukcją producenta. W skrócie, komórki C666-1 poddano lizie, a następnie zebrano nadsączniki po wirowaniu przy 14 000 × g. Po 2-godzinnej inkubacji z dostarczonym odczynnikiem zmierzono absorbancję każdego nadsącznika przy 405 nm.
RT-qPCR
Całkowity RNA oczyszczono z komórek C666-1 przy użyciu komercyjnego odczynnika do ekstrakcji RNA. Uzyskany RNA poddano odwrotnej transkrypcji do cDNA pierwszej nici za pomocą komercyjnego zestawu, zgodnie z protokołem producenta. Analizę ekspresji genów przeprowadzono następnie metodą ilościowego PCR (qPCR) w systemie PCR w czasie rzeczywistym z zastosowaniem master mixu opartego na SYBR Green. Do wyznaczenia względnych poziomów transkrypcyjnych zastosowano metodę porównawczą Ct (2⁻△△Ct). Sekwencje starterów użytych do amplifikacji były następujące: β-actin (Forward: 5'-CATGTACGTTGCTATCCAGGC-3'; Reverse: 5'-CTCCTTAATGTCACGCACGAT-3') oraz KDM1A (Forward: 5'-TGACCGGATGACTTCTCAAGA-3'; Reverse: 5'-GTTGGAGAGTAGCCTC AAATGTC-3').
Oznaczenie substancji reaktywnych z kwasem tiobarbiturowym (TBARS)
W celu pomiaru peroksydacji lipidów najpierw przygotowano nadnadlewy z komórek C666-1 poprzez wytrącanie (15% TCA, 500 mM BHA) i wirowanie przez 10 min przy 10 000 × g. Następnie nadnadlewy te poddano reakcji z 0,375% kwasem tiobarbiturowym i ogrzewano w temperaturze 100 °C przez 10 min w celu utworzenia adduktu MDA-TBA. Poziom tego adduktu, będący wskaźnikiem peroksydacji lipidów, określono poprzez pomiar absorbancji przy 532 nm przy użyciu czytnika mikropłytek23.
Wykrywanie lipidowych reaktywnych form tlenu (ROS)
Peroksydację lipidów wykryto przy użyciu fluorescencyjnej sondy do peroksydacji lipidów. Komórki C666-1 wysiano do płytek 6-dołkowych, inkubowano przez noc, a następnie poddano działaniu sondy fluorescencyjnej (2 µM). Sonda ta wykazuje przesunięcie fluorescencji z czerwonej na zieloną po utlenieniu. Stosunek fluorescencji zielonej do czerwonej przeanalizowano przy użyciu konfokalnego mikroskopu skaningowego z laserem oraz oprogramowania do analizy obrazu. Wykreślony stosunek fluorescencji zielonej do czerwonej był wyraźnie zdefiniowany i wykorzystany jako ilościowy wskaźnik poziomu peroksydacji lipidów24.
Wykrywanie Fe2+
Poziom wewnątrzkomórkowego żelaza dwuwartościowego (Fe2⁺) zmierzono przy użyciu wewnątrzkomórkowej fluorescencyjnej sondy żelaza. Komórki C666-1 inkubowano z 10 µM sondy fluorescencyjnej przez 10 min. Po przemyciu komórek roztworem PBS w celu usunięcia nadmiaru sondy, przeprowadzono analizę za pomocą mikroskopii fluorescencyjnej.
Analiza dokowania molekularnego
Dokowanie molekularne jest kluczową metodą obliczeniową, która ułatwia projektowanie nowych leków poprzez przewidywanie powinowactwa wiązania i oddziaływań między ligandem a jego białkiem docelowym na podstawie oceny trybów ich wiązania25. Ze strony internetowej RCSB PDB (https://www.rcsb.org/) pobrano strukturę 3D białka KDM1A (PDB ID: 6NQU). W ramach przygotowania struktury białka KDM1A usunięto cząsteczki wody oraz nieistotne małe ligandy. Symulację dokowania molekularnego przeprowadzono za pomocą oprogramowania do dokowania molekularnego z wykorzystaniem lamarckowskiego algorytmu genetycznego, a wizualizację wykonano przy użyciu oprogramowania do wizualizacji molekularnej26.
Analiza statystyczna
Wszystkie eksperymenty przeprowadzono z wykorzystaniem co najmniej trzech niezależnych powtórzeń biologicznych, a wyniki przedstawiono jako średnią ± odchylenie standardowe (SD). Analizę statystyczną wykonano przy użyciu oprogramowania do analizy statystycznej. Różnice między wieloma grupami oceniano za pomocą jednoczynnikowej analizy wariancji (ANOVA), a następnie testu post-hoc Tukeya dla porównań wielokrotnych. Wartość P mniejszą niż 0,05 uznano za wskazującą na istotność statystyczną różnic.