Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Wskazanie do wezykostomii w modelu szczura w celu drenażu moczu pod niskim ciśnieniem w badaniach nad pęcherzem neurogennym

71 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/72631

⸱

28 sierpnia 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Pediatric and Adolescent Surgery, Landeskrankenhaus - University Clinic, Paracelsus Medical Private University, 2Institute of Molecular Regenerative Medicine, Paracelsus Medical Private University, 3Department of Urology and Andrology, Landeskrankenhaus - University Clinic, Paracelsus Medical Private University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Niniejszy protokół przedstawia zestandaryzowaną metodę przeprowadzania skórnej wezykostomii oraz pooperacyjnego zarządzania raną u szczurów, co umożliwia ciągły drenaż moczu pod niskim ciśnieniem na potrzeby przedklinicznych badań nad uszkodzeniem rdzenia kręgowego.

Streszczenie

Szczur jest głównym modelem zwierzęcym w badaniach przedklinicznych nad neurogenną dysfunkcją dolnych dróg moczowych (nLUTD) wywołaną urazem rdzenia kręgowego (SCI). Dzięki podobieństwu anatomicznemu i funkcjonalnemu do ludzi, szczury ściśle odtwarzają kluczowe konsekwencje patologiczne SCI. Pozostaje jednak istotna luka translacyjna: podczas gdy standardowe zarządzanie pęcherzem u ludzi zazwyczaj opiera się na cewnikowaniu ciągłym lub przerywanym, porównywalne podejścia nie są możliwe do zastosowania u gryzoni. Powszechna praktyka ręcznego opróżniania pęcherza generuje wyjątkowo wysokie ciśnienia wewnątrzpęcherzowe, co może wprowadzić błąd metodologiczny poprzez niezależne promowanie patologicznego przebudowywania pęcherza po SCI. Niniejszy protokół opisuje wezykostomię skórną u szczurów wraz z pooperacyjną pielęgnacją rany, w celu zapewnienia ciągłego odpływu moczu przy niskim ciśnieniu w przedklinicznych badaniach nad SCI. Wezykostomia skórna — chirurgiczne utworzenie stomii między kopułą pęcherza a dolną ścianą brzucha — umożliwia ciągły drenaż moczu, utrzymując tym samym drogę odpływu o niskim oporze i omijając cewkę moczową. W ten sposób można uniknąć nadmiernej retencji moczu i wysokich ciśnień wewnątrzpęcherzowych, co przybliża koncepcję ciągłej dekompresji niskociśnieniowej stosowanej klinicznie we wczesnej fazie po urazie za pomocą nadłonowego lub przezcewkowego odprowadzenia moczu, przy jednoczesnym uznaniu, że normalne mechanizmy magazynowania i kontynencji zostają zniesione. Dzięki temu efekty terapeutyczne, które w przeciwnym razie mogłyby zostać zamaskowane przez powtarzające się przepełnienie i ręczne opróżnianie pęcherza pod wysokim ciśnieniem, mogą być łatwiej wykryte. Co więcej, wezykostomia oferuje koncepcyjną strategię łagodzenia ograniczeń związanych z płcią w przedklinicznych badaniach nad SCI. Znacznie większa długość cewki moczowej u samców gryzoni skutkuje wyższym oporem odpływu, co sprawia, że ręczne opróżnianie pęcherza jest znacznie trudniejsze i w praktyce ogranicza większość badań przedklinicznych do samic, mimo przewagi mężczyzn wśród klinicznych przypadków SCI. Jako alternatywna strategia drenażu, wezykostomia ma potencjał do rozszerzenia paradygmatów zarządzania pęcherzem w eksperymentach i zwiększenia istotności translacyjnej przyszłych badań, choć jej wykonalność i wyniki u samców szczurów będą wymagały ustalenia w dedykowanych pracach kontynuacyjnych.

Wprowadzenie

Prawidłowe funkcjonowanie pęcherza zależy od skoordynowanej pracy mięśnia pęcherza i zwieracza cewki moczowej, co jest osiągane dzięki złożonej sieci neuronalnej obejmującej mózg, ośrodkowy układ nerwowy (OUN) oraz obwodowy układ nerwowy (OUN), umożliwiającej świadomą kontrolę dolnych dróg moczowych (LUT)1,2. Złożoność tych mechanizmów oraz ich obwodowa struktura przełącznikowa3 sprawiają, że funkcja pęcherza jest podatna na szeroki zakres urazów i chorób. W związku z tym, po urazie rdzenia kręgowego (SCI), prawie wszyscy pacjenci doświadczają zaburzeń czucia i kontroli nad pęcherzem4,5. Termin pęcherz neurogenny obejmuje szerokie spektrum dysfunkcji wpływających na magazynowanie i/lub wydalanie moczu, w zależności od charakterystyki urazu. W szczególności urazy powyżej poziomu splotu krzyżowego prowadzą do nadaktywności mięśnia detrusora w połączeniu z nadaktywnością zwieracza, często towarzyszy temu utrata koordynacji między nimi — określana jako dyssynergia detrusor-zwieracz (DSD) — co skutkuje nadmierną retencją moczu i wysokim ciśnieniem wewnątrz pęcherza6,7. Może to poważnie uszkodzić LUT, zagrozić integralności górnych dróg moczowych (UUT) i, w przypadku braku leczenia, doprowadzić do komplikacji zagrażających życiu8. Intermitentne lub ciągłe odprowadzanie moczu za pomocą cewnika stanowi obecnie standard opieki nad pęcherzem u ludzi po SCI, zapobiegając przepełnieniu pęcherza poprzez bezpieczną procedurę bezciśnieniową9,10,11,12.

