What are the four stages of anesthesia in rodents?

Stage one involves an increasing pain threshold with minimal behavioral changes. Stage two is characterized by disorientation and irregular breathing. Stage three, the surgical stage, has four planes where the animal progresses from loss of righting reflex to complete anesthesia suitable for surgery. Stage four represents overdose with complete paralysis, potentially leading to respiratory arrest and death.

How should you prepare equipment before inducing anesthesia with an inhalant anesthetic?

First, fill the precision vaporizer with appropriate liquid anesthetic. Check the waste gas scavenging system canister by weighing it; replace if it has increased fifty grams above starting weight. Assemble the induction chamber ensuring input connects from the vaporizer and output connects to the scavenging system. Verify all connections are secure before placing the animal in the chamber.

What is the preferred method for inducing anesthesia in rodents?

The preferred method is induction in a precision vaporizer-connected chamber at 3-5% isoflurane with 1 liter per minute oxygen flow. After the animal is fully anesthetized, flush the chamber with oxygen by turning off isoflurane before gently removing the animal. This reduces personnel exposure to anesthetic gases compared to using a nose cone or facemask, which animals may resist.

How do you assess anesthetic depth during a surgical procedure?

Assess anesthetic depth every 10-15 minutes using physical methods like toe pinch, tail pinch, or pinna pinch to check for withdrawal reflexes. Also evaluate the palpebral reflex by touching the medial canthus and the corneal reflex by touching the cornea. Monitor physiological indicators including heart rate, respiratory rate, blood pressure, mucous membrane color, and capillary refill time, which should not exceed 1-2 seconds.

What factors determine which anesthetic to use for a rodent procedure?

The choice of anesthetic depends on the extent and duration of the procedure, the species and strain, the animal's age, and its physiological status. Accurate body weight measurement is essential before anesthesia to ensure appropriate dose calculation, minimize overdose risk, and support animal welfare. Injectable anesthetics like ketamine combined with sedatives or muscle relaxers offer alternatives to inhalant compounds like isoflurane.

Why is thermal support necessary during rodent anesthesia?

Rodents are prone to hypothermia during anesthesia lasting longer than five minutes. Controlled thermal support is required to maintain body temperature and prevent overheating. Hypothermia can complicate recovery and compromise animal welfare. Temperature monitoring and appropriate heating devices should be used throughout the anesthetic procedure to maintain normal body temperature.

What should you do after anesthesia to ensure proper animal recovery?

Animals should recover in a controlled environment with thermal support and appropriate analgesia. Monitor animals continuously until they regain sternal recumbency, normal respiratory function, and appropriate responsiveness. Only fully recovered animals should be returned to their housing. Animals showing anesthetic complications like respiratory depression or delayed recovery require immediate humane intervention and veterinary consultation.

Indukcja i podtrzymanie znieczulenia

0 views14:01 min

Właściwy dobór środków znieczulających do zabiegów chirurgicznych i innych potencjalnie bolesnych zabiegów musi zostać ustalony przez lekarza weterynarii. Opiera się to na wielu aspektach, w tym na zakresie i czasie trwania zabiegu, gatunku i odmianie, wieku i stanie fizjologicznym zwierzęcia.

Środki znieczulające są dostępne w postaci środków wziewnych lub do wstrzykiwań. Znieczulenie chirurgiczne można wykonać za pomocą kombinacji środków znieczulających do wstrzykiwań i wziewnych. ²

1. Indukcja znieczulenia wziewnego

Znieczulenie wziewne obejmuje izofluran, sewofluran i desfluran, przy czym najczęściej stosuje się izofluran. Te środki znieczulające są stosowane częściej, ponieważ dzięki nim łatwiej jest kontrolować głębokość znieczulenia. Indukcja znieczulenia za pomocą znieczulenia wziewnego może być zrealizowana za pomocą słoika dzwonowego lub komory indukcyjnej, która jest zamontowana w waporyzatorze precyzyjnym.

Słoik dzwonkowy
1. Wyposażenie: Słoik dzwonowy lub słoik do suszenia z ceramiczną lub plastikową perforowaną platformą, wacik, płynny środek znieczulający (izofluran, sewofluran lub desfluran) oraz wyciąg odprowadzany na zewnątrz.
2. Preparat
  1. Używaj słoika dzwonka pod kapturem, a nie na stole, aby uniknąć narażenia personelu na gazy znieczulające.
  2. Zamontuj słoik dzwonowy z platformą na dnie, tworząc przestrzeń między dnem słoika a platformą. Jest to konieczne, aby zapobiec kontaktowi zwierzęcia z płynnym środkiem znieczulającym.
  3. Zakładając rękawice nitrylowe lub inne nieprzepuszczalne rękawice, nasącz wacik środkiem znieczulającym.
  4. Umieść wacik pod platformą w słoiku.
  5. Przymocuj pokrywkę do słoika, aby zapobiec wydostawaniu się oparów znieczulających.
3. Indukcja
  1. Umieść zwierzę w słoiku, przesuwając pokrywkę na bok.
  2. Gdy zwierzę znajdzie się w słoiku, konieczne będzie obserwowanie jego aktywności i oddychania, aby określić głębokość znieczulenia.
  3. Zwierzę jest poddawane działaniu środka znieczulającego, aby uