Wszystkie eksperymenty na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi ARRIVE. Badanie zostało zatwierdzone przez Komisję Etyki Sichuan Scientist Biotechnology Co., Ltd. (IACUC ISSUE SYST-2024-01). Szczegółowy harmonogram eksperymentalny podsumowujący plan badania przedstawiono na Rysunku uzupełniającym 1.
Przygotowanie i traktowanie zwierząt
Myszy poddano głębokiej anestezji poprzez inhalację 2% izofluranu. W stanie głębokiej anestezji pobrano krew metodą enukleacji retroorbitalnej. Bezpośrednio po pobraniu krwi przeprowadzono enukleację gałek ocznych w celu pozyskania tkanki siatkówki. Następnie, w celu zapewnienia eutanazji, wykonano zwichnięcie stawu szyjnego w głębokiej anestezji. Bezpośrednio po tym wypreparowano tkanki okrężnicy. Zwierzęta wykazujące zdarzenia niepożądane były niezwłocznie wycofywane z badania i otrzymywały odpowiednią opiekę weterynaryjną.
Randomizacja i zaślepienie
Samce myszy C57BL/6 w wieku 5 tygodni o masie od 20 do 30 g przebywały w ściśle kontrolowanych warunkach, w tym pod kątem temperatury i wilgotności. Po tygodniu aklimatyzacji myszy C57BL/6 zostały losowo przydzielone do trzech grup (grupy kontrolnej, grupy modelowej i grupy interwencyjnej) przy użyciu komputerowo wygenerowanego ciągu liczb losowych. Sekwencja randomizacji została wygenerowana przez badacza niezaangażowanego w opiekę nad zwierzętami ani w ocenę wyników.
Aby zapewnić zaślepienie, wszystkie czynności związane z opieką nad zwierzętami, podawaniem leków oraz gromadzeniem danych były wykonywane przez badaczy nieznających przydziału do grup. Zakodowane przypisania do grup ujawniono dopiero po zakończeniu wszystkich eksperymentów i analiz statystycznych. Zaślepienie dotyczyło: technika wykonującego zgłębnik doustny; patologa oceniającego histologię siatkówki oraz analityka kwantyfikującego prążki w analizie Western blot (WB).
Obliczanie wielkości próby
Wielkość próby określono na podstawie wstępnego eksperymentu oceniającego liczbę komórek zwojowych siatkówki (RGC) w tych samych warunkach doświadczalnych. Przy założeniu dwustronnego poziomu istotności (α) wynoszącego 0,05 oraz mocy statystycznej (1-β) wynoszącej 0,80, wymagane było minimum 5 myszy na grupę, aby wykryć klinicznie istotną różnicę w liczbie RGC pomiędzy grupą modelową a grupą interwencyjną. Uwzględniając potencjalny odsetek ubytków na poziomie około 20%, do każdej grupy zaplanowano włączenie 6 myszy.
Wytwarzanie zwierząt z cukrzycą
Grupa kontrolna otrzymywała standardową dietę, natomiast grupy interwencyjna i modelowa były karmione dietą wysokotłuszczową i wysokocukrową (HFHSD) przez cztery tygodnie. Po tym okresie dietetycznym zwierzęta z grup interwencyjnej i modelowej poddano domięśniowym iniekcjom 1% roztworu streptozotocyny (STZ) w dawce 35 mg/kg17,18,19,20. Po siedemdziesięciu dwóch godzinach od iniekcji myszy wykazujące poziom glukozy we krwi na czczo przekraczający 16,7 mmol/L uznano za model DM i wybrano do dalszych eksperymentów. Zwierzęta z modelem DM kontynuowały dietę wysokotłuszczową i wysokocukrową przez kolejne cztery miesiące, podczas gdy grupa kontrolna pozostawała na standardowej diecie.
Walidacja taksonomiczna i ocena jakości
Osiem składników QMG zostało zweryfikowanych taksonomicznie przy użyciu wyszukiwarki Modernized Plant Names Search (MPNS, http://mpns.kew.org/mpns-portal/). Jakość raportowania składu QMG oceniono za pomocą narzędzia ConPhYMP.
