What are the advantages of facial and submandibular vein blood collection in mice?

Facial and submandibular vein collection methods do not require anesthesia, making them suitable when anesthetics may confound blood results or other data. These less invasive procedures are methods-of-choice for studies where anesthetic interference is a concern. Both techniques allow researchers to collect blood while minimizing experimental variables.

How do you properly restrain a mouse for facial vein blood collection?

Use the scruffing technique to restrain the animal, minimizing side-to-side head movement for accurate venipuncture. Avoid gripping too tightly, as excessive pressure restricts blood flow and reduces collection volume. Proper restraint ensures safe and efficient blood collection from the facial vein running across the cheek.

What is the correct needle insertion depth for submandibular vein puncture?

Do not insert the needle beyond the bevel tip, as deeper insertion may cause trauma to muscles, nerves, and other vessels in the head, neck, and oral cavity. Proper depth control prevents complications while allowing successful blood collection from the submandibular vein.

How does the saphenous vein collection method differ from femoral vein collection?

Saphenous vein collection yields 10-150 microliters and may contain tissue products, with variable sample quality. Femoral vein collection produces larger volumes more easily and requires two people for conscious animals. Femoral vein puncture should occur near the knee to allow future anterior sampling, whereas saphenous sampling is limited to four samples per leg in 24 hours.

What equipment is needed for saphenous vein blood collection?

Required equipment includes a restraining device, tourniquet made from a syringe and suture, triple antibiotic ointment, hair clipper, 22-gauge needle, and hematocrit tube. The tourniquet is applied cranially to engorge the saphenous vessel, making it visible and accessible for safe venipuncture and blood collection.

Why is positioning the animal's head lower than the heart important during blood collection?

Positioning the head lower than the heart assists blood flow by using gravity to facilitate collection. This positioning helps ensure adequate blood volume is obtained and reduces collection time. After collection, apply pressure to the puncture site to achieve hemostasis and prevent excessive blood loss.

How frequently can the same facial vein site be used for serial blood collection?

Serial samples can be taken by alternating sides of the face, with neither side used more often than every 5-7 days. This interval allows the puncture site to heal and prevents tissue damage. Researchers must also adhere to maximum survival blood collection volumes outlined in Blood Withdrawal I guidelines.

Pobranie krwi II

0 views06:32 min

1. Krwawienie z żył twarzowych u myszy

sprzęt
1. Pobieranie krwi odbywa się z dowolnego połowu do probówki z krwią lub probówki Eppendorfa. W niektórych przypadkach pożądane jest pobieranie krwi bezpośrednio do probówek hematokrytowych.
2. Lancety nawłoci zostaną dobrane na podstawie odpowiedniego rozmiaru dla zwierzęcia w zależności od wieku i płci.
  1. Lancety dobiera się w zależności od wieku/wielkości myszy w następujący sposób:
    Lancet 4 mm: 3-4-tygodniowe myszy (poniżej 15 gramów masy ciała)
    Lancet 5 mm: samice myszy poniżej 10 tygodni (poniżej ~ 20 gramów masy ciała)
    Lancet 5 mm: samce myszy poniżej 6 tygodni (poniżej ~ 20 gramów masy ciała)
    Lancet 5 mm: do próbek z pojedynczą kroplą (do rozmazów krwi)
    Lancet 5,5 mm: samice myszy powyżej 10 tygodni (ponad ~20 gramów masy ciała)
    Lancet 5,5 mm: samce myszy powyżej 6 tygodni (ponad ~ 20 gramów masy ciała)
    Lancet 5,5 mm: duże próbki
powściągliwość
1. Myszy są krępowane za pomocą techniki karczowania.
2. Ważne jest, aby zminimalizować ruchy głowy na boki. Zapewnia to dokładne i bezpieczne nakłucie żyły lancetem.
Pobranie krwi
1. Lancet odpowiedniej wielkości trzyma się prostopadle do powierzchni skóry.
2. Czubek lancetu jest lekko pochylony, z końcówką skierowaną w stronę nosa.
3. Ostrza lancetu najlepiej używać w pozycji pionowej.
4. Powstrzymując mysz, zlokalizuj przybliżony obszar żyły twarzowej, mierząc długość oka poniżej bocznego kąta i szerokość oka doogonowo.
5. Czubkiem lancetu delikatnie wyczuj punkt, w którym kończy się kość szczęki.
6. Aby uzyskać lepszą dokładność nakłuwania naczynia, ustaw mysz w pozycji bocznej.
7. W tym miejscu przebij skórę do ramienia lancetu. Odbywa się to ze zdecydowanym pchnięciem, a nie jak rzucanie rzutką.
8. Po usunięciu lancetu zacznie płynąć krew.
9. Aby wspomóc przepływ krwi, ustaw mysz z głową niżej niż serce.
10. Zbierz krew do żądanego naczynia zbiorczego.
11. Osusz miejsce nakłucia i zwolnij nacisk na kark w celu hemostazy.

Rysunek 1. Krwawienie z żyły twarzowej u myszy.

2. Krwawienie podżuchwowe u myszy: Chociaż bardzo podobne do techniki krwawienia z żył twarzy, istnieją różnice w sprzęcie i subtelne różnice w tej procedurze krwawienia.

sprzęt
1. Pobieranie krwi odbywa się z dowolnego połowu do probówki z krwią lub probówki Eppendorfa. W niektórych przypadkach pożądane jest zbieranie bezpośrednio do probówek hematokrytu.
2. Igły o rozmiarze 18-22 dobierane są na podstawie odpowiedniego rozmiaru dla zwierzęcia w zależności od wieku i płci.
  1. Igły dobiera się w zależności od wieku/wielkości myszy w następujący sposób:
    Wskaźnik 22: 3-4 tygodniowe myszy (poniżej 15 gramów masy ciała) < BR / > Miernik 20: samice myszy poniżej 10 tygodni (poniżej ~ 20 gramów masy ciała)
    Miernik 20: samce myszy poniżej 6 tygodni (poniżej ~ 20 gramów masy ciała)
    Rozmiar 20: dla próbek jednokroplowych (do rozmazów krwi)
    Wskaźnik 18: samice myszy powyżej 10 tygodni (ponad ~ 20 gramów masy ciała)
    Wskaźnik 18: samce myszy powyżej 6 tygodni (ponad ~ 20 gramów masy ciała)
    Rozmiar 18: duże próbki
powściągliwość
1. Myszy są krępowane za pomocą techniki karczowania.
2. Ważne jest, aby zminimalizować ruchy głowy na boki. Zapewnia to dokładne i bezpieczne nakłucie żyły igłą.
Pobranie krwi
1. Igła jest trzymana prostopadle do powierzchni skóry.
2. Powstrzymując mysz, zlokalizuj przybliżony obszar żyły podżuchwowej w punkcie, w którym linia od kącika ust przecina linię od bocznej kanty oka. Zbiega się to z małym, bezwłosym dołeczkiem znajdującym się ogonowo w kąciku ust i nieco poniżej linii żuchwy.
3. Aby uzyskać lepszą dokładność nakłuwania naczynia, ustaw mysz w pozycji bocznej.
4. W tym miejscu przekłuć skórę końcówką igły. Odbywa się to ze zdecydowanym pchnięciem, a nie jak rzucanie rzutką.
5. Igła nie jest wprowadzana poza końcówkę skosu.
6. Po wyjęciu igły zacznie płynąć krew.
7. Aby wspomóc przepływ krwi, ustaw mysz z głową niżej niż serce.
8. Zbierz krew do żądanego naczynia zbiorczego.
9. Osusz miejsce nakłucia i zwolnij nacisk na kark w celu hemostazy.

Rysunek 2. Krwawienie z żyły podżuchwowej u myszy.

