What factors determine which blood withdrawal method to use in mice and rats?

Blood withdrawal method selection depends on four key factors: the volume of blood needed, frequency of sampling, the animal's health status, and the technician's skill level. These considerations ensure the procedure is safe, effective, and appropriate for the specific research requirements. Different methods—retro-orbital, tail snip, and intracardiac—suit different experimental needs.

What is the difference between plasma and serum in blood samples?

Plasma is collected from whole blood with anticoagulant and contains fibrinogen and clotting factors. Serum is collected from whole blood without anticoagulant; after clotting, the top layer lacks fibrinogen and clotting factors. The choice depends on experimental requirements, as each sample type has distinct biochemical properties and applications.

Why is needle selection important for blood collection in rodents?

Needle selection depends on animal size and venipuncture site. Large bore needles cause less blood cell damage and enable rapid collection but risk vessel damage. Needle length matters too—if too long, blood may clot inside the needle. Appropriate sizes range from 18 to 29 gauge and 0.5 to 1.5 inches, with specific sizes recommended for each collection method.

How is the retro-orbital bleeding technique performed in mice?

After anesthetizing the animal with inhalation anesthetic, place it in lateral recumbency. Pull skin back along the jaw to induce eye protrusion. Insert a micro-hematocrit tube into the medial canthus at 30-45 degrees, rotating gently to rupture the ocular sinus. Blood flows by capillary action. Release skin to stop bleeding and allow minimum 10 days between repeated collections for tissue healing.

What are the main complications associated with retro-orbital bleeding?

Complications include excessive swelling causing eye protrusion and corneal drying, improper tube placement severing the optic nerve causing blindness, eyeball displacement, orbital bone fracturing, eye globe penetration, and hematoma formation. Despite these risks, when performed by a skilled technician on a fully anesthetized animal, retro-orbital bleeding remains an effective collection method.

How does tail snip collection differ from tail vessel nick collection?

Tail snip uses a sterile scalpel to cut the tail tip, allowing serial collections by disrupting the original scab. Tail vessel nick is less invasive, making a small cut over the lateral tail vein two-thirds from the rump. Both methods may contain tissue product contamination. Tail snips produce arterial and venous blood, while nicks target venous blood specifically.

What is the procedure for intracardiac blood collection and how much blood can be collected?

After euthanizing with carbon dioxide, hold the rodent by the scruff with body hanging vertically. Insert the needle bevel-up into the chest at the notch left of the xiphoid, parallel to the spine. Apply slight backpressure; blood flows if needle is in heart. Approximately half the total blood volume can be collected—about 1 mL from mice and 10 mL from rats using anesthesia induction and maintenance protocols.

Pobranie krwi I

0 views11:51 min

1. Krwawienie zaoczodołowe

Sprzęt
1. Przygotuj słoik dzwonowy lub anestezjologiczną komorę indukcyjną do podania gazu znieczulającego, takiego jak izofluran. Podczas korzystania ze słoika dzwonowego konieczne jest, aby płynny środek znieczulający nie miał kontaktu ze zwierzęciem, aby uniknąć wchłaniania przez skórę. Można użyć platformy z małymi otworami.
2. Preferowane są probówki mikrohematokrytologiczne o pojemności 50-75 mikrolitrów. Rurki owinięte mylarem są mniej podatne na pękanie między palcami operatora i powinny być traktowane jako środek bezpieczeństwa.
3. Na powierzchni roboczej umieszcza się ręcznik papierowy o kilku grubościach lub inne materiały izolacyjne, aby utrzymać ciepło ciała zwierzęcia podczas zabiegu.
Przygotowanie i ułożenie zwierzęcia
1. Zwierzę jest znieczulane wziewnym środkiem znieczulającym, takim jak izofluran, w słoiku dzwonowym lub komorze indukcyjnej znieczulenia gazowego.
2. Gdy zwierzę jest w pełni znieczulone, jest usuwane i umieszczane w pozycji leżącej bocznej.
3. Oko wysuwa się, kładąc palec na czubku głowy i wzdłuż linii żuchwy oraz ciągnąc skórę do tyłu i w dół.
4. Unikaj wywierania nacisku na tchawicę, ponieważ może to spowodować zapadnięcie się lub zamknięcie dróg oddechowych, powodując śmierć przez uduszenie.
Pobranie krwi
1. Mikrohematokryt umieszcza się w przyśrodkowej kancie oka i kieruje doogonowo pod kątem 30-45° od płaszczyzny nosa.
2. Wywieraj nacisk, delikatnie obracając rurkę hematokrytu. Spowoduje to przecięcie błon spojówek i pęknięcie splotu ocznego.
3. Krew wpłynie do rurki hematokrytu poprzez działanie kapilarne.
4. Unikaj pchania tak głęboko, aby uderzyć w kość z tyłu jamy oka.
5. Gdy krew zacznie płynąć, utrzymuj ciśnienie, aby oko było wysunięte.
6. Aby pobrać wiele probówek krwi, nie jest konieczne umieszczanie następnej rurki w splocie ocznym, ponieważ krew będzie nadal płynąć i może być pobierana, ponieważ pochodzi z przyśrodkowej kantu.
7. Aby zatamować krwawienie, należy rozluźnić skórę i pozwolić oku powrócić do normalnej pozycji. Wywieraj nacisk na orbitę, aby zapewnić hemostazę.

Rysunek 1. Wsteczne oczodołowe wycofanie krwi u myszy.

2. Procedury krwawienia z ogona: obcinanie ogona i nacięcie ogona

Sprzęt
1. Sterylne ostrze skalpela, najlepiej ostrze numer 11 lub jednostronna żyletka, służy do wykonania wstępnej amputacji metodą obcinania ogona. Nie należy używać nożyczek, ponieważ cięcie wykonane nożyczkami jest miażdżące, co sprzyja krzepnięciu i zmniejsza przepływ krwi. Do zabiegu nacięcia ogona używa się ostrza skalpela numer 11 lub 15 do wykonania cięcia.
2. Przygotowana jest rurka krępująca, która umożliwia dostęp do ogona myszy.
3. Jako podłoże do wykonania noża ogonowego używa się chłonnych ręczników papierowych lub gazy.
4. Wymagane są również probówki zbiorcze lub rurki hematokrytu.
5. Proszek ściągający powinien być dostępny, aby pomóc w hemostazie.
Powściągliwość
1. Zwierzę umieszcza się w rurze w taki sposób, aby ogon był dostępny. W przypadku krępów typu Broome zwierzę jest najpierw wciągane do rury. W przypadku innych rurek zwierzę umieszcza się głową do przodu.
2. Zwierzęta są przymocowane do rurki w taki sposób, że nie mogą się obrócić ani wycofać ogona.
3. Niektóre myszy pozwolą na obcinanie ogona i pobieranie krwi przy minimalnym ograniczeniu ręcznym, jeśli pozwolą im złapać szorstką powierzchnię.
4. Niektóre szczury będą wymagały znieczulenia wziewnego do tej metody pobierania krwi.
Pobranie krwi
1. Ogon przeciera się ciepłą wodą, aby usunąć zanieczyszczenia i spowodować lekkie rozszerzenie naczyń krwionośnych. NIE WOLNO używać gorącej wody.
2. W przypadku wycinka ogona ogon jest przedłużany, a sam koniec ogona (0,5-1 mm dla myszy i do 2 mm dla szczurów) jest cięty ostrzem skalpela.
3. W przypadku nacięcia ogona ogon jest przedłużony, a ostrzem skalpela wykonuje się cięcie w odległości około 2/3 odległości od zadu, bezpośrednio nad boczną żyłą ogonową.
4. Ogon można głaskać od zadu do końca, aby pobudzić przepływ krwi; Spowoduje to jednak obniżenie jakości próbki.
5. Krew pobiera się z końcówki lub nacięcia za pomocą probówek hematokrytu lub pozostawia do kapania do fiolki zbiorczej.

