Publiczne zbiory danych Gene Expression Omnibus (GEO) analizowane w niniejszym badaniu zawierały zanonimizowane dane transkrypcyjne z wcześniej opublikowanych badań i nie wymagały dodatkowej zgody komisji etycznej. Komisja Etyczna Uniwersytetu w Huaihua zatwierdziła niezależne badanie walidacyjne metodą ilościowej reakcji łańcuchowej polimerazy z odwrotną transkrypcją (qRT-PCR) w ludzkiej tkance płucnej (numer zgody 2024(A05112)). Przed pobraniem próbek od wszystkich uczestników lub ich prawnie upoważnionych przedstawicieli uzyskano pisemną świadomą zgodę. Procedury zatwierdzenia i zgody zastosowano do wszystkich 20 próbek tkanki płucnej od pacjentów z nadciśnieniem płucnym (PAH) oraz 20 próbek kontrolnych wykorzystanych w walidacji qRT-PCR. Narzędzia badawcze użyte w niniejszym protokole wymieniono w Tabeli materiałów.
1. Gromadzenie i wstępne przetwarzanie publicznych zbiorów danych transkryptomicznych
Zbiory danych z mikromacierzy GSE22356, GSE33463 i GSE48149 powiązane z nadciśnieniem płucnym (PH) pobrano z bazy danych GEO. Próbki z PH/nadciśnieniem tętniczym płuc (PAH) oraz próbki kontrolne wyodrębniono zgodnie z oryginalnymi adnotacjami fenotypowymi. Macierze ekspresji oraz pliki adnotacji platform pobrano za pomocą powtarzalnych skryptów R oraz pakietu GEOquery.
Adnotacja sond oraz mapowanie symboli genów przeprowadzono w sposób spójny dla wszystkich zbiorów danych. W przypadku, gdy wiele sond mapowało na ten sam gen, obliczano średnią wartość ekspresji. Zastosowano normalizację kwantylową, a geny o niskiej ekspresji lub niskiej wariancji zostały usunięte. Zbiory danych połączono, a efekty serii skorygowano za pomocą algorytmu ComBat z pakietu sva8. Korekcję oceniono za pomocą wykresów pudełkowych oraz analizy głównych składowych.
2. Identyfikacja genów o różnym poziomie ekspresji
Do porównania poziomów ekspresji między próbkami PH a kontrolnymi w macierzy ekspresji skorygowanej o efekt serii wykorzystano pakiet limma9. Zastosowano dopasowany model liniowy oraz statystykę empirycznego Bayesa. Geny różnicowo wyrażone zdefiniowano przy użyciu skorygowanej wartości P <0,05 oraz bezwzględnej zmiany log2 fold change > 0,585. Wyniki zwizualizowano za pomocą wykresów wulkanicznych (volcano plots) i map ciepła (heatmaps).
3. Konstrukcja ważonej sieci koekspresji genów
Ważoną sieć koekspresji genów skonstruowano przy użyciu pakietu WGCNA10. W celu wykrycia wartości odstających przeprowadzono klastrowanie próbek. Moc miękkiego progowania (soft-thresholding power) wybrano na podstawie indeksu dopasowania topologii wolnej od skali. Moduły genowe zidentyfikowano za pomocą algorytmu dynamicznego przycinania drzewa. Korelację eigengenów modułów analizowano w odniesieniu do fenotypu PH, a następnie wybrano moduł związany z chorobą o najsilniejszej korelacji. Geny z kluczowego modułu zestawiono z genami różnicowo eksponowanymi w celu wyłonienia genów konsensusowych.
4. Analiza wzbogacenia funkcjonalnego
Kategorie procesów biologicznych, komponentów komórkowych i funkcji molekularnych Gene Ontology zostały przeanalizowane przy użyciu oprogramowania clusterProfiler11. W celu zidentyfikowania szlaków sygnalizacyjnych przeprowadzono analizę wzbogacenia szlaków Kyoto Encyclopedia of Genes and Genomes12. Jako progi wzbogacenia przyjęto wartość P < 0,05 oraz wartość q < 0,2, a wzbogacone terminy przedstawiono za pomocą wykresów bąbelkowych11.
5. Konstrukcja sieci oddziaływań białko-białko i identyfikacja genów hubowych
Konsensusowa lista genów została wprowadzona do bazy danych STRING, z wybranym gatunkiem Homo sapiens oraz progiem ufności dla oddziaływań > 0,413. Plik oddziaływań zaimportowano do programu Cytoscape, a wtyczkę CytoHubba wykorzystano do rankingowania genów według stopnia węzła. Geny o wysokim stopniu połączeń zdefiniowano jako geny hubowe.
6. Wybór genów cech diagnostycznych przy użyciu uczenia maszynowego
Zastosowano trzy niezależne algorytmy selekcji cech. Po pierwsze, przeprowadzono regresję logistyczną z wykorzystaniem metody LASSO (least absolute shrinkage and selection operator) przy użyciu pakietu glmnet i 10-krotnej walidacji krzyżowej w celu zidentyfikowania genów o niezerowych współczynnikach14. Po drugie, zastosowano rekurencyjną eliminację cech (recursive feature elimination) z wykorzystaniem maszyn wektorowych wsparcia (support vector machines), aby usunąć redundantne cechy i wybrać podzbiór cech, który osiągnął najwyższą dokładność w walidacji krzyżowej15. Po trzecie, skonstruowano model lasu losowego, a cechy uszeregowano według średniego spadku zanieczyszczenia Gini16. Przecięcie zbiorów genów uzyskanych z trzech algorytmów posłużyło do zdefiniowania końcowego zestawu kluczowych genów cech. Pakiet pROC został wykorzystany do wygenerowania krzywych charakterystyki ROC (receiver operating characteristic) oraz obliczenia wartości powierzchni pod krzywą (AUC)17.
7. Walidacja genów kluczowych z wykorzystaniem niezależnych zbiorów danych bulk oraz single-cell
Zestaw danych GSE117261 został wykorzystany jako niezależna zewnętrzna kohorta walidacyjna dla tkanki płucnej, zawierająca 58 próbek z PAH oraz 25 próbek kontrolnych od dawców niezakwalifikowanych18. Zestaw ten nie był używany w analizie odkrywczej różnicowej ekspresji, konstrukcji ważonej sieci koekspresji genów ani w selekcji cech za pomocą uczenia maszynowego. Macierz ekspresji została znormalizowana i adnotowana, a różnicową ekspresję przeanalizowano przy użyciu pakietu limma v3.68.0. Korekcja stopy fałszywych odkryć metodą Benjamini-Hochberga została zastosowana dla całego adnotowanego transkrypтому. Krzywe charakterystyki operacyjnej odbiornika (ROC) dla pojedynczych genów obliczono przy użyciu pakietu pROC v1.19.0.1, 95% przedziałów ufności DeLonga oraz punktów odcięcia wskaźnika Youdena. W ramach GSE117261 dopasowano eksploracyjny model regresji logistycznej dla pięciu genów, a jego wewnętrzną wydajność dodatkowo oceniono za pomocą wielokrotnej zagnieżdżonej walidacji krzyżowej.
Zbiór danych GSE210248 (Tabela 1) został wykorzystany jako zewnętrzny zestaw walidacyjny dla pojedynczych komórek tętnicy płucnej, zawierający próbki od trzech pacjentów z PAH oraz trzech zdrowych dawców19. Dane zostały przetworzone przy użyciu oprogramowania Seurat v5.5.1 w celu kontroli jakości, normalizacji, redukcji wymiarowości, klastrowania i adnotacji komórek20. Zidentyfikowano główne populacje komórek, w tym komórki śródbłonka, komórki mięśni gładkich, fibroblasty, monocyty/makrofagi oraz komórki T/natural killer. Komunikację międzykomórkową przeanalizowano za pomocą CellChat v2.1.2 oraz bazy danych ligandów i receptorów CellChatDB.human21. Obiekt CellChat utworzono na podstawie znormalizowanej macierzy ekspresji Seurat oraz metadanych dotyczących typów komórek. Zidentyfikowano geny nadekspresjonowane oraz interakcje ligand-receptor, obliczono prawdopodobieństwa komunikacji, usunięto interakcje obejmujące grupy komórek liczące mniej niż 10 komórek, a następnie wywnioskowano i zagregowano sieci komunikacyjne na poziomie szlaków. Zbiór danych ten został wykorzystany wyłącznie do zewnętrznej walidacji mechanistycznej, a nie do trenowania modelu.
| Element | Opis |
| Zbiór danych | GSE210248 |
| Typ danych | sekwencjonowanie RNA pojedynczych komórek metodą kroplową 10x Genomics; wysokoprzepustowe profilowanie transkryktomiczne |
| Próbki ludzkie | trzy próbki tętnicy płucnej z PAH oraz trzy próbki tętnicy płucnej od zdrowych dawców |
| Źródło tkanki | tkanka tętnicy płucnej ex vivo, odzwierciedlająca głównie ekologię komórkową ściany naczyniowej płuc oraz proces przebudowy naczyniowej |
| Główny cel analityczny | lokalizacja typów komórek, przełączanie fenotypowe komórek mięśni gładkich, komunikacja między komórkami odpornościowymi a strukturalnymi oraz walidacja spójności mechanistycznej genów kandydackich |
Tabela 1: Podstawowe informacje dotyczące zbioru danych do walidacji jednokomórkowej GSE210248. Tabela podsumowuje numer dostępu do zbioru danych, platformę sekwencjonowania, źródło tkanki, skład próbek oraz cel analityczny walidacji jednokomórkowej tętnicy płucnej.
8. Walidacja ekspresji genów metodą qRT-PCR
Walidacja metodą qRT-PCR objęła 20 biologicznie niezależnych próbek tkanki płucnej PAH od pacjentów z PH/PAH oraz 20 biologicznie niezależnych kontrolnych próbek tkanki płucnej. Całkowity RNA wyekstrahowano przy użyciu zestawu Total RNA Extraction Kit. Stężenie i czystość RNA oceniono za pomocą spektrofotometru, a integralność RNA oceniono za pomocą elektroforezy w żelu agarozowym. Do analizy włączono wyłącznie próbki RNA o wartościach A260/280 między 1,8 a 2,1 i bez widocznej degradacji.
Równe ilości RNA poddano odwrotnej transkrypcji do komplementarnego DNA przy użyciu zestawu Solarbio Universal RT-PCR Kit (AMV; nr katalogowy RP1200). Ilościową PCR dla CXCL10, JUN, IFIH1, MX1 i TLR7 przeprowadzono z użyciem SYBR Green PCR Master Mix w systemie Real-Time PCR. Każda próbka biologiczna była analizowana w trzech powtórzeniach technicznych, wraz z kontrolami bez matrycy (no-template) i bez odwrotnej transkrypcji (no-reverse-transcription). Do dalszych analiz wykorzystano średnią wartość Ct z trzech powtórzeń technicznych; powtórzenia techniczne nie były traktowane jako niezależne obserwacje. Zastosowano startery obejmujące złącza ekson-ekson, generujące amplikony o długości 80–200 bp (Tabela 2). Specyficzność starterów zweryfikowano za pomocą NCBI Primer-BLAST oraz analizy krzywej topnienia22.
β-actin (ACTB) wykorzystano jako wewnętrzny gen referencyjny do normalizacji poziomów ekspresji genów docelowych. Ekspresję względną obliczono metodą 2-ΔΔCt23. Do porównań międzygrupowych, w zależności od rozkładu danych, zastosowano dwustronne testy U Manna-Whitneya, a dla pięciu genów wprowadzono korektę stopy odkryć fałszywych metodą Benjamini-Hochberga. Krzywe ROC dla pojedynczych genów wygenerowano z 95% przedziałami ufności DeLonga, a optymalne punkty odcięcia wybrano za pomocą indeksu Youdena. Model regresji logistycznej dla pięciu genów został wstępnie dopasowany i oceniony na tych samych 40 próbkach biologicznych; szacunek ten zdefiniowano zatem jako pozorną wydajność wewnątrzpróbkową. Aby ocenić potencjalne przeuczenie, przeprowadzono 100 powtórzeń stratyfikowanej pięciokrotnej walidacji krzyżowej z wykorzystaniem modelu regresji logistycznej z regularyzacją L2, a następnie obliczono zbiorczą wydajność ROC dla danych spoza próby walidacyjnej.
| Gen | Numer akcesyjny RefSeq | Starter przedni (5′–3′) | Starter odwrotny (5′–3′) | Rozmiar produktu (bp) | Tm (°C) | Przecinający ekson |
| CXCL10 | NM_001565.4 | GTCAAGCCAT
AATTGTTC | ATAGTGCCAG
GGTAGAGT | 141 | 46.1 | Tak |
| JUN | NM_002228.4 | ACAAGTGGCA
GAGTCCCG | CGCCCAAGTT
CAACAACC | 152 | 54.5 | Tak |
| IFIH1 | NM_022168 | GCACAGAGCG
GTAGACCCT | GCCCTGAAGC
ACGAGATG | 182 | 54.7 | Tak |
| MX1 | NM_002462.5 | TTAGCCGTGG
TGATTTAGC | CAAGGTGGAG
CGATTCTG | 156 | 52.3 | Tak |
| TLR7 | NM_016562.4 | ATTGCCCTCGT
TGTTATA | TTCCTGGAGTT
TGTTGAT | 179 | 48.1 | Tak |
| ACTB | NM_001101.3 | CTCACCATGGAT
GATGATATCGC | AGGAATCCTTCT
GACCCATGC | 194 | 56.2 | Tak |
Tabela 2: Sekwencje starterów użytych do ilościowej PCR z odwrotną transkrypcją. Tabela zawiera geny docelowe, numery dostępowe RefSeq, sekwencje starterów w przód i w tył, wielkości produktów, temperatury topnienia oraz status obejmowania eksonów przez startery użyte do qRT-PCR.
9. Przesiewanie związków kandydackich i dokowanie molekularne
Sygnatury genów rdzeniowych o zwiększonej i zmniejszonej ekspresji zostały wprowadzone do bazy danych Connectivity Map w celu zidentyfikowania małych cząsteczek, które według prognoz odwracają profil ekspresji związany z PH7. Kandydaci zostali uszeregowani według wyniku Logit oraz prawdopodobieństwa predykcji.
Struktura trójwymiarowa BRD-K91900765/VX-745 została pobrana z bazy PubChem pod numerem CID 303852524. Informacje farmakologiczne dotyczące związku opracowano na podstawie publicznych baz danych leków, a deskryptory strukturalne obliczono przy użyciu DrugBank oraz SwissADME25,26. Struktury białek pobrano z RCSB Protein Data Bank, korzystając z następujących identyfikatorów PDB: CXCL10, 1LV9; JUN, 1JUN; IFIH1, 3B6E; MX1, 5GTM; TLR7, 7CYN oraz MAPK14/p38α, 1OUK27. Wykrywanie ślepych kawern oraz dokowanie molekularne przeprowadzono za pomocą programu CB-Dock2 v2.0 z silnikiem oceniającym AutoDock Vina v1.2.028,29. Pliki białek i ligandów przesłano do CB-Dock2, automatycznie wykryto potencjalne kawerny, a dokowanie wykonano w obrębie specyficznych dla kawern obszarów (docking-box) wygenerowanych przez serwer. Dla każdego białka zapisano identyfikator kawerny, wynik Vina, objętość kawerny, środek obszaru dokowania, wymiary obszaru dokowania oraz plik kompleksu białko-ligand. Poza z najbardziej ujemnym wynikiem Vina wybrano jako najwyżej ocenioną przewidywaną konformację. Białko MAPK14/p38α zostało uwzględnione jako ustalony cel farmakologiczny i pozytywny punkt odniesienia dla dokowania VX-745. Dokowanie względem CXCL10, JUN, IFIH1, MX1 i TLR7 miało charakter eksploracyjny i nie było interpretowane jako dowód bezpośredniego celowania farmakologicznego, wiązania, inhibicji ani skuteczności.
10. Analiza statystyczna i kontrola powtarzalności
Wszystkie analizy statystyczne wykonano w programie R, chyba że zaznaczono inaczej. Dwustronne wartości P < 0,05 uznano za statystycznie istotne. Korektę dla wielokrotnych testów zastosowano w analizach różnicowej ekspresji, wzbogacenia, walidacji zewnętrznej oraz qRT-PCR, zgodnie z powyższym opisem. W celu oceny stabilności modeli uczenia maszynowego i połączonych modeli qRT-PCR zastosowano walidację krzyżową.