Wobec braku obecnie dostępnego skutecznego leczenia SCI oraz przeważającego stosowania leczenia objawowego związanej z tym dysfunkcji neurogennej dolnych dróg moczowych (nLUTD), opracowanie nowych strategii terapeutycznych pozostaje głównym priorytetem badawczym. Modele zwierzęce umożliwiają badanie mechanizmów choroby na poziomie złożoności porównywalnym do ludzkiego, zapewniając jednocześnie wyjątkową jednorodność wewnątrzgrupową w zestandaryzowanych warunkach eksperymentalnych13. Wśród nich szczur jest głównym modelem przedklinicznym, a większość badań nad SCI prowadzona jest na tym gatunku14,15. Preferencja ta wynika z jego podobieństwa anatomicznego i funkcjonalnego do ludzi, powtarzalnej odpowiedzi patologicznej oraz powszechnej dostępności. Niemniej jednak wciąż istnieje istotna luka translacyjna, która może ograniczać interpretację i znaczenie kliniczne wyników dotyczących pęcherza uzyskanych w modelach gryzoni.

Choć u szczurów po SCI rozwija się nLUTD wykazujące cechy zbliżone do tych obserwowanych u ludzi, zarządzanie pęcherzem różni się znacząco między gatunkami. Ponieważ przerywane cewnikowanie i inne permanentne metody drenażu moczu są zazwyczaj niewykonalne u szczurów, opróżnianie pęcherza rutynowo osiąga się poprzez manualną ekspresję pęcherza16. Technika ta, analogiczna do manewru Credé17, który zazwyczaj nie jest zalecany w praktyce klinicznej, generuje wyraźnie podwyższone ciśnienia wewnątrz pęcherza. W konsekwencji może ona wprowadzać błąd metodologiczny poprzez niezależne promowanie patologicznego przebudowywania pęcherza po SCI, co zmniejsza znaczenie translacyjne wyników eksperymentalnych lub maskuje rzeczywiste efekty terapeutyczne. Dodatkowe ograniczenie wynika z anatomicznych różnic związanych z płcią. Znacznie większa długość cewki moczowej u samców gryzoni skutkuje wyższym oporem odpływu, co sprawia, że manualna ekspresja pęcherza jest znacznie trudniejsza i w efekcie ogranicza większość przedklinicznych badań nad SCI do samic14. Biorąc pod uwagę, że większość klinicznych przypadków SCI występuje u samców18,19, rozbieżność ta dodatkowo podkreśla potrzebę zastosowania alternatywnych strategii zarządzania pęcherzem w przedklinicznych modelach SCI u szczurów.

Skórna wezykostomia polega na chirurgicznym utworzeniu stomii między pęcherzem moczowym a dolną ścianą brzucha poprzez wysunięcie kopuły pęcherza do skóry i zabezpieczenie jej szwami. Umożliwia to ciągły odpływ moczu przy zachowaniu niskociśnieniowej drogi drenażu z pominięciem cewki moczowej. Stosowana głównie u dzieci ze złożonymi schorzeniami medycznymi lub w przypadkach, gdy konwencjonalne opcje drenażu są niewłaściwe, skórna wezykostomia zapewnia niezawodne odprowadzenie moczu przy minimalnych wymaganiach konserwacyjnych i niskim odsetku powikłań20,21,22. Poza zastosowaniem klinicznym, wezykostomię z powodzeniem przeprowadzano również na modelach gryzoni23,24,25,26, choć nie w kontekście SCI.

W niedawnym badaniu16 odniesliśmy się do ograniczeń translacyjnych związanych z manualnym opróżnianiem pęcherza w przedklinicznych modelach SCI i wprowadziliśmy wezykostomię u szczurów wraz z pooperacyjnym schematem pielęgnacji rany, który umożliwił przedłużone obserwacje. Bezpośrednie porównanie dwóch podejść do zarządzania pęcherzem wykazało większe zmiany strukturalne pęcherza po manualnym opróżnianiu, podczas gdy zwierzęta po wezykostomii wykazywały wartości bliższe zdrowej grupie kontrolnej w wielu parametrach. Co najważniejsze, grubość ściany pęcherza wzrosła ze średnio 768,26 µm (SD 28,05) u zdrowych szczurów do 1181,94 µm (SD 289,56) dwa miesiące po SCI przy manualnym opróżnianiu pęcherza, przy czym u niektórych zwierząt wartości te osiągnęły nawet 1485 µm. W przeciwieństwie do nich, szczury poddane wezykostomii wykazywały średnią grubość ściany pęcherza wynoszącą 963,08 µm (SD 68,82), a tylko jedno zwierzę przekroczyło wartość 1000 µm.