3. Pobieranie krwi sercowej

Sprzęt
1. W przypadku myszy preferowana jest strzykawka o pojemności 3 cm3 z igłą o rozmiarze 22-25 x 1". Mniejsze strzykawki nie mają takiego samego ciśnienia wstecznego i mogą utrudniać pobieranie krwi. Igły mniejsze niż 25 mm ograniczają przepływ krwi, co prowadzi do zwiększonej krzepliwości i uszkodzenia komórek krwi. Igły krótsze niż 1" mogą nie osiągać poziomu serca, gdy zbliżają się od przepony.
2. W przypadku szczura preferowana jest strzykawka o pojemności 10-12 cm3 z igłą o rozmiarze 18 x 1,5 cala. W zależności od wielkości szczura, mniejsza strzykawka może nie pomieścić całej objętości krwi do pobrania, a zatem strzykawka musiałaby zostać zmieniona podczas zabiegu. Igły o średnicy mniejszej niż 20 mm ograniczają przepływ krwi, co prowadzi do zwiększonej krzepliwości. Igły krótsze niż 1,5 cala mogą nie osiągać poziomu serca, gdy zbliżają się od przepony.
3. Do przechowywania pobranej krwi używa się probówki do pobierania krwi o odpowiedniej wielkości.
Powściągliwość
1. Właściwa powściągliwość jest niezbędna do powodzenia tej metody. Zwierzę jest trzymane za kark, a ciało zwisa pionowo. Ważne jest, aby ciało było proste, aby zapobiec skrzypieniu serca lub skręceniu klatki piersiowej.
2. Alternatywną pozycją jest pozycja leżąca grzbietowa podczas umieszczania igły między żebrami po lewej stronie zwierzęcia. Jest to szczególnie przydatne w przypadku bardzo dużych szczurów lub gdy wiele zwierząt ma zostać wykrwawionych.

Rysunek 2. Pobranie krwi z serca za pomocą myszy trzymanej pionowo.

Pobranie krwi
1. Podejście od strony tylnej, przebicie przepony, jest łatwiejsze, gdy mysz lub szczur jest trzymany pionowo przez kark.
  1. Igła jest wsunięta w wcięcie tuż po lewej stronie mieczykowatej podeszwy zwierzęcia.
  2. Igła powinna być równoległa do kręgosłupa i umieszczona tuż pod żebrami.
  3. Serce znajduje się mniej więcej na poziomie łokcia.
  4. Umieść igłę, skos do góry, w klatce piersiowej i nakłuj serce.
  5. Zastosować lekki nacisk wsteczny za pomocą strzykawki. Jeśli igła znajduje się w sercu, krew zacznie napływać do strzykawki.
  6. Poczekaj, aż strzykawka wypełni się krwią, zanim dodatkowo dociśniesz strzykawkę do tyłu.
2. Podejście boczne od lewej strony zwierzęcia wymaga ułożenia zwierzęcia w pozycji leżącej grzbietowej.
  1. Punkt wejścia mierzy się w stosunku do punktu łokcia na ścianie klatki piersiowej. Serce znajduje się mniej więcej na poziomie łokcia.
  2. Igłę wprowadza się prostopadle do płaszczyzny stołu w punkcie w połowie długości ściany klatki piersiowej, mierzonym grzbietowo-brzusznie.
  3. Umieść igłę, skos do góry, w klatce piersiowej i nakłuj serce.
  4. Zastosować lekki nacisk wsteczny za pomocą strzykawki. Jeśli igła znajduje się w sercu, krew zacznie napływać do strzykawki.
  5. Poczekaj, aż strzykawka wypełni się krwią, zanim dodasz dodatkowe przeciwciśnienie do strzykawki.

Rysunek 3. Pobranie krwi z serca u myszy w pozycji grzbietowej.

Wskazówki techniczne
1. Normalne serce znajduje się z wierzchołkiem skierowanym w lewo. W rzadkich przypadkach serce może być odwrócone, co powoduje trudności w nakłuciu serca.
2. Nadmierne ciśnienie wsteczne na strzykawkę może spowodować zapadnięcie się serca, zamknięcie skosu igły i zatrzymanie przepływu krwi do strzykawki.
3. Wielokrotne wywieranie przeciwciśnienia i zwalnianie go spowoduje zainicjowanie krzepnięcia w strzykawce.
4. Delikatne wywieranie nacisku na wątrobę może wymusić dodatkową objętość krwi do układu krążenia, umożliwiając jej wycofanie.

4. Pobranie krwi z żyły głównej tylnej

Sprzęt
1. Strzykawka przeciw gruźlicy z igłą o rozmiarze 25-29 służy do pobierania krwi u myszy. W przypadku szczurów wymagana jest strzykawka o pojemności 10-12 cm3 z igłą o rozmiarze 22-25 x 1".
2. Potrzebna jest platforma chirurgiczna, taca sekcyjna lub inna powierzchnia do zabezpieczenia zwierzęcia, a także opaski, taśma lub szpilki do przymocowania kończyn na miejscu.
3. Konieczne jest znieczulenie iniekcyjne lub wziewne. W przypadku stosowania znieczulenia wziewnego pożądane jest, aby środek znieczulający był podawany za pomocą precyzyjnego waporyzatora ze stożkiem nosowym. Długość zabiegu jest taka, że użycie komory indukcyjnej bez dodatkowego podawania gazu znieczulającego nie zapewni wystarczającego czasu na zakończenie pobierania krwi przed reanimacją zwierzęcia.
4. Wymagane są nożyczki do tęczówki dla myszy lub ostre, tępe nożyczki do sali operacyjnej dla szczura, a także małe atraumatyczne kleszcze do kciuków i gąbka z gazy o wymiarach 2 x 2 cale.
Powściągliwość
1. Kiedy zwierzę jest w pełni znieczulone, co zostało określone przez uszczypnięcie palca u nogi lub uszczypnięcie ogona, zwierzę umieszcza się w pozycji leżącej grzbietowej.
2. Kończyny są przymocowane do platformy za pomocą taśmy lub kołków. Kończyny powinny być wysunięte z dala od ciała.
Wycofanie
1. Skóra jest uniesiona, a przez skórę wykonuje się małe poprzeczne nacięcie tuż nad miednicą u samic lub tuż nad napletkiem u mężczyzn.
2. Czubek nożyczek umieszcza się w nacięciu, a nacięcie w linii środkowej wykonuje się przez skórę od miednicy/napletka do mieczyka.
3. Skóra odbija się bocznie z każdej strony. Tępe rozwarstwienie może być konieczne, aby poluzować go z leżącego poniżej mięśnia.
4. Mięsień jest unoszony, a przez mięsień tuż nad nacięciem skóry wykonuje się małe poprzeczne cięcie.
5. Czubek nożyczek umieszcza się w jamie brzusznej i wykonuje się nacięcie w linii środkowej przez mięsień do mieczykowatego. Pamiętaj, aby ustawić nożyczki pod kątem do góry, aby uniknąć przecięcia jakichkolwiek narządów.
6. Wytnij poprzecznie wzdłuż krzywizny żeber z każdej strony. Zachowaj szczególną ostrożność, aby nie przebić wątroby.
7. Delikatnie przesuń jelita w lewo zwierzęcia, aby odsłonić tylną żyłę główną.
8. Umieść gazik na wątrobie i oprzyj palec wskazujący i środkowy na wątrobie.
9. Drugą ręką wbij igłę, skosem do góry, do żyły głównej w połowie drogi między połączeniem naczyń nerkowych a rozwidleniem biodrowym.
10. Powoli wycofaj krew, wywierając nacisk na wątrobę.