Opisano zmodyfikowaną metodę ekstrakcji pierwszego trzonowca dolnego u myszy i porównano ją z podejściem konwencjonalnym w celu oceny wydajności i powtarzalności procedury. Zmodyfikowane podejście poprawia spójność procedury i zmniejsza trudności techniczne w tworzeniu modelu gojenia zębodołu żuchwy u myszy.
Artykuł metodologiczny
Zmodyfikowane podejście do ekstrakcji zębów w celu poprawy wydajności i powtarzalności procedury w mysim modelu gojenia zębodołu żuchwy
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Model gojenia zębodołu (TSHM) jest powszechnie stosowanym modelem zwierzęcym do badania mechanizmów molekularnych leżących u podłoża regeneracji kości. Chociaż mysi model TSHM w obrębie żuchwy jest cenny w badaniu specyficznych procesów patologicznych żuchwy, ustanowienie tego modelu pozostaje wyzwaniem technicznym ze względu na cechy anatomiczne i biomechaniczne obszaru trzonowców żuchwy. Niniejszy protokół opisuje zmodyfikowane podejście do ekstrakcji pierwszego trzonowca żuchwy u myszy i porównuje jego skuteczność z techniką konwencjonalną w celu zwiększenia efektywności i powtarzalności procedury. W kontrolowanych warunkach eksperymentalnych zmodyfikowane podejście znacząco skróciło średni czas ekstrakcji z 29 do 10 min. Ponadto w grupie zmodyfikowanej odnotowano mniej powikłań związanych z ekstrakcją, w tym złamań korzeni i kości jamistej, co wskazuje na poprawę spójności procedury. Analiza mikro-tomografii komputerowej (μCT) dodatkowo wykazała lepszą zachowalność architektury zębodołu podczas wczesnego gojenia. Wyniki te wskazują, że zmodyfikowane podejście do ekstrakcji zwiększa efektywność i powtarzalność procedury, jednocześnie redukując trudności techniczne związane z ekstrakcją zębów żuchwy u myszy. Protokół ten może ułatwić bardziej spójne tworzenie mysich modeli gojenia zębodołu w żuchwie, szczególnie dla badaczy z ograniczonym doświadczeniem w mikrochirurgii.
Wprowadzenie
Model gojenia zębodołu (TSHM) jest klasycznym modelem badania regeneracji kości1. Model ten tworzy wymagający, lecz podkrytyczny uraz w obrębie kości dziąbxowej, co umożliwia korzystne naturalne gojenie bez dodatkowej interwencji1. Myszy są powszechnie wykorzystywane jako organizmy modelowe ze względu na ich tło genetyczne, podobieństwa w metabolizmie kostnym do ludzi, stosunkowo niskie koszty hodowli oraz łatwość utrzymania2. W ciągu ostatnich kilku dekad szybki postęp w technologii edycji genów sprawił, że myszy stały się niezastąpione w badaniu mechanizmów molekularnych leżących u podstaw regeneracji kości3. W konsekwencji ekstrakcja zębów trzonowych u myszy transgenicznych jest szeroko stosowana do tworzenia TSHM w celu badania mechanizmów regulacyjnych regeneracji kości4,5,6.
Większość wcześniejszych badań nad mysimi modelami TSHM opierała się na żuchwie górnej4,5,6, ponieważ żuchwa dolna jest mechanicznie sztywniejsza i mniej podatna niż żuchwa górna7, co zwiększa trudność techniczną ekstrakcji zęba. Ponadto pole operacyjne przy ekstrakcji zębów trzonowych z żuchwy górnej jest względnie bardziej dostępne, a sama żuchwa górna łatwiejsza do stabilizacji niż żuchwa dolna, co sprawia, że procedura jest mniej wymagająca technicznie. Mimo tych wyzwań, zakrzywiona i powiększona morfologia wierzchołkowa korzenia pierwszego trzonowca żuchwy dolnej myszy zwiększa retencję mechaniczną w otaczającej kości jamistej8,9, co dodatkowo komplikuje ekstrakcję (Rycina 1). Niemniej jednak, modele ekstrakcji z żuchwy dolnej pozostają niezastąpione w badaniu patologicznych procesów specyficznych dla żuchwy dolnej, w tym zapalenia kości, osteonekrozy szczęki związanej z lekami, oseointegracji implantów oraz regeneracji kości z użyciem biomateriałów10,11,12. Dlatego opracowanie powtarzalnej i niezawodnej metody ekstrakcji trzonowców z żuchwy dolnej u myszy jest istotne dla badań wymagających modeli gojenia zębodołu specyficznych dla żuchwy dolnej.
Rycina 1. Schematyczne porównanie morfologii zębów u ludzi i myszy.
(A) Schematyczna ilustracja zęba dorosłego człowieka. (B) Schematyczna ilustracja pierwszego trzonowca żuchwy młodej myszy. (C) Schematyczna ilustracja pierwszego trzonowca żuchwy dorosłej myszy. Diagramy podkreślają różnice w morfologii korzenia i rozkładzie cementu, które przyczyniają się do zwiększonej retencji mechanicznej pierwszych trzonowców żuchwy u dorosłych myszy w obrębie kości jamistej. Szkliwo, zębina i cement są oznaczone odpowiadającymi im kolorami przedstawionymi w legendzie. Cechy anatomiczne oparto na opublikowanych opisach8,9,15. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
Wcześniej opracowana przez naszą grupę badawczą technika ekstrakcji zębów wykorzystuje strzykawki przekształcone w elewatory stomatologiczne13. Chociaż metoda ta umożliwia skuteczne usunięcie prawego pierwszego trzonowca dolnego u myszy, wymaga ona wysokiej precyzji technicznej i wiąże się z trudnym procesem nauki, wymagającym intensywnych ćwiczeń. Niedoświadczeni operatorzy mogą nieumyślnie spowodować obrażenia sąsiednich struktur anatomicznych. Ponadto ekstrakcja lewego pierwszego trzonowca dolnego wymaga dodatkowego przeszkolenia w zakresie „odbicia lustrzanego”, aby osiągnąć biegłość proceduralną. Wyzwania te mogą naruszać integralność zębodołu, zmniejszać spójność wyników gojenia u zwierząt oraz ograniczać dostępność tego modelu dla badaczy z ograniczonym doświadczeniem w mikrochirurgii.