Metody podawania
W grupie interwencyjnej zwierzęta otrzymywały doustnie QMG. Preparat QMG został zakupiony w firmie Zhejiang Sansheng Mandi Pharmaceutical Co., Ltd. (chiński krajowy numer zatwierdzenia leku Z2090036). Zawiesinę QMG przygotowano poprzez jednorodne wymieszanie QMG z wodą destylowaną. Myszy w grupie interwencyjnej otrzymywały zawiesinę poprzez zgłębnik do żołądka w objętości równoważnej objętościom podawanym grupie modelowej i kontrolnej. Dawkę obliczono na podstawie klinicznej pojedynczej dawki terapeutycznej wynoszącej 4,5 g na 60 kg masy ciała dorosłego (standardowa dawka jednostkowa preparatu wprowadzonego do obrotu), stosując metodę normalizacji powierzchni ciała (BSA) zalecaną przez FDA oraz Reagan-Shaw21. Współczynnik przeliczeniowy między dorosłymi ludźmi (Km = 37) a myszami (Km = 3) wynosił 12,3, co przełożyło się na dawkę dla myszy wynoszącą 0,9 g/kg masy ciała. Grupa modelowa i grupa kontrolna otrzymywały równoważną objętość soli fizjologicznej poprzez zgłębnik do żołądka. Podawanie leku odbywało się codziennie między godziną 9:0 a 1:0 rano przez okres 3 kolejnych miesięcy.
Wskaźniki obserwacji i testowania
Ogólne monitorowanie oznak życiowych
Ogólne oznaki życiowe i wskaźniki fizjologiczne, w tym masa ciała, poziom glukozy we krwi, spożycie wody i pokarmu, diureza, poziom aktywności i zachowanie, temperatura ciała, a także stan skóry i sierści, były systematycznie obserwowane i rejestrowane w celu kompleksowej oceny interwencji terapeutycznych oraz wykrycia potencjalnych powikłań.
Obserwacja zmian morfologicznych w siatkówce za pomocą analizy barwienia HE
Wszystkie preparaty po utrwaleniu poddano procesowi odwodnienia w automatycznym dehydratorze z wykorzystaniem serii roztworów etanolu i ksylenu, a następnie zatopiono w parafinie. Następnie wykonano skrawki parafiny o grubości 4 µm, które zabarwiono metodą HE i zamontowano za pomocą gumy neutralnej. Obrazy siatkówki zostały zeskanowane przy użyciu skanera 3DHISTECH Pannoramic SCAN. Analiza obrazów i pomiary danych zostały wykonane programem Image-Pro Plus.
Oznaczanie poziomu IL-6, TNF-α i IL-1β w surowicy za pomocą analizy ELISA
Próbki krwi pobrano poprzez enukleację zaoczodołową. Surowicę oddzielono za pomocą wirowania przy 1,0 × g przez 15 min w temperaturze 4 °C i przechowywano w -80 °C do czasu analizy. Poziomy IL‑1β, IL‑6 i TNF‑α w surowicy zmierzono zgodnie ze standardowymi procedurami, obejmującymi wyrównanie temperatury odczynników, dodanie próbek, inkubację, przemywanie, dodanie koniugatu i substratu, przerwanie reakcji, pomiar gęstości optycznej oraz obliczenie stężenia na podstawie krzywej wzorcowej. Gęstość optyczną odczytano przy 450 nm za pomocą czytnika mikropłytek, a stężenia cytokin obliczono względem krzywych wzorcowych.
Wykrywanie kluczowych białek regulacyjnych w siatkówce i jelicie grubym za pomocą analizy WB
Przeprowadzono trzy niezależne powtórzenia biologiczne na pojedynczej membranie, którą następnie sekwencyjnie analizowano pod kątem białek docelowych. Wszystkie powtórzenia pochodziły z jednej kohorty zwierząt uśmierconych w tym samym czasie. W przypadku, gdy masa cząsteczkowa białka docelowego była zbyt zbliżona do masy cząsteczkowej GAPDH (<(różnica 5 kDa), analizowano je na oddzielnych membranach, aby zapobiec nakładaniu się sygnałów. Każdą membranę poddano inkubacji wyłącznie z przeciwciałem przeciwko białku docelowemu lub przeciwko GAPDH w celu zapewnienia dokładnej kwantyfikacji. Wykorzystano następujące przeciwciała pierwszorzędowe: GAPDH poliklonalny przeciwciało (1:500), poliklonalne przeciwciało przeciwko CMKLR1 (1:10), poliklonalne przeciwciało przeciwko Wnt5a (1:100), poliklonalne przeciwciało przeciwko TP53 (1:100), monoklonalne przeciwciało przeciwko AP-1 (1:50) oraz PPAR gamma (PPAR-γ) przeciwciało poliklonalne (1:100). Białka całkowite otrzymano poprzez lizę komórek, a następnie wirowanie. Stężenia białek oznaczono z wykorzystaniem testu BCA. Wyekstrahowane białka rozdzielono metodą SDS-PAGE, używając 12% żelu rozdzielającego, a następnie przeniesiono na membrany. Membrany zablokowano w buforze TBST zawierającym 5% odtłuszczonego mleka i inkubowano z odpowiednimi przeciwciałami pierwszorzędowymi przez noc w temperaturze 4 °CPo przemyciu membrany inkubowano z przeciwciałami wtórnymi anty-króliczymi lub anty-mysimi sprzężonymi z HRP w rozcieńczeniu 1:10 0. Na koniec prążki białkowe zwizualizowano i przeanalizowano za pomocą obrazowania chemiluminescencyjnego. Podczas wizualizacji i przetwarzania danych bloty przycięto poziomo, aby usunąć nieistotne regiony masy cząsteczkowej, zachowując wszystkie ścieżki próbek bez usuwania obszarów między nimi. Podczas przycinania w celu usunięcia nieistotnych fragmentów żelu mogło dojść do niewielkich zniekształceń krawędzi.