3. Krwawienie z piszczeli

sprzęt
1. Przezroczyste, plastikowe, elastyczne stożki przytrzymujące mogą być używane zarówno dla myszy, jak i szczura. W przypadku myszy do unieruchamiania można użyć zmodyfikowanych 50-mililitrowych plastikowych stożkowych rurek. W przypadku szczurów można zastosować zmodyfikowane rurki krępujące z pleksiglasu - ze szczeliną wystarczająco szeroką, aby wysunąć tylną nogę.
2. Podczas korzystania z plastikowego stożka mierzy się go w stosunku do długości ciała zwierzęcia, a na poziomie uda wycina się owalny otwór
3. Stożkową rurkę można zmodyfikować dla myszy do tej metody pobierania krwi, odcinając koniec rurki, aby umożliwić otwór do oddychania. Z końcówki rurki wycina się szczelinę o szerokości około 1/2 cala i długości 2 cali. Krawędzie są pokryte taśmą materiałową lub wygładzone dla bezpieczeństwa zwierząt.
4. Opaska uciskowa jest wytwarzana przy użyciu strzykawki o pojemności 3 cm3 i długości niewchłanialnego szwu 2-0. ³
5. Maść z potrójnym antybiotykiem lub biała wazelina jest stosowana jako odporna na wilgoć bariera na skórze.
6. Igła o rozmiarze 22 jest preferowanym rozmiarem do nakłucia dożylnego.
7. Krew jest pobierana bezpośrednio do probówek hematokrytu.
powściągliwość
1. Elastyczne stożki z tworzywa sztucznego
  1. Mysz lub szczura umieszcza się w stożku nosem do przodu.
  2. Koniec stożka jest składany i zamykany za pomocą małego klipsa do segregatora, aby zapobiec wychodzeniu zwierzęcia ze stożka krępującego.
  3. Tylna noga jest delikatnie przeciągana przez owalny otwór do pachwiny.
2. Rurka stożkowa dla myszy
  1. Mysz umieszcza się w rurce nosem do przodu.
  2. Tylna noga jest delikatnie wprowadzana w szczelinę.
  3. Środkowy palec jest umieszczony nad końcem rurki, aby zapobiec wychodzeniu myszy z tuby.
  4. Palec wskazujący i kciuk stabilizują nogę myszy.
3. Rurka krępująca z pleksiglasu dla szczurów
  1. Szczura umieszcza się w rurce nosem do przodu.
  2. Tylna noga jest delikatnie wprowadzana w szczelinę.
  3. Koniec rurki jest zabezpieczony, aby zapobiec cofaniu się szczura i wychodzeniu z rurki.
  4. Palec wskazujący i kciuk stabilizują nogę szczura.
Pobranie krwi
1. Włosy są usuwane z bocznej części nogi od stawu skokowego do kolana. Można to zrobić poprzez skubanie, golenie lub użycie kremu do depilacji.
2. Po usunięciu włosów nakłada się niewielką ilość maści i rozprowadza bardzo cienką warstwą na bezwłosym obszarze.
3. Opaska uciskowa jest zakładana tak daleko, jak to możliwe, i zaciśnięta.
4. Naczynie odpiszczelowe biegnące po zewnętrznej powierzchni nogi od kolana do kostki zacznie się wypełniać i stanie się uniesione i łatwe do uwidocznienia.
5. Igła jest trzymana prostopadle do powierzchni skóry bezpośrednio nad naczyniem krwionośnym. Przebić naczynie. Należy uważać, aby nie wbić igły głęboko w nogę, aby uniknąć przebicia mięśnia lub uderzenia w kość.
6. Krew będzie się skraplać na powierzchni nogi w celu pobrania za pomocą rurki hematokrytu.
7. Po pobraniu krwi poluzuj opaskę uciskową i uciskaj nakłucie w celu hemostazy.
8. Po ustaniu krwawienia należy zdjąć zwierzę z pasa przytrzymującego i umieścić je z powrotem w klatce domowej.

Rysunek 1
Rysunek 3. Krwawienie z żyły odpiszczelowej u myszy.

4. Żyła udowa u szczurów

sprzęt
1. Krew jest zbierana do probówki hematokrytu.
2. Potrójna maść z antybiotykiem jest potrzebna, aby stworzyć barierę między skórą/włosami a kropelką krwi.
3. Igła o rozmiarze 22 służy do nakłuwania żyły.
4. Mała, przenośna maszynka do strzyżenia włosów z ostrzem o szerokości około 1 cala służy do przycinania włosów z nogi.
powściągliwość
1. Szczury są krępowane za pomocą przezroczystego, elastycznego plastikowego stożka krępującego.
2. Plastikowe stożki mierzy się w stosunku do długości ciała i ma owalny otwór wycięty na poziomie uda. Stożek jest przecięty w taki sposób, że tylna noga może być wygięta z dostępem do żyły.
Pobranie krwi
1. Włosy są golone od wewnętrznej powierzchni nogi od pachwiny do kolana.
2. Potrójną maść z antybiotykiem nakłada się cienką warstwą w miejscu nakłucia.
3. Osoba krępująca zamyka żyłę i przytrzymuje szczura wewnętrzną powierzchnią nogi skierowaną w stronę flebotomi.
4. Użyj igły, aby nakłuć żyłę. Igła jest trzymana prostopadle do naczynia krwionośnego, a nakłucie odbywa się bezpośrednio na żyle.
5. Nakłucie wykonuje się jak najbliżej kolana, co pozwala na dodatkowe pobranie próbki przed miejscem pierwszego pobrania krwi.
6. Naczynie jest powierzchowne. Dlatego głębokość nakłucia nie powinna być większa niż długość skosu igły.
7. Aby wspomóc przepływ krwi, ustaw szczura z nogą niżej niż serce.
8. Zbierz krew w rurkach hematokrytu, gdy skrapla się na powierzchni skóry.
9. Zwolnij nacisk na nogę i uciskaj miejsce wkłucia, aby uzyskać hemostazę.