Niniejszy protokół opisuje zmodyfikowaną metodę ekstrakcji pierwszego trzonowca dolnego u myszy w celu poprawy dostępności i powtarzalności procedury. Protokół został zwalidowany na 8-tygodniowych samcach myszy C57BL/6 w celu utworzenia modelu TSHM pierwszego trzonowca dolnego. Zmodyfikowane podejście systematycznie porównano z techniką konwencjonalną, aby ocenić wydajność procedury, skuteczność ekstrakcji oraz powikłania związane z zabiegiem. Ponadto przeanalizowano typowe błędy techniczne występujące podczas opanowywania metody, aby zapewnić praktyczne wytyczne dla badaczy tworzących mysi model TSHM trzonowca dolnego.
Protokół
Wszystkie procedury zostały zatwierdzone przez Komisję Etyczną West China School of Stomatology Uniwersytetu w Sichuan (WCHSIRB-D-2025-188) i zostały przeprowadzone zgodnie z instytucjonalnymi wytycznymi dotyczącymi opieki nad zwierzętami.
UWAGA: Należy użyć 8-tygodniowych samców myszy C57BL/6 o masie 22–29 g. Zwierzęta powinny być utrzymywane na standardowej diecie z dostępem do wody ad libitum w standardowych warunkach hodowlanych (21°C–24°C, 40%–60% wilgotności i 12-godzinnym cyklem światło-ciemność). Należy wykorzystać materiały i instrumenty wymienione w Tabeli materiałów. Do oceny porównawczej i prezentacji przypadków niepowodzeń należy użyć 24 myszy. Przed eksperymentem porównawczym należy wykorzystać dodatkowe myszy do przeszkolenia operatora.
1. Przygotowanie przedoperacyjne
- Przygotowanie instrumentów
- Przygotować igły do strzykawek 25 G do użycia jako elewatory (opcjonalnie). Zgiąć ścięte końcówki każdej igły pod kątem około 20°–40°13.
- Przygotować ząbkowaną pęsetę oftalmologiczną do użycia jako szczypce dentystyczne. Sprawdzić ząbkowaną końcówkę pod powiększeniem, aby potwierdzić, że ząbki są odpowiednio ustawione i nie są zdeformowane.
- Zmontować retraktor do pyska, używając jednej gumki recepturki i czterech igieł do strzykawek 25 G. Przygotować płytę piankową lub tekturę jako platformę operacyjną, taśmę do unieruchomienia kończyn myszy oraz czołówkę do oświetlenia pola operacyjnego.
- Przygotować podkładkę grzewczą do rekonwalescencji pooperacyjnej i rozgrzać ją do około 38°C przed operacją. Przygotować kulki waty do hemostazy oraz odpowiednią ilość soli fizjologicznej do oczyszczenia jamy ustnej.
- Przygotować osłonę na palec, aby zakryć kciuk i chronić operatora podczas procedury ekstrakcji.
- Położyć sterylną włókninę na powierzchni operacyjnej i podkładce grzewczej w celu utrzymania sterylności pola.
- Przygotowanie znieczulenia
- Zdezynfekować brzuch myszy za pomocą kulki waty nasączonej antyseptycznym roztworem powidonu z jodkiem. Podać 1% pentobarbital sodu (50 mg/kg) drogą dostrzewną14. Ocenić głębokość znieczulenia za pomocą testu uciśnięcia palca i w razie potrzeby podać dodatkowe znieczulenie.
UWAGA: Jeśli odruch uciśnięcia palca powróci lub procedura zbliży się do przewidywanego czasu trwania znieczulenia, należy przerwać zabieg i podać dodatkowe znieczulenie zgodnie z zatwierdzonym instytucjonalnym protokołem weterynaryjnym. - Niezwłocznie po znieczuleniu nałożyć weterynaryjną maść oftalmiczną do obu oczu, aby zapobiec wysychaniu rogówki.
- Zdezynfekować brzuch myszy za pomocą kulki waty nasączonej antyseptycznym roztworem powidonu z jodkiem. Podać 1% pentobarbital sodu (50 mg/kg) drogą dostrzewną14. Ocenić głębokość znieczulenia za pomocą testu uciśnięcia palca i w razie potrzeby podać dodatkowe znieczulenie.
- Przygotowanie dezynfekcji i sterylizacji
- Zdezynfekować platformę operacyjną, podkładkę grzewczą, taśmę, osłonę na palec oraz otaczający obszar roboczy 75% etanolem. Dla każdej myszy używać nowych sterylnych patyczków bawełnianych, włókniny, gumek recepturek i igieł. Ząbkowaną pęsetę oraz sól fizjologiczną sterylizować przed użyciem zgodnie ze standardowym instytucjonalnym protokołem sterylizacji parowej.
OSTRZEŻENIE: 75% etanol jest łatwopalny. Należy go używać w dobrze wentylowanym pomieszczeniu, z dala od źródeł ciepła, iskier, otwartego ognia i innych źródeł zapłonu. Należy stosować odpowiednie środki ochrony osobistej. Pozostawić instrumenty i powierzchnie traktowane etanolem do całkowitego wyschnięcia przed rozpoczęciem procedury. - Przeprowadzić higienę rąk przed rozpoczęciem procedury. Założyć czysty ubiór operacyjny, sterylną czapkę chirurgiczną, maseczkę chirurgiczną oraz sterylne rękawiczki.
- Zdezynfekować platformę operacyjną, podkładkę grzewczą, taśmę, osłonę na palec oraz otaczający obszar roboczy 75% etanolem. Dla każdej myszy używać nowych sterylnych patyczków bawełnianych, włókniny, gumek recepturek i igieł. Ząbkowaną pęsetę oraz sól fizjologiczną sterylizować przed użyciem zgodnie ze standardowym instytucjonalnym protokołem sterylizacji parowej.
2. Proces chirurgiczny
- Unieruchomienie i oczyszczanie myszy
- Umieścić mysz w pozycji na plecach na płytce do unieruchamiania i zabezpieczyć kończyny taśmą. Wbić dwie igły 25 G w płytę piankową na poziomie płaszczyzny oczno-usznej oraz dwie dodatkowe igły 25 G poniżej żuchwy.
- Założyć gumkę recepturkę nad igły i przez siekacze, aby utrzymać otwartość pyska. Delikatnie odsunąć język i ustawić go po stronie przeciwnej do miejsca ekstrakcji, aby zapobiec zasłonięciu pola operacyjnego. W całym protokole jako reprezentacyjny przykład stosować pierwszy trzonowiec żuchwy prawej.
- Usunąć resztki pokarmu i inne ciała obce z jamy ustnej za pomocą małej bawełnianej kulki zwilżonej roztworem soli fizjologicznej.
UWAGA: Należy mocno wycisnąć bawełnianą kulkę, aby usunąć nadmiar soli fizjologicznej i zapobiec dostaniu się płynu do jamy ustnej, co mogłoby spowodować uduszenie.
- Eliminacja oporu dystalnego i mezjalnego (opcjonalnie)
- Używając pęsety w lewej ręce, odsunąć prawy kącik pyska, aby w pełni odsłonić pierwszy trzonowiec żuchwy prawej oraz otaczające go tkanki miękkie od strony policzkowej i językowej.
- Trzymać pęsetę w prawej ręce. Następnie, trzymając igłę 25 G w lewej ręce, ostrożnie wprowadzić ją w więzadło przyzębne od strony policzkowej, sąsiadującą z korzeniem dystalnym, aby stworzyć przestrzeń w więzadle przyzębnym.
- Powoli przesuwać igłę w stronę obszaru okowierzchołkowego, obracając ją mezjalnie i językowo w stronę trzonowca, aby poluzować korzeń w zębodole.
- Wprowadzić igłę 25 G w rozwidlenie korzeni od strony policzkowej i unieść ją okłożnie lewą ręką. Drugą igłę 25 G wprowadzić prawą ręką w więzadło przyzębne od strony językowej, sąsiadującą z korzeniem mezjalnym, aby stworzyć przestrzeń w więzadle przyzębnym, a następnie obrócić igłę dystalnie i policzkowo.
- Wycofać obie igły z pola operacyjnego po zakończeniu wstępnego rozluźniania więzadeł przyzębnych.
UWAGA: Wstępne rozluźnianie więzadeł przyzębnych należy przeprowadzać tylko wtedy, gdy ząb wykazuje minimalną ruchomość i znaczny opór po wstępnym kołysaniu kleszczykami.
- Kołysanie i ekstrakcja
- Ustabilizować głowę myszy za pomocą palca wskazującego i środkowego lewej ręki. Kciuk, zabezpieczony palczkiem, oprzeć o siekacze żuchwy dla wsparcia, trzymając pęsetę w prawej ręce.
- Trzymać końcówki pęsety prostopadle do płaszczyzny okłuzalnej i równolegle do długiej osi zęba. Umieścić ząbkowane końcówki w rozwidleniu korzeni, aby uzyskać stabilny uchwyt.
UWAGA: Nie chwytać bezpośrednio korzenia zęba pęsetą, ponieważ może to doprowadzić do złamania korzenia. - Ująć koronę pęsetą i stosować delikatne ruchy kołyszące w kierunku policzkowo-językowym. Ograniczyć kąt kołysania policzkowego do 30°, a kąt kołysania językowego do 50°. Wykonywać jeden ruch kołyszący co 1–1.5 s.
- Utrzymywać trakcję wzdłuż długiej osi trzonowca od wierzchołka w stronę korony, jednocześnie stosując stały przeciwpodpór opuszką lewego kciuka przeciwko siekaczom żuchwy, aby ustabilizować żuchwę.
UWAGA: Należy zachować ciągły, stabilny przeciwpodpór, unikając nadmiernego ucisku lub przemieszczenia siekaczy i sąsiednich tkanek miękkich. - Kontynuować ruchy kołyszące, aż ząb stopniowo stanie się ruchomy, a powierzchnia okłuzalna zostanie widocznie uniesiona ponad sąsiednie trzonowce. Przez cały zabieg utrzymywać końcówki pęsety równolegle do długiej osi zęba, a następnie wyekstrahować ząb po uzyskaniu wystarczającej ruchomości.
UWAGA: Przed zastosowaniem końcowej siły ekstrakcyjnej ocenić ruchomość zęba, delikatnie kołysząc koroną w kierunku policzkowo-językowym. Przystąpić do ekstrakcji tylko wtedy, gdy koronę można przemieścić przy minimalnym oporze, a amplituda ruchu policzkowo-językowego osiąga około połowę szerokości korony. Bezpośrednio przed całkowitą ekstrakcją ponownie ocenić głębokość znieczulenia. W razie potrzeby podać dodatkowe znieczulenie (Rysunek 2).
Rysunek 2. Porównanie konwencjonalnej i zmodyfikowanej metody ekstrakcji pierwszego trzonowca żuchwy myszy.
(A) Schematyczna ilustracja konwencjonalnej metody ekstrakcji, w której zgięta igła 25 G jest wprowadzana w więzadło przyzębne i wykorzystywana jako dźwignia do poluzowania zęba. (B) Schematyczna ilustracja zmodyfikowanej metody ekstrakcji, w której ząbkowana pęseta okulistyczna chwyta koronę i wywiera trakcję równolegle do długiej osi zęba. (C) Reprezentatywny obraz zgiętego czubka igły 25 G wykorzystanej jako elewator. (D) Reprezentatywny obraz ząbkowanej pęsety okulistycznej wykorzystanej jako kleszcze do mikroekstrakcji. (E) Reprezentatywny obraz śródoperacyjny przedstawiający łużkę ekstrakcyjną bezpośrednio po usunięciu pierwszego trzonowca żuchwy; przerywane linie wskazują łuźki ekstrakcyjne. (F) Widok policzkowy prawidłowo wyekstrahowanego pierwszego trzonowca żuchwy. (G) Widok językowy tego samego wyekstrahowanego pierwszego trzonowca żuchwy. Paski skali = 2 mm (C,D) oraz 400 µm (E–G). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
3. Badanie wyekstrahowanych zębów i otworów po ekstrakcji
- Obejrzyj wyekstrahowany ząb, aby potwierdzić jego całkowite usunięcie oraz nienaruszoną strukturę. Potwierdź, że morfologia korzenia została zachowana, z dłuższym korzeniem mezjalnym, krótszym korzeniem dystalnym oraz poszerzeniem w okolicy wierzchołka15. Zweryfikuj, czy do wyekstrahowanego zęba nie przylegają fragmenty kości jamki zębodochodowej.
- Obejrzyj jamkę po ekstrakcji, aby potwierdzić, że jest czysta i wolna od pozostałości fragmentów korzenia (Rycina 2).