Wykrywanie mikrobioty jelitowej za pomocą analizy sekwencjonowania 16S rDNA
Przed procedurami końcowymi od każdej myszy pobrano świeże próbki kału. Myszy umieszczano indywidualnie w sterylnych klatkach na 10–15 min, aby umożliwić spontaniczną defekację. Kulki kału zbierano natychmiast za pomocą sterylnych pincet, przenoszono do sterylnych probówek 1,5 mL, zamrażano gwałtownie w ciekłym azocie i przechowywano w temperaturze -80 °C do momentu ekstrakcji DNA. Wszystkie procedury przeprowadzono w warunkach sterylnych, aby zminimalizować ryzyko kontaminacji krzyżowej. Odstęp czasu między defekacją a zamrożeniem utrzymywano w granicach 10 min, aby zapewnić integralność mikrobiologiczną. Próbki genomowego DNA (gDNA) z kału oczyszczano przy użyciu zestawu Fecal gDNA extraction kit, a następnie przeprowadzono amplifikację pełnej długości genu 16S rDNA za pomocą reakcji łańcuchowej polimerazy (PCR) z zastosowaniem uniwersalnych starterów 8F (5’-AGTTTGATCATGGCTCAG-3’) i 1492R (5’-CGGTTACCTTGTTACGACTT-3’). Produkty PCR analizowano następnie za pomocą elektroforezy w żelu agarozowym, oczyszczano i oznaczano ilościowo na potrzeby dalszych zastosowań. Sekwencjonowanie wysokoprzepływowe wykonano na sekwenatorze Nanopore GridION. Proces analizy danych obejmował basecalling, kontrolę jakości danych, adnotację gatunkową, konstrukcję drzewa filogenetycznego, analizę społeczności, analizę różnorodności alfa i beta, analizę gatunków o różnej liczebności oraz przewidywanie funkcji społeczności. Podczas analizy wykorzystano różne narzędzia i bazy danych, takie jak NanoFilt, Usearch, język programowania R, Python oraz baza danych SILVA.
Analiza korelacji osi jelito–siatkówka z zapaleniem ogólnoustrojowym i wielopoziomowym mikrobiotą jelitową
Aby zbadać potencjalne powiązania między wielopoziomową mikrobiotą jelitową a surowiczymi cytokinami zapalnymi i kluczowymi białkami regulatorowymi, przeprowadzono analizę korelacji przy użyciu platformy Luoning Bio-Cloud. W pierwszej kolejności z wyników sekwencjonowania wyodrębniono dane o liczebności gatunków na poziomach królestwa, typu, klasy, rzędu, rodziny, rodzaju i gatunku. Czynniki fizykochemiczne, w tym stężenia surowiczych cytokin zapalnych i poziomy ekspresji białek, zestawiono w pliku czynników środowiskowych. Aby zapewnić wiarygodność i możliwość wizualizacji korelacji, dane poddano normalizacji w celu wyeliminowania różnic w skali między liczebnością mikrobów a jednostkami pomiarów klinicznych. Obliczono współczynniki korelacji (wartości R) oraz odpowiadające im poziomy istotności (wartości P). Wyniki zwizualizowano za pomocą mapy ciepła korelacji, w której gradienty kolorów wskazują siłę i kierunek korelacji (kolor czerwony oznacza korelację dodatnią, niebieski – korelację ujemną), a gwiazdki (**) oznaczają istotność statystyczną (P < 0.01).
Metody statystyczne
Wszystkie analizy statystyczne oraz wizualizacje wykonano przy użyciu oprogramowania GraphPad Prism. Do porównania średnich dla danych o rozkładzie normalnym zastosowano test t. W przypadkach, gdy dane odbiegały od rozkładu normalnego, wykorzystano test Kruskala-Wallisa. Zależności między zmiennymi analizowano za pomocą korelacji Spearmana lub Pearsona. Wszystkie testy statystyczne przeprowadzono dwustronnie, przyjmując poziom istotności statystycznej 0,05.