Niniejsze badanie dostarcza znormalizowanego protokołu przeprowadzania wezykostomii u szczurów, obejmującego opiekę okołoperacyjną oraz postępowanie z raną pooperacyjną, aby umożliwić odtwarzalne, ciągłe odprowadzanie moczu pod niskim ciśnieniem w przedklinicznych badaniach nad urazami rdzenia kręgowego (SCI). Protokół ma na celu ułatwienie powtórzenia tej techniki i pomoc badaczom w określeniu jej przydatności w badaniach, w których ręczne opróżnianie pęcherza pod wysokim ciśnieniem mogłoby wprowadzić błąd metodologiczny lub w których pożądane jest włączenie zwierząt płci męskiej. Celem projektu było opracowanie znormalizowanego protokołu wezykostomii dla szczurów z SCI oraz ocena jego wykonalności i bezpieczeństwa w okresie dwumiesięcznej obserwacji. Ponadto zastosowano znormalizowany schemat postępowania z raną pooperacyjną, aby zminimalizować powikłania skórne i zachować drożność stomii poprzez regularną kalibrację.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

W badaniu wykorzystano trzymiesięczne samice szczurów szczepu Lewis. Chociaż niniejszy protokół opracowano głównie w celu uniknięcia manualnego opróżniania pęcherza po SCI, szczegóły procedury kontuzyjnego SCI nie zostały tutaj przedstawione, lecz zostały opisane we wcześniejszych publikacjach. Wszystkie procedury zostały zatwierdzone przez austriacką rządową jednostkę ds. badań nad zwierzętami (BMWFW-2022-0.062.928 oraz BMWFW-2023-0.848.340) i były prowadzone zgodnie z lokalnymi wytycznymi dotyczącymi wykorzystania zwierząt oraz wytycznymi ARRIVE. Cała procedura wezykostomii zajmuje około 15 min.

1. Przygotowanie przedoperacyjne

  1. Przygotować sterylną przestrzeń roboczą, w tym mikroskop lub okulary powiększające (powiększenie 2,5–3,5×), wszystkie niezbędne instrumenty chirurgiczne oraz podkładkę grzewczą.
  2. Rozgrzać podkładkę grzewczą do temperatury 30°C–35°C (ciepło dłoni) i utrzymywać tę temperaturę przez cały czas trwania operacji. W przypadku przedłużających się procedur chirurgicznych wymienić podkładkę grzewczą, jeśli jej temperatura spadnie poniżej 30°C.

2. Przygotowanie zwierząt

  1. Anestezja
    1. Zastosuj schemat znieczulenia ogólnego odpowiedni dla procedury chirurgicznej.
    2. Przygotuj świeżą mieszankę anestetyczną zawierającą medetomidynę (0.15 mg/kg), midazolam (2 mg/kg) i fentanyl (0.005 mg/kg) zgodnie z dostarczoną tabelą obliczeń (Tabela 1). Wybierz dawkę środka znieczulającego i odpowiadającą jej końcową objętość wstrzyknięcia na podstawie masy ciała najbliższej dokładnej wadze zwierzęcia, a następnie podaj mieszankę domięśniowo za pomocą strzykawki 1 mL z igłą 27G.
  2. Przygotowanie chirurgiczne
    1. Po znieczuleniu szczura ogol dolną część brzucha aż do obszaru pochwy.
    2. Umyj pole operacyjne dwukrotnie ciepłą wodą z mydłem.
    3. Umyj pole operacyjne dwukrotnie ciepłą, czystą wodą.
    4. Zdezynfekuj pole operacyjne dwukrotnie mieszanką 7.5% powidonu jodowego i 70% alkoholu, obejmując obszar pochwy.
    5. Podaj podskórnie 1.5 mg enrofloksacyny i 0.2 mg długodziałającego meloksykamu, rozpuszczonych w 0.2 mL uprzednio podgrzanego 0.9% chlorku sodu (NaCl).
    6. Podaj podskórnie 3 mL uprzednio podgrzanego 0.9% NaCl w celu rekompensacji utraty płynów.
    7. Nałóż 2% maść okulistyczną z dekspantenolem do obu oczu, aby zapobiec wysychaniu rogówki.
    8. Ułóż zwierzę na plecach na podgrzanej podkładce grzewczej i ustaw mikroskop lub okulary powiększające.
    9. Przed rozpoczęciem operacji potwierdź odpowiednią głębokość znieczulenia chirurgicznego, wykonując test odruchowej reakcji na bodziec bólowy w obu kończynach tylnych.
    10. Jeśli odruch wycofania jest nadal obecny, odczekaj 2 min i powtórz test odruchowej reakcji na bodziec bólowy. Powtarzaj tę procedurę w odstępach 2-minutowych, aż odruch zniknie.
Masa ciała
(g)		Medetomidyna (1 mg/mL), mLMidazolam
(5 mg/mL), mL		Fentanyl
(0,05 mg/mL), mL		Objętość całkowita
(mL)
1000,0150,040,0100,065
1250,0190,050,0130,082
1500,0230,060,0150,098
1750,0260,070,0180,114
2000,0300,080,0200,130
2250,0340,090,0230,147
2500,0370,100,0250,163
2750,0410,110,0280,179
3000,0450,120,0300,195
3250,0490,130,0330,212
3500,0520,140,0350,227
3750,0560,150,0380,244
4000,0600,160,0400,260
4250,0630,170,0430,276
4500,0670,180,0450,292
4750,0710,190,0480,309
5000,0740,200,0510,325
5250,0780,210,0530,341
5500,0820,220,0550,357
5750,0860,230,0580,374
6000,0890,240,0600,389

Tabela 1: Dawkowanie znieczulenia domięśniowego dla szczurów. Objętości medetomidyny (1 mg/mL), midazolamu (5 mg/mL) i fentanylu (0,05 mg/mL) wymagane do przygotowania domięśniowej mieszaniny znieczulającej dla szczurów o masie 100–600 g. Całkowita objętość wstrzyknięcia stanowi sumę objętości poszczególnych leków.

3. Przygotowanie pęcherza

  1. Aby umożliwić wykonanie beznapięciowej wezykostomii, wykonaj 3 mm podłużne nacięcie skóry w linii środkowej za pomocą ostrza skalpela nr 11, stabilizując skórę pęsetą ząbkowaną (Adsona), w odległości około dwóch trzecich drogi między drugą a trzecią parą sutków (licząc od strony ogonowej do głowowej). Nacięcie to odpowiada poziomowi kopuły pęcherza moczowego.
  2. Zidentyfikuj podskórne mięśnie brzucha oraz linię białą. Nacięty powięź zewnętrzną skalpelem, rozdziel warstwy mięśni brzucha metodą tępej dyssekcji za pomocą mikronozyciц, a następnie ostrożnie nacięte otrzewną i otwórz jamę brzuszną, używając mikro-pęsety ząbkowanej.
  3. Aby zidentyfikować pęcherz moczowy w jamie brzusznej, delikatnie unieś obie strony warstw mięśni brzucha w miejscu nacięcia w celu poprawy widoczności i zlokalizuj pęcherz pod tkanką tłuszczową. Jeśli pęcherza nie można zidentyfikować, przeprowadź cewnikowanie przezcewkowe i powtórz próbę lokalizacji.

4. Wprowadzenie cewnika przezcewkawowego

  1. Napełnij pęcherz za pomocą cewnika przezmiezualnego, aby ułatwić jego identyfikację.
  2. Nałóż żel nawilżający na obwodowy kaniulę do żył 24G (bez prowadnika) oraz na ujście cewki moczowej. Unieś skórę okocewkową za pomocą małych pęsetek ząbkowanych i wprowadź kaniulę na głębokość około 110° aby ułatwić atraumatyczne wprowadzenie.
  3. Wprowadź cewnik w sposób nieurazowy przez cewkę moczową do poziomu kości łonowej. Obniż cewnik tak, aby znajdował się równolegle do ciała zwierzęcia, i kontynuuj jego delikatne wprowadzanie do pęcherza moczowego. Jeśli opór pojawi się na głębokości około 1 cm w cewce moczowej, całkowicie wycofaj cewnik i powtórz procedurę wprowadzania. Jeśli cewnik wchodzi gładko na odległość co najmniej 2 cm, przystąp do napełniania pęcherza.
  4. Potwierdź prawidłowe umieszczenie cewnika, powoli wprowadzając chlorek sodu do pęcherza moczowego bez napotykania oporu. W przypadku nieprawidłowego umieszczenia cewnika strzykawka zostanie zablokowana, a niewielkie wycofanie cewnika spowoduje wyciek chlorku sodu z cewki moczowej.

5. Pozycjonowanie pęcherza

  1. Napełnić pęcherz maksymalnie 400 µL uprzednio ogrzanej soli fizjologicznej 0.9% NaCl. Upewnić się, że napełnianie przebiega płynnie, bez wzrostu ciśnienia infuzyjnego. Monitorować wizualnie napełnianie pęcherza i potwierdzić, że pęcherz pozostaje wycentrowany w jamie brzusznej. Należy pamiętać, że fizjologiczna objętość pęcherza zależy od wieku, masy ciała i szczepu zwierzęcia i może się różnić. Dla 12-tygodniowych szczurów linii Lewis (LEW/Crl) o masie 200–230 g maksymalna fizjologiczna objętość pęcherza wynosi około 500 µL. Pozostawić cewnik przezmoczowy w miejscu i w razie potrzeby ponownie napełnić pęcherz.
  2. Obezwzględnić pęcherz i wyznaczyć planowane miejsce wezionotomii poniżej kopuły pęcherza na jego ścianie brzusznej.
  3. Założyć dwa powierzchowne szwy stabilizujące przy użyciu powlekanej nici Vicryl 6-0 w pozycjach godziny 3 i 9 po obu stronach planowanego miejsca nacięcia. Zabezpieczyć końce szwów zaciskami w celu utrzymania pozycji pęcherza.

6. Wezykostomia pęcherza

  1. Ostrożnie uchwyć kopułę pęcherza za pomocą haczykowatych mikropincet i wykonaj cięcie podłużne o długości 3 mm, używając ostrza skalpela nr 11. Upewnij się, że nacięcie przechodzi przez wszystkie warstwy ściany pęcherza, aby umożliwić natychmiastowy odpływ moczu.
  2. Obejrzyj nacięcie i w razie potrzeby poszerz je mikronożyczkami do około 3 mm.
  3. Użyj szwów stabilizujących, aby odpowiednio ustawić pęcherz do szycia. Usuń cewnik przezcewkowy.
  4. Rozpocznij szycie powlekanym Vicrylem 6-0 w pozycji godziny 12:00, prowadząc szew od strony światła ściany pęcherza przez skórę, z pominięciem warstwy mięśniowej. Umieść kolejne szwy w pozycjach godziny 6, 8, 10, 2 i 4, aż otwór pęcherza zostanie całkowicie przyłożony do skóry. Usuń szwy stabilizujące po bezpiecznym utrwaleniu pęcherza.
  5. Wesikostomię uznaj za zakończoną, gdy błona śluzowa pęcherza zostanie w pełni przystawiona do skóry brzucha bez widocznych szczelin, a otwór wesikostomii o średnicy 3–5 mm będzie można łatwo kaniulować za pomocą pręta kalibracyjnego.
  6. Umieść cztery szwy z drutu stalowego w odległości około 4–5 mm od brzegu stomii, aby zapobiec lizaniu lub gryzieniu miejsca operowanego przez zwierzę. Przeprowadź każdy drut przez skórę za pomocą igły 20G, zabezpiecz go dwoma prostymi węzłami nadnadgarstkowymi i przytnij końce drutu do długości około 2 mm.

7. Kalibracja i opatrunek rany

  1. Oczyścić skórę w okolicy zabiegu czystą wodą, a następnie inkubować przez 10 min z antyseptykiem kompatybilnym z błonami śluzowymi, takim jak 0,2% roztwór podchlorynu sodu.
  2. Wprowadzić sterylną zgłębnik kalibracyjny o rozmiarze około 6–11 Charrière (1 Charrière = około 0,33 mm średnicy) do ujścia wezykostomii w celu oceny średnicy stomii.
  3. Użyć zgłębnika kalibracyjnego, który gładko przechodzi przez światło stomii, wypełniając je bez powodowania wgniatania krawędzi rany do wewnątrz.
  4. Obficie nałożyć miejscowy klej do skóry na ogoloną skórę brzucha, tkankę wokół wezykostomii oraz na otwór stomii.
  5. Ciągle obracać zgłębnik kalibracyjny wewnątrz wezykostomii do czasu wyschnięcia kleju (około 10 s), najlepiej z pomocą drugiej osoby, aby zapobiec zamknięciu wezykostomii. Reprezentatywne zdjęcia wezykostomii bezpośrednio po operacji oraz po wygojeniu przedstawiono na Ryc. 1.

Proces gojenia skóry gryzonia, DPI 0 i DPI 53, eksperyment gojenia rany, wskaźniki skali.
Rysunek 1. Reprezentatywny wygląd wezykostomii bezpośrednio po operacji oraz po wygojeniu. Reprezentatywne obrazy miejsca wezykostomii bezpośrednio po operacji i opatrunku rany w dniu 0 po urazie (DPI 0) (po lewej) oraz po wygojeniu w DPI 53, krótko przed zakończeniem 56-dniowego (2-miesięcznego) okresu obserwacji (po prawej). Wstawka przedstawia powiększony widok wezykostomii bezpośrednio po operacji. Paski skali = 1 cm (obrazy ogólne) i 2 mm (wstawka). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

8. Antagonizm

  1. Odwróć działanie znieczulenia ogólnego (nie wcześniej niż 1 h po podaniu środka znieczulającego), podając podskórnie mieszaninę atipamezolu (0.76 mg/kg) i flumazenilu (0.2 mg/kg) za pomocą strzykawki 1 mL z igłą 27G zgodnie z Tabelą 2.
  2. Aby zapewnić regenerację bez stresu, umieść zwierzę w jego klatce domowej przed podaniem mieszaniny leków antagonistycznych. Monitoruj zwierzę w sposób ciągły, aż do pełnego odzyskania przytomności. Przechowuj klatkę domową pod lampą grzewczą w oddzielnym pomieszczeniu do wybudzania przez 3 h.
Masa ciała
(g)		Atipamezol
(5 mg/mL), mL		Flumazenil
(0.1 mg/mL), mL		Objętość całkowita
(mL)
1000.0150.200.215
1250.0190.250.269
1500.0230.300.323
1750.0260.350.376
2000.0300.400.430
2250.0340.450.484
2500.0370.500.537
2750.0410.550.591
3000.0450.600.645
3250.0490.650.699
3500.0520.700.752
3750.0560.750.806
4000.0600.800.860
4250.0630.850.913
4500.0670.900.967
4750.0710.951.021
5000.0741.001.074
5250.0781.051.128
5500.0821.101.182
5750.0861.151.236
6000.0891.201.289

Tabela 2: Dawkowanie antagonistów znieczulenia podawanych podskórnie u szczurów. Objętości atipamezolu (5 mg/mL) i flumazenilu (0.1 mg/mL) wymagane do przygotowania mieszaniny antagonistów znieczulenia podawanej podskórnie u szczurów o masie 100–600 g. Całkowita objętość iniekcji stanowi sumę objętości poszczególnych leków.

9. Utylizacja odpadów

  1. Utylizuj ostre narzędzia (np. igły strzykawek i pozostałości drutu ze stali nierdzewnej) w zatwierdzonym pojemniku na odpady ostre. Utylizuj wszystkie odpady biologiczne i chirurgiczne zgodnie z instytucjonalnymi przepisami dotyczącymi bezpieczeństwa biologicznego.