UWAGA: Jeśli podczas ekstrakcji podejrzewa się pozostanie lub złamanie korzenia, należy unikać wielokrotnych manipulacji, ponieważ nadmierne próby mogą pogorszyć ubytki w jamce. Obejrzyj miejsce ekstrakcji pod powiększeniem, aby potwierdzić obecność pozostałości fragmentów korzenia. Przypadki z pozostawionymi lub złamanymi korzeniami należy zarejestrować jako nieudane ekstrakcje i wykluczyć z późniejszej oceny modelu. Zwierzęta te należy traktować zgodnie z zatwierdzonym protokołem dotyczącym zwierząt.
4. Opieka pooperacyjna
- Przyłożyć suchą watę w celu uzyskania hemostazy. Oczyścić jamę ustną za pomocą małej kulki waty zwilżonej roztworem soli fizjologicznej, a następnie przywrócić język na miejsce.
UWAGA: Zwilżyć kulkę waty minimalną objętością sterylnej soli fizjologicznej niezbędną do zwilżenia jej powierzchni, tak aby nie powstawał wolny płyn. - Podać karprofen (5 mg/kg, podskórnie) po operacji w celu zapewnienia przeciwbólowego efektu pooperacyjnego.
- Umieścić zwierzę na podkładce grzewczej i monitorować go w sposób ciągły do momentu odzyskania przytomności.
- Po wybudzeniu z znieczulenia zapewnić zmiękconą standardową karmę lub dietę żelową na dnie klatki przez 3 dni, z dostępem do wody ad libitum. Powrócić do standardowej diety po potwierdzeniu prawidłowego zachowania podczas karmienia.
- Monitorować spożycie pokarmu, masę ciała, aktywność, zachowania pielęgnacyjne, obrzęk twarzy, krwawienie z jamy ustnej oraz oznaki bólu lub stresu w określonych odstępach czasu.
5. Szkolenie operatorów
- Losowo przydziel dwóch operatorów, z których żaden nie ma wcześniejszego doświadczenia w modelach regeneracji twardych tkanek myszy, do grupy ekstrakcji konwencjonalnej lub zmodyfikowanej. Przeszkol operatorów oddzielnie pod nadzorem tego samego instruktora, który biegle posługuje się obiema metodami ekstrakcji – konwencjonalną i zmodyfikowaną.
- W pierwszym tygodniu poleć każdemu operatorowi ćwiczenie przypisanej procedury ekstrakcji na trupich zwłokach myszy, aby zapoznał się z przebiegiem operacji.
- W drugim tygodniu nadzoruj szkolenie na żywych myszach w celu oceny i udoskonalenia praktycznego zastosowania każdej z technik. Monitoruj każdą procedurę, aby zapewnić odpowiednią anestezję i zapobiec niezamierzonym powikłaniom chirurgicznym, w tym przypadkowym uszkodzeniom otaczających tkanek miękkich spowodowanym niewłaściwą manipulacją instrumentami lub uszkodzeniem struktur jamowych. Potwierdź kompetencje operatora, gdy będzie on w stanie samodzielnie przeprowadzić trzy kolejne udane ekstrakcje. Po zakończeniu nadzorowanego szkolenia przystąp do porównawczych eksperymentów z ekstrakcji.
6. Przygotowanie preparatów
- Uśmierć myszy poprzez zwichnięcie stawu obręczy karkowej. Wypreparuj żuchwy z głowy i usuń przylegającą tkankę miękką.
- Utrwal żuchwy w 4% roztworze paraformaldehydu przez 48 h. Przechowuj preparaty w PBS przed skanowaniem µCT.
7. µCT i analizy
- Zeskanuj żuwaczki za pomocą µCT skanera. Ustaw parametry skanowania na 80 kV, 500 µA, 10 µm rozdzielczość wokseli oraz skanowanie warstwa po warstwie.
- Kalibruj µCT system wykorzystujący fantom z hydroksyapatytu. Należy zeskanować fantom, a następnie wyeksportować zrekonstruowane obrazy przy użyciu programu DataViewer.
- Przeanalizuj obrazy fantomów za pomocą oprogramowania CTAn. Ustal krzywą kalibracyjną poprzez korelację zmierzonych wartości tłumienia CT wkładów fantomu z ich znanymi gęstościami mineralnymi, aby przeliczyć wartości tłumienia na BMD.
- Zastosuj identyczne parametry skanowania i rekonstrukcji dla wszystkich próbek.
- Zrekonstruuj wszystkie zestawy danych, korzystając ze zstandardyzowanego procesu rekonstrukcji w programie CTAn powiązanego z µCT systemu. Zastosuj identyczne ustawienia rekonstrukcji, definicję ROI oraz kryteria analizy ilościowej dla wszystkich próbek. Wykonaj rekonstrukcję trójwymiarową oddzielnie przy użyciu oprogramowania Mimics Research w celu reprezentacyjnej wizualizacji, stosując tę samą definicję ROI, która została użyta podczas ilościowej analizy CTAn.
- Zdefiniuj obszar zainteresowania (ROI), zaznaczając dystalny region korzenia wyekstrahowanego pierwszego zęba trzonowego dolnej szczęki. Zbierz 100 kolejnych przekrojów poprzecznych, rozciągających się w kierunku wierzchołkowym od połączenia cemento-emaliowego sąsiedniego drugiego zęba trzonowego.
- Ręcznie obrysuj ROI na każdym przekroju wzdłuż granicy nowo powstałej kości jamistej otaczającej dołek po ekstrakcji. Następnie przeprowadź przetwarzanie obrazu i analizę ilościową przy użyciu oprogramowania CTAn, stosując identyczne parametry analizy dla wszystkich próbek.
- Wykonaj rekonstrukcję trójwymiarową przy użyciu oprogramowania Mimics Research. Oblicz częstość występowania złamań korzeni oraz defektów ścian zębodołu jako proporcję próbek żuchwy wykazujących dany stan w stosunku do całkowitej liczby próbek żuchwy.
- Wszystkie analizy statystyczne oraz wykresy należy wykonać przy użyciu programu GraphPad Prism v10.1.2. Normalność rozkładu zmiennych ciągłych należy ocenić za pomocą testu Shapiro-Wilka.
- Za jednostkę eksperymentalną dla wszystkich analiz uznano poszczególną mysz oraz odpowiadający jej dołek po ekstrakcji.
- Porównaj czas ekstrakcji, BMD oraz BV/TV między grupami, stosując nieparowany dwustronny test t Studenta t test. Porównano częstość występowania złamań korzenia oraz defektów ścian zębodołu za pomocą dokładnego testu Fishera.
- Oznacz istotność statystyczną w następujący sposób: *, p < 0.05; **, p < 0,01; oraz ***, p < 0,001. Użyj oznaczenia „ns”, aby wskazać brak istotnej statystycznie różnicy między dwiema grupami.
Wyniki
Cechy anatomiczne istotne dla ekstrakcji pierwszego trzonowca dolnej szczęki przedstawiono na Rysunku 1, a konwencjonalne i zmodyfikowane podejścia do ekstrakcji ukazano schematycznie na Rysunku 2A,B. Reprezentatywne obrazy przygotowanej igły i ząbkowanej pęsety oftalmicznej, świeżych gniazd po ekstrakcji oraz usuniętego pierwszego trzonowca dolnej szczęki przedstawiono na Rysunku 2C–G. Cały przebieg procedury podsumowano na Rysunku 3. Aby porównać wydajność i powtarzalność obu podejść, dwóm operatorom o równoważnym doświadczeniu w pracy z myszami losowo przydzielono zadanie przeprowadzenia ekstrakcji pierwszego trzonowca dolnej szczęki z zastosowaniem metody konwencjonalnej lub zmodyfikowanej. Wszystkie myszy były 8-tygodniowymi samcami szczepu C57BL/6. Czas ekstrakcji oraz powikłania związane z procedurą odnotowano bezpośrednio po zabiegu, natomiast gniazda po ekstrakcji oceniono za pomocą µCT po 2 tygodniach gojenia. Czas ekstrakcji rejestrowano w trakcie procedury, w związku z czym nie można było go ocenić w sposób zaślepiony; usunięte zęby i zestawy danych µCT zakodowano przed oceną, aby oceniający nie wiedział, która metoda ekstrakcji została zastosowana.
Rycina 3. Schemat procedur konwencjonalnej i zmodyfikowanej ekstrakcji pierwszego trzonowca żuchwy myszy.
Schemat rozpoczyna się od przygotowania instrumentarium, znieczulenia, dezynfekcji i sterylizacji oraz unieruchomienia myszy. Następnie protokół rozdziela się na konwencjonalną i zmodyfikowaną metodę ekstrakcji. Metoda konwencjonalna obejmuje sekwencyjne usuwanie oporu dystalnego i mezjalnego przed ekstrakcją zęba, podczas gdy metoda zmodyfikowana obejmuje opcjonalne wstępne rozluźnienie więzadła ozębnego, a następnie ruchy kołyszące i ekstrakcję zęba za pomocą ząbkowanej pęsety oftalmicznej. Obie metody kończą się badaniem wyekstrahowanego zęba i zębodołu, a następnie opieką pooperacyjną. Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tej ryciny.
Reprezentatywne obrazy µCT uzyskane bezpośrednio po ekstrakcji oraz po 2 tygodniach gojenia przedstawiono na Rysunku 4A–D. Zmodyfikowane podejście znacząco skróciło średni czas ekstrakcji w porównaniu z podejściem konwencjonalnym (10 min vs. 29 min, p = 0.0006; Rysunek 4E). Złamanie korzenia wystąpiło u 2/6 myszy (33,3%) w grupie zmodyfikowanej i u 4/6 myszy (66,7%) w grupie konwencjonalnej, przy czym nie stwierdzono statystycznie istotnej różnicy między grupami (p = 0.5455; Rysunek 4F). Defekty ściany zębodołu zaobserwowano u 0/6 myszy w grupie zmodyfikowanej i u 4/6 myszy (66,7%) w grupie konwencjonalnej; różnica ta nie była istotna statystycznie (p = 0.0606; Rysunek 4G). Po 2 tygodniach gojenia analiza µCT wykazała istotnie wyższe wartości BMD i BV/TV w grupie zmodyfikowanej niż w grupie konwencjonalnej (p = 0.0188 oraz p = 0.0253, odpowiednio; Rysunek 4H,I). Wyniki te wskazują na krótszy czas ekstrakcji przy zastosowaniu zmodyfikowanego podejścia i sugerują lepszą powtarzalność zabiegu w testowanych warunkach eksperymentalnych.
Rysunek 4. Porównanie podejścia konwencjonalnego i zmodyfikowanego w ekstrakcji pierwszego zęba trzonowego żuchwy myszy oraz późniejszego gojenia się zębodołu.
(A–D) Reprezentatywne obrazy mikrotomografii komputerowej (µCT) zębodołów bezpośrednio po ekstrakcji (A,B) oraz 2 tygodnie po ekstrakcji (C,D) przy zastosowaniu podejścia konwencjonalnego (A,C) lub zmodyfikowanego (B,D). Panele 1–3 przedstawiają odpowiednio widoki strzałkowy, czołowy i poprzeczny, a panel 4 przedstawia odpowiadającą im rekonstrukcję trójwymiarową. Czerwone przerywane linie wyznaczają oryginalne kontury korzeni. Białe przerywane linie i czerwone strzałki wskazują defekty ściany zębodołu. Pełne pomarańczowe linie w A1, B1, C1 i D1 wskazują odpowiadające im pozycje widoków w przekroju poprzecznym. Niebieskie przerywane linie w C1, C2, D1 i D2 wskazują zakres nowo powstałej kości wewnątrz zębodołu. Nowo powstała kość jest zaznaczona na czerwono w rekonstrukcjach trójwymiarowych (C4,D4). (E–I) Ilościowe porównanie efektów ekstrakcji i wczesnego gojenia się zębodołu, w tym czasu ekstrakcji (E), częstotliwości złamań korzeni (F), częstotliwości występowania defektów ściany zębodołu (G), gęstości mineralnej kości (BMD; H) oraz frakcji objętości kości do objętości tkanki (BV/TV; I). Dla wyników procedury (E–G), n = 6 myszy na grupę; dla analizy µCT gojenia się zębodołu (H,I), n = 3 myszy na grupę. Pojedyncza mysz i odpowiadający jej zębodół zostały uznane za jednostkę eksperymentalną. Wyniki ciągłe w E, H i I przedstawiono jako średnia ± SD i porównano za pomocą nieparametrycznego obustronnego testu t Student’a. Wyniki kategoryczne w F i G przedstawiono jako liczby bezwzględne i procenty i porównano za pomocą dokładnego testu Fishera. Złamania korzeni wystąpiły u 4/6 myszy (66,7%) w grupie konwencjonalnej i u 2/6 myszy (33,3%) w grupie zmodyfikowanej. Defekty ściany zębodołu wystąpiły u 4/6 myszy (66,7%) w grupie konwencjonalnej i u 0/6 myszy w grupie zmodyfikowanej. Istotność statystyczna: *, p < 0,05; ***, p < 0,001. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
Za udaną ekstrakcję uznano całkowite usunięcie pierwszego trzonowca dolnej szczęki bez pozostawienia fragmentów korzenia, przy jednoczesnym zachowaniu architektury dołka zębiodołowego w celu późniejszej oceny gojenia, co zilustrowano na Rysunku 4A–D. Ekstrakcję uznano za nieudaną, gdy niepełne usunięcie zęba lub uszkodzenia powstałe podczas procedury uniemożliwiły późniejszą ocenę gojenia dołka. Reprezentatywne nieudane wyniki przedstawiono na Rysunku 5A–F. Złamanie korony pokazano na Rysunku 5A, złamanie korzenia dystalnego na Rysunku 5B, a defekt korzenia mezjalnego na Rysunku 5C. Pozostałe fragmenty korzenia oraz złamanie wierzchołka korzenia przedstawiono odpowiednio na Rysunku 5D,E. Uszkodzenia strukturalne w okolicy kanału nerwu zębodołowego dolnego pokazano na Rysunku 5F. Te nieudane wyniki były powiązane z niewłaściwą kontrolą kąta lub głębokości wprowadzenia igły, nieodpowiednią trajektorią ekstrakcji, zastosowaniem nadmiernej siły lub nadmierną manipulacją. Uwzględnienie zarówno udanych, jak i suboptymalnych wyników pokazuje zakres rezultatów, które mogą wystąpić podczas wdrażania protokołu, i dostarcza kryteriów interpretacji sukcesu oraz niepowodzenia ekstrakcji.
Rycina 5. Reprezentatywne przykłady nieudanych ekstrakcji pierwszych trzonowców żuchwy u myszy.
(A–F) Reprezentatywne obrazy µCT i rekonstrukcje trójwymiarowe ilustrujące częste powikłania związane z ekstrakcją. (A) Złamanie korony. (B) Złamanie korzenia dystalnego. (C) Wada korzenia mezjalnego. (D) Pozostały fragment korzenia. (E) Złamanie wierzchołka korzenia. (F) Uszkodzenie otaczających struktur anatomicznych. Czerwone linie przerywane obrysowują pierwotne kontury korzenia. Białe linie przerywane obrysowują ubytki kostne lub przyległe struktury anatomiczne. Czerwone strzałki wskazują miejsca urazów lub zatrzymane fragmenty korzenia. Złamane korzenie i sąsiednie zęby zostały zaznaczone na czerwono w rekonstrukcjach trójwymiarowych przedstawionych na panelach A, B, D i E. Panele C i F zawierają reprezentatywne widoki przekrojów poprzecznych rekonstrukcji trójwymiarowych. Wszystkie próbki pobrano 2 tygodnie po ekstrakcji zęba. Paski skali = 200 µm. Skrót: µCT, mikrotomografia komputerowa. Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tej ryciny.
Dyskusja
Pomyślne utworzenie TSHM wymaga całkowitego usunięcia zęba przy jednoczesnym zachowaniu otaczającej architektury wyrostka zębodołowego, ponieważ urazy związane z ekstrakcją mogą upośledzić późniejszą regenerację kości16. W związku z tym powtarzalność procedury ekstrakcji stanowi krytyczny czynnik determinujący niezawodność modelu17. W niniejszym badaniu zmodyfikowane podejście do ekstrakcji pierwszego trzonowca dolnego z użyciem kleszczy zostało systematycznie porównane z konwencjonalną techniką opartą na dźwigni w zestandaryzowanych warunkach szkoleniowych. Metoda zmodyfikowana wykazała poprawę wydajności i powtarzalności procedury, co odzwierciedlał znacząco krótszy czas ekstrakcji oraz mniejsza liczba powikłań związanych z zabiegiem. Konkretnie, po tym samym dwutygodniowym okresie szkolenia średni czas ekstrakcji uległ skróceniu z 29 min przy zastosowaniu podejścia konwencjonalnego do 10 min przy zastosowaniu podejścia zmodyfikowanego. Co więcej, w grupie zmodyfikowanej nie zaobserwowano ubytków ścian zębodołu, podczas gdy powikłanie to często występowało w grupie konwencjonalnej. Chociaż częstość występowania złamań korzenia nie różniła się znacząco między grupami, niższa częstotliwość zaobserwowana przy metodzie zmodyfikowanej sugeruje lepszą spójność procedury w obecnych warunkach eksperymentalnych. Dodatkowo, lepsze zachowanie architektury zębodołu po ekstrakcji wiązało się z usprawnionym wczesnym gojeniem kości po dwóch tygodniach. Zbiorczo wyniki te wskazują, że zmodyfikowana technika może zmniejszyć zmienność zależną od operatora podczas tworzenia modelu.
Bezpośrednia inspekcja usuniętego zęba i zębodołu jest wystarczająca do rutynowej identyfikacji oczywistych złamań korzenia i poważnych ubytków w zębodole. W niniejszym badaniu porównawczym zastosowano µCT jako obiektywne narzędzie walidacyjne w celu identyfikacji pozostałych fragmentów korzenia i subtelnych defektów ściany zębodołu oraz do ilościowej oceny wczesnych efektów gojenia zębodołu. Poprawioną skuteczność zmodyfikowanego podejścia można przypisać różnicom w strategii mechanicznej stosowanej podczas ekstrakcji zęba. Konwencjonalne techniki ekstrakcji w mysim modelu TSHM żuchwy opierają się zazwyczaj na procedurach luksacji13,18, w których siła mechaniczna jest wprowadzana za pomocą instrumentów wstawianych wokół zęba trzonowego i stopniowo stosowana w celu poluzowania zęba. Jednak ze względu na to, że pierwsze trzonowce żuchwy myszy mają powiększoną morfologię wierzchołka korzenia i ograniczony dostęp chirurgiczny9, takie procedury mogą generować miejscowy stres mechaniczny w miejscu wprowadzenia narzędzia i w otaczających strukturach wyrostka zębodołowego. W przeciwieństwie do tego, zmodyfikowane podejście przenosi główny punkt przyłożenia siły z obszaru korzenia na bardziej stabilną koronę. Poprzez zastosowanie kontrolowanej trakcji równolegle do osi długiej zęba przy jednoczesnej stabilizacji żuchwy, strategia ta może ułatwiać stopniowe rozszerzanie zębodołu i redukować niekontrolowaną koncentrację naprężeń. Co istotne, modyfikacja ta upraszcza również główny etap kontroli siły podczas ekstrakcji, co potencjalnie obniża barierę techniczną dla badaczy z ograniczonym doświadczeniem w mikrochirurgii.
Pomimo tych zalet, kilka kwestii technicznych pozostaje istotnych dla pomyślnej implementacji tego protokołu, ponieważ wynik wciąż zależy od techniki operatora. Po pierwsze, należy utrzymywać kierunek przyłożonej siły równolegle do długiej osi zęba, aby poprawić uchwyt korony oraz zminimalizować niepotrzebną koncentrację naprężeń i ryzyko złamania korzenia związane z przyłożeniem siły poza osią. Po drugie, należy unikać zbyt głębokiego wprowadzania pęsety zębowej lub nadmiernej manipulacji, ponieważ oba te czynniki mogą naruszyć integralność zębodołu. Po trzecie, podczas opcjonalnego etapu wstępnego rozluźniania więzadła ozębnego, należy wprowadzić igłę równolegle do długiej osi korzenia zęba, aby zminimalizować uszkodzenia otaczającej kości jamistej, zgodnie z wcześniejszym raportem autorów13. Zatem, choć zmodyfikowane podejście poprawia dostępność proceduralną, odpowiednie przeszkolenie i standaryzacja postępowania pozostają niezbędne do uzyskania spójnych wyników.
Przy interpretacji tych wyników należy wziąć pod uwagę kilka ograniczeń. Po pierwsze, liczebność próby do oceny µCT była stosunkowo ograniczona. W związku z tym zaobserwowane różnice we wczesnym gojeniu kości należy interpretować jako dowody wspierające poprawę ustanowienia modelu, a nie jako ostateczny dowód na usprawnione gojenie. Po drugie, w badaniu uczestniczeli tylko dwaj operatorzy. W konsekwencji ocena zmienności międzyoperatorowej była ograniczona, co mogło wprowadzić błąd związany z operatorem. Po trzecie, protokół został zwalidowany wyłącznie w prawych pierwszych zębach trzonowych żuchwy u 8-tygodniowych samców myszy. Nie przeprowadzono ilościowych porównań sukcesu ekstrakcji, powikłań związanych z procedurą oraz gojenia zębodołu w różnych grupach wiekowych. Z tego względu kwestia tego, czy zaobserwowane korzyści można uogólnić na zwierzęta w innym wieku lub o innej płci, wymaga dalszych badań.
Podsumowując, niniejsze badanie przedstawia zoptymalizowane podejście do ekstrakcji pierwszego trzonowca żuchwy myszy i potwierdza jego skuteczność poprzez bezpośrednie porównanie z techniką konwencjonalną. Zmodyfikowana metoda umożliwia bardziej powtarzalne tworzenie mysiego modelu TSHM żuchwy, jednocześnie obniżając początkową barierę techniczną dla osób początkujących. Wyniki te stanowią praktyczny przewodnik dla badaczy tworzących modele gojenia zębodołów żuchwy.
Oświadczenia
Autorzy oświadczają, że nie stwierdzono żadnych konfliktów interesów.
Podziękowania
Praca ta została sfinansowana przez Narodową Fundację Nauk Naturalnych Chin (Grant nr 82571084) oraz Program Nauki i Technologii Prowincji Sichuan (Grant nr 2024JDKXJ0001).
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Igły do strzykawki 25 G | Beyotime | FS802-30pcs | Jednorazowe igły do strzykawek stosowane do rozwieracza do jamy ustnej i opcjonalnego wstępnego rozluźniania więzadeł przyzębowych |
| 4% roztwór paraformaldehydu | Solarbio | P1110 | 4% roztwór paraformaldehydu stosowany do utrwalania próbek |
| 75% etanol | Ouse Medical Devices Store | N/A | 75% etanol klasy medycznej stosowany do dezynfekcji powierzchni |
| Myszy C57BL/6 | Charles River | 213 | Samce myszy C57BL/6 w wieku 8 tygodni o masie 22–29 g |
| Karprofen | Solarbio | C5350 | Analgetyk pooperacyjny podawany podskórnie w dawce 5 mg/kg |
| Kulki waty | Ouning Medical Devices | N/A | Sterylne kulki waty stosowane do oczyszczania jamy ustnej i hemostazy |
| CTAn v1.18.4.0+ | SkyScan | N/A | Oprogramowanie stosowane do analizy obrazów μCT |
| DataViewer v1.5.6.2 | SkyScan | N/A | Oprogramowanie stosowane do przeglądania i eksportowania zrekonstruowanych obrazów μCT |
| Nakładki palczaste | LeSu Office | MEKU-1/2/3B | Nakładki palczaste stosowane do ochrony kciuka podczas ekstrakcji |
| Płyta piankowa | Dongguan Lijianglong Industrial Co., Ltd. | N/A | Płyta piankowa stosowana jako platforma operacyjna i stabilizująca |
| Dieta żelowa | ReadyDietech | J10001 | Dieta pooperacyjna dostarczana na dno klatki przez 3 dni, w przypadku zastosowania |
| GraphPad Prism v10.1.2 | GraphPad | RRID: SCR_002798 | Oprogramowanie stosowane do analizy statystycznej i generowania wykresów |
| Czołówka | Bazhou Pengen Protective Equipment Factory | N/A | Czołówka stosowana do oświetlenia pola operacyjnego |
| Mata grzewcza | Shijiazhuang Jianuan Electrical Appliances Co., Ltd. | N/A | Mata grzewcza podgrzana wstępnie do około 38 °C do rekonwalescencji pooperacyjnej |
| Phantom hydroksyapatytowy | QRM | QRM-70127 | Phantom kalibracyjny stosowany do konwersji wartości tłumienia CT na gęstość mineralną kości |
| Urządzenie powiększające | Olympus Corporation | SZX10 | Urządzenie stosowane do inspekcji końcówek pęsety ząbkowanej i zębodołu po ekstrakcji pod powiększeniem |
| Maska | Senlun Medical Devices Specialty Store | N/A | Maska chirurgiczna |
| Skaner mikrotomografii komputerowej | Bruker SkyScan | SkyScan 1276 | Skaner μCT stosowany przy 80 kV, 500 μA i rozdzielczości woksela 10 μm |
| Mimics Research v21.0 | Materialise | RRID: SCR_015802 | Oprogramowanie stosowane do rekonstrukcji trójwymiarowej |
| Pentobarbital sodu | Sigma-Aldrich | P3761 | Sól pentobarbitalu sodu stosowana jako 1% roztwór anestetyczny |
| Roztwór soli fosforanowo-buforowej | Solarbio | P1010 | Proszek soli fosforanowo-buforowej 0,01 M, pH 7,2–7,4 |
| Antyseptyczny roztwór powidonu z jodkiem | Belkon Pharmacy Flagship Store | N/A | Roztwór powidonu z jodkiem stosowany do dezynfekcji brzucha |
| Gumki recepturki | Foshan Puli Rubber Products Factory | N/A | Gumki recepturki stosowane do montażu rozwieracza do jamy ustnej |
| Roztwór soli fizjologicznej | Thermo Fisher | BR0053G | Tabletki soli fizjologicznej stosowane do przygotowania roztworu do oczyszczania jamy ustnej |
| Standardowa dieta paszowa | Jiangsu Xietong Pharmaceutical and Biotechnology Engineering Co., Ltd. | XTC01WC-001 | Standardowa pasza stosowana w rutynowym utrzymaniu, zmiękczana do karmienia pooperacyjnego |
| Sterylizator parowy | Institutional facility | N/A | Urządzenie stosowane do sterylizacji pęset ząbkowanych i roztworu soli fizjologicznej |
| Sterylne patyczki bawełniane | Kangbailai Medical Devices Store | N/A | Jednorazowe sterylne patyczki bawełniane |
| Sterylne rękawiczki | Senlun Medical Devices Specialty Store | N/A | Sterylne rękawiczki lateksowe |
| Sterylna włóknina | Shandong Xinhua Infection Control Supplies Hangzhou Store | N/A | Sterylna włóknina stosowana do przykrycia powierzchni operacyjnej i maty grzewczej |
| Sterylna czapka chirurgiczna | Senlun Medical Devices Specialty Store | N/A | Sterylna czapka chirurgiczna |
| Ubranie chirurgiczne | Senlun Medical Devices Specialty Store | N/A | Czyste ubranie chirurgiczne noszone podczas zabiegu |
| Taśma | Thermo Fisher | 15947 | Taśma klejąca stosowana do unieruchomienia kończyn myszy |
| Ząbkowana pęseta okulistyczna | Beyotime | FS229 | Ząbkowana pęseta okulistyczna stosowana jako pęseta stomatologiczna |
| Weterynaryjna maść okulistyczna | Dechra Veterinary Products | 143-16 | Maść okulistyczna nakładana po znieczuleniu w celu zapobiegania wysychaniu rogówki |
Bibliografia
- Chavez MB, et al. Bone sialoprotein is critical for alveolar bone healing in mice. J Dent Res. 2023;102(2):187-196.
- Guan B, Liu L, Liu Y. Application and characterisation of four genetically engineered animal models (mouse/zebrafish/rhesus monkey/drosophila) in acute myeloid leukemia. Gene. 2025;963:149607.
- Varshney GK, Burgess SM. Crispr-based functional genomics tools in vertebrate models. Exp Mol Med. 2025;57(7):1355-1372.
- Phanrungsuwan A, Donnelly B, Millán JL, Foster BL. Targeted alkaline phosphatase therapy enhances alveolar bone healing in X-linked hypophosphatemia in mice. J Periodontal Res. 2026;61(3):309-322. doi:10.1111/jre.70044.
- Mohamed FF, et al. Dentoalveolar defects and impaired alveolar bone healing in a neural crest-directed conditional knockout mouse model of hypophosphatasia. Bone. 2025;198:117538.
- Oka H, et al. Subset of the periodontal ligament expressing leptin receptor contributes to part of hard tissue-forming cells. Sci Rep. 2023;13(1):3442.
- Chen S, Rittel D, Shemtov Yona K. The normal stiffness of the edentulous alveolar process. Bone Rep. 2021;14:101066.
- Lungová V, et al. Tooth-bone morphogenesis during postnatal stages of mouse first molar development. J Anat. 2011;218(6):699-716.
- Iwama H, et al. Acellular extrinsic fiber cementum is invariably present in the superficial layer of apical cementum in mouse molar. J Histochem Cytochem. 2024;72(2):109-120.
- Hadad H, et al. Rodents as an animal model for studying tooth extraction-related medication-related osteonecrosis of the jaw: Assessment of outcomes. Arch Oral Biol. 2024;159:105875.
- Mouraret S, et al. A pre-clinical murine model of oral implant osseointegration. Bone. 2014;58:177-184.
- Yu F, Liu L, Xia L, Fang B. Establishment of a C57BL/6 mandibular critical-size bone defect model. J Craniofac Surg. 2021;32(7):2562-2565.
- Yu C, Yu F, Li F, Ye L. The establishment of a murine mandibular molar extraction socket healing model. J Vis Exp. 2023;(191). doi:10.3791/64855.
- University of Michigan Unit for Laboratory Animal Medicine. Guidelines on anesthesia and analgesia in mice. Updated January 23, 2026. Available at: https://az.research.umich.edu/animalcare/guidelines/guidelines-anesthesia-and-analgesia-mice/. Accessed August 5, 2026.
- Qiu Y, et al. Investigation of the furcation morphology of permanent mandibular first molars by using micro-computed tomography. BMC Oral Health. 2024;24(1):1150.
- Vieira AE, et al. Intramembranous bone healing process subsequent to tooth extraction in mice: Micro-computed tomography, histomorphometric and molecular characterization. PLoS One. 2015;10(5):e0128021.
- Jiang J, Mou J, Wang S, Liu J. Protocol for establishing a mouse model of bilateral maxillary first molar extraction to study alveolar bone healing. STAR Protoc. 2026;7(1):104366.
- Liang B, Zhang W, Xue Y. Observation and analysis of tooth extraction wound healing process of maxillary first molars in C57BL/6 mice. Chin J Pract Stomatol. 2019;12(232):e6.
Przedruki i uprawnienia
Ten artykuł został opublikowany
Film wkrótce dostępny