10. Opieka pooperacyjna

  1. Opieka pooperacyjna
    1. Podawać enrofloksacynę (1.5 mg, raz dziennie, podskórnie) oraz długo działający meloksykam (0.2 mg, dwa razy dziennie, podskórnie) przez pierwsze 5 dni po operacji. W razie potrzeby uzupełniać podskórnie podgrzaną sól fizjologiczną 0.9% NaCl w celu rekompensaty utraty płynów.
    2. Kontynuować podawanie enrofloksacyny w małej dawce (0.5 mg, raz dziennie, podskórnie) przez cały okres obserwacji.
    3. Wznowić lub zintensyfikować leczenie antybiotykami i/lub lekami przeciwbólowymi w przypadku zaobserwowania objawów bólu lub infekcji podczas codziennych badań. W takich przypadkach podawać te same dawki antybiotyku i leku przeciwbólowego, które były stosowane podczas początkowego 5-dniowego okresu pooperacyjnego.
    4. Wprowadzić 5-dniową kurację antybiotykami w standardowej dawce, jeśli zmienią się właściwości moczu (np. krwiomocz lub mętny mocz utrzymujący się przez 3 dni) i/lub jeśli zmieni się stan skóry wokół wezikoostomii (np. zaczerwienienie skóry utrzymujące się przez 2 dni bez poprawy). Wznowić leczenie przeciwbólowe w okresach występowania krwiomoczu i/lub po pojawieniu się blaszek skórnych i kontynuować leczenie do czasu ustąpienia objawów.
    5. Codziennie przeprowadzać kalibrację wezikoostomii. Rozpocząć od pręta kalibracyjnego co najmniej o jeden rozmiar mniejszego niż wcześniej udokumentowana średnica stomii, nakładając żel nawilżający przed wprowadzeniem. Jeśli pręt kalibracyjny przechodzi gładko, powtórzyć procedurę z kolejnym, większym rozmiarem i zapisać największy rozmiar, który przeszedł gładko.
    6. Zmniejszyć częstotliwość kalibracji do co drugiego dnia nie wcześniej niż 3 tygodnie po operacji i tylko wtedy, gdy rozmiar kalibracji pozostał stabilny przez co najmniej 3 kolejne dni.
    7. Gdy klej skórny zacznie się odklejać (zazwyczaj 3–5 dni po operacji), codziennie oczyszczać skórę wokół rany środkiem antyseptycznym kompatybilnym z błoną śluzową, takim jak 0.04% roztwór podchlorynu sodu, a następnie nałożyć nawilżający film ochronny na bazie olejów. Oceniać gojenie rany zgodnie z systemem oceny ran i reprezentatywnym wyglądem ran przedstawionym na Rysunku 2A,B.
    8. Usunąć druty ze stali nierdzewnej 7 dni po operacji.
  2. Monitorowanie pooperacyjne
    1. Ściśle monitorować wszystkie zwierzęta przez cały okres pooperacyjny.
    2. Badać każde zwierzę co najmniej dwa razy dziennie pod kątem objawów bólu lub dyskomfortu zgodnie ze skalą grymasu szczura (Rat Grimace Scale)27, nieprawidłowych obrzęków, krwawień, innych zmian w miejscu operowanym oraz nadmiernego wydzielania porfiryny. Oceniać wezikoostomię za pomocą systemu oceny ran przedstawionego na Rysunku 2A,B i zapisywać rozmiar kalibracji zgodnie z Rysunkiem 2C.
    3. Prowadzić szczegółową dokumentację dla każdego zwierzęcia i regularnie odnotowywać następujące parametry:
      1. Masa ciała (w stosunku do wartości przedoperacyjnej)
      2. Stan ogólny (futro, oczy, wibrysy, uszy i oddychanie)
      3. Sposób chodzenia (np. chód sztywny lub niepewny)
      4. Właściwości moczu (np. przebarwienia lub intensywny zapach)
      5. Rozmiar kalibracji wezikoostomii
      6. Stan skóry wokół wezikoostomii

Analiza gojenia rany; wykresy oceny rany i rozmiaru kalibracji; zdjęcia regeneracji urazu.
Rysunek 2. Pooperacyjne gojenie rany i kalibracja wezykostomii podczas obserwacji. (A) Ocena rany w miejscu wezykostomii podczas 7-tygodniowego okresu obserwacji. (B) Reprezentatywne obrazy ocen rany od 1 do 4, ilustrujące progresję od prawidłowego wyglądu rany do powstania owrzodzenia. Zwierzęta z otwartymi zmianami skórnymi zostały wykluczone zgodnie z przyjętymi kryteriami badania. Paski skali = 5 mm. (C) Rozmiar kalibracji wezykostomii mierzony w jednostkach Charrière podczas okresu obserwacji. Dane na panelach A i C przedstawiono jako średnią ± odchylenie standardowe (SD). Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Łącznie 18 szczurów poddano wezykostomii. W celu opracowania techniki procedurę wykonano najpierw u sześciu zwierząt bez SCI, aby zweryfikować jej podstawowe bezpieczeństwo i wykonalność oraz ocenić opiekę pooperacyjną u zdrowych zwierząt. Następnie u 12 zwierząt przeprowadzono wezykostomię w połączeniu z SCI wywołanym kontuzją klatki piersiowej na poziomie kręgów T8/T9. Z tej grupy sześć zwierząt wykorzystano do dalszego dopracowania protokołu pielęgnacji rany pooperacyjnej u zwierząt z SCI. Opracowany schemat zastosowa...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Niniejszy protokół stanowi pierwszy szczegółowy opis wezykostomii u gryzoni jako metody ciągłego, niskociśnieniowego odprowadzania moczu po urazie rdzenia kręgowego (SCI). Poza opisem techniki operacyjnej przedstawiamy kompleksowy protokół pielęgnacji rany pooperacyjnej, który okazał się kluczowy dla osiągnięcia długotrwałego i pomyślnego okresu obserwacji. Ponieważ szczur jest małym modelem zwierzęcym, a celem jest wykonanie minimalnego otworu w pęcherzu w celu ograniczenia czynników zakłócających i przyspieszenia gojen...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy declare, że nie występuje żaden konflikt interesów.

Podziękowania

Autorzy dziękują specjaliście ds. pielęgnacji ran Gerlinde Wiesinger za nieoceniony wkład w optymalizację protokołu postępowania w przypadku ran.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
0.9% chlorek soduFresenius Kabi, Graz, Austria—Sterylna sól fizjologiczna
Igła podskórna 20GServoprax, Wesel, GermanyREF L1 0201Stosowana do wprowadzania drutu ze stali nierdzewnej
Obwodowy cewnik żylny 24GB. Braun, Sempach, SwitzerlandREF 4254074BStosowany jako cewnik przezcewkowy (bez prowadnika)
Igła podskórna 27GB. Braun, Melsungen, GermanyREF 4657705Stosowana do iniekcji
Powlekana nić chirurgiczna Vicryl 6-0Ethicon, Puerto Rico, USAREF V134HStosowana do fiksacji pęcherza
Actimaris Wound Irrigation Solution forteActiMaris, Appenzell, SwitzerlandREF 303500.2% roztwór podchlorynu sodu
Actimaris Wound Irrigation Solution sensitiveActiMaris, Appenzell, SwitzerlandREF 303000.04% roztwór podchlorynu sodu
Atipamezol (Antisedan 5 mg/mL)Orion Pharma, Espoo, FinlandBrak numeru katalogowegoAntagonista anestetyku
Sondy do kalibracji pęcherza (6–11 Charrière)Brak producentaBrak numeru katalogowegoStosowane do kalibracji wezykostomii
Ostrze skalpela z węglowej stali nr 11Aesculap, Tuttlingen, GermanyREF BB511Ostrze skalpela
Maść oftalmiczna z dekspantenolem (2%)Fresenius Kabi, Graz, AustriaREF RA4302436Maść do oczu
Enrofloksacyna (Baytril 25 mg/mL)Elanco, Monheim, GermanyBrak numeru katalogowegoAntybiotyk
Samice szczurów linii Lewis (12 tygodni)Charles River Laboratories, Sulzfeld, Germany—Zwierzęta doświadczalne
Fentanyl (50 µg/mL)hameln pharma, Hameln, GermanyBrak numeru katalogowegoAnestetyk
Flumazenil (0.1 mg/mL)Fresenius Kabi, Graz, AustriaBrak numeru katalogowegoAntagonista anestetyku
Mata grzewczaLenric, Littlehampton, UKBrak numeru katalogowegoStosowana do utrzymania temperatury ciała
Pinceta hakowata (Adsona)Fine Science Tools, Heidelberg, Germany11019-12Manipulacja tkankami
Mikropinceta hakowataMedicon, Tuttlingen, Germany13.71.62Pinceta mikrochirurgiczna
Meloksykam o przedłużonym działaniu (Metacam 5 mg/mL)Boehringer Ingelheim, Ingelheim am Rhein, GermanyBrak numeru katalogowegoAnalgetyk
Żel nawilżający (Cathejell C)Montavit, Absam, AustriaBrak numeru katalogowegoStosowany do cewnikowania przezcewkowego i kalibracji wezykostomii
Medetomidyna (Sedator 1 mg/mL)Dechra, Aulendorf, GermanyBrak numeru katalogowegoAnestetyk
Mikroskop lub okulary powiększające do chirurgii (2.5–3.5×)Evident Europe GmbH, Vienna, AustriaOlympus SZ61Stosowany podczas mikrochirurgii
Mikronożyczki (nożyczki Bonn)Fine Science Tools, Heidelberg, Germany14084-08Nożyczki mikrochirurgiczne
Kleszczyki typu mosquitoFine Science Tools, Heidelberg, Germany13009-12Stosowane do zabezpieczania szwów stabilizujących
Nawilżająca ochronna warstwa na bazie olejówPanin, Rovigo, ItalyBrak numeru katalogowegoPooperacyjna ochrona skóry
Roztwór powidonu z jodem (7.5%)B. Braun, Melsungen, GermanyBrak numeru katalogowegoAntyseptyk do skóry
Rękojeść skalpela nr 3Fine Science Tools, Heidelberg, Germany10003-12Kompatybilna z ostrzem skalpela nr 11
Mała pinceta ząbkowanaFine Science Tools, Heidelberg, Germany11050-10Stosowana do manipulacji skórą okołocewkową
Drut ze stali nierdzewnejVömel, Kronberg, GermanyBrak numeru katalogowegoStosowany do ochronnych szwów drutowych
Strzykawka, 1 mLBecton Dickinson, Vienna, AustriaREF 303172Stosowana do podawania anestetyku i antagonisty
Miejscowy klej do skóryEthicon, Puerto Rico, USAREF AHVM12Klej skórny

Bibliografia

  1. Fowler CJ, Griffiths D, de Groat WC. The neural control of micturition. Nat Rev Neurosci. 2008;9(6):453-66.
  2. de Groat WC, Yoshimura N. Anatomy and physiology of the lower urinary tract. Handb Clin Neurol. 2015;130:61-108.
  3. de Groat WC, Wickens C. Organization of the neural switching circuitry underlying reflex micturition. Acta Physiol. 2013;207(1):66-84.
  4. Taweel WA, Seyam R. Neurogenic bladder in spinal cord injury patients. Res Rep Urol. 2015;7:85-99.
  5. Weld KJ, Dmochowski RR. Effect of bladder management on urological complications in spinal cord injured patients. J Urol. 2000;163(3):768-72.
  6. Panicker JN, Fowler CJ, Kessler TM. Lower urinary tract dysfunction in the neurological patient: clinical assessment and management. Lancet Neurol. 2015;14(7):720-32.
  7. Panicker JN. Neurogenic bladder: epidemiology, diagnosis, and management. Semin Neurol. 2020;40(5):569-79.
  8. Savic G, et al. Long-term survival after traumatic spinal cord injury: a 70-year British study. Spinal Cord. 2017;55(7):651-8.
  9. Kinnear N, et al. The impact of catheter-based bladder drainage method on urinary tract infection risk in spinal cord injury and neurogenic bladder: a systematic review. Neurourol Urodyn. 2020;39(2):854-62.
  10. Sartori AM, et al. Summary of the 2024 update of the European Association of Urology Guidelines on neurourology. Eur Urol. 2024;85(6):543-55.
  11. Ong HL, et al. Conservative bladder management and medical treatment in chronic spinal cord injury patients. J Clin Med. 2023;12(5):2021
  12. Abrams P, et al. A proposed guideline for the urological management of patients with spinal cord injury. BJU Int. 2008;101(8):989-94.
  13. Barre-Sinoussi F, Montagutelli X. Animal models are essential to biological research: issues and perspectives. Future Sci OA. 2015;1(4):FSO63.
  14. Ferreira A, Nascimento D, Cruz CD. Molecular mechanisms operating in animal models of neurogenic detrusor overactivity: a systematic review focusing on bladder dysfunction of neurogenic origin. Int J Mol Sci. 2023;24(4):3273.
  15. Doelman AW, et al. Assessing neurogenic lower urinary tract dysfunction after spinal cord injury: animal models in preclinical neuro-urology research. Biomedicines. 2023;11(6):1539.
  16. Bauer S, et al. Translational pitfalls in SCI bladder research: the hidden role of urinary drainage techniques in the rat model. Biology (Basel). 2025;14(8):928.
  17. Chang SM, et al. Urologic status of 74 spinal cord injury patients from the 1976 Tangshan earthquake, and managed for over 20 years using the Crede maneuver. Spinal Cord. 2000;38(9):552-4.
  18. GBD SCI Collaborators. Global, regional, and national burden of spinal cord injury, 1990-2019: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2019. Lancet Neurol. 2023;22(11):1026-47.
  19. Ding W, et al. Spinal cord injury: the global incidence, prevalence, and disability from the Global Burden of Disease Study 2019. Spine (Phila Pa 1976). 2022;47(21):1532-40.
  20. Di Benedetto V, et al. Vesicostomy in childhood: indications and results. Pediatr Surg Int. 1996;11(5-6):348-50.
  21. Vallasciani S, et al. Permanent cutaneous vesicostomy: a pragmatic approach to safely manage lower urinary tract dysfunction in pediatric patients with chronic and life-limiting conditions and neuropathic bladders. Front Pediatr. 2024;12:1409608.
  22. Donmez MI, et al. Long-term outcomes of cutaneous vesicostomy in patients with neuropathic bladder caused by spina bifida. J Pediatr Urol. 2017;13(6):622.e1-622.e4.
  23. Carpenter AR, Becknell B, Hirselj DA, McHugh KM. Urinary diversion via cutaneous vesicostomy in the megabladder mouse. Methods Mol Biol. 2012;886:393-402.
  24. Seyam RM, et al. Penile autotransplantation in rats: an animal model. Urol Ann. 2013;5(4):255-8.
  25. Becknell B, et al. Struvite urolithiasis and chronic urinary tract infection in a murine model of urinary diversion. Urology. 2013;81(5):943-8.
  26. Teimouri A, Wilcox DT, Malykhina AP, Wood D. Structural and functional bladder changes associated with disrupted voiding cycle in a murine model of cutaneous vesicostomy. J Pediatr Urol. 2026;22(1):105675.
  27. Herrera GM, Meredith AL. Diurnal variation in urodynamics of rat. PLoS One. 2010;5(8):e12298.
  28. Salih EM, et al. Temporary vesicostomy in pediatrics: what are the potential predictors of functional and morphological improvement of the upper urinary tract? J Pediatr Urol. 2021;17(6):834.e1-834.e9.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Procedura wezykostomiiuraz rdzenia kręgowegodolne drogi moczowezarządzanie pęcherzembadania przedkliniczneodprowadzenie moczuprzebudowa pęcherza

Ten artykuł został opublikowany

Film wkrótce dostępny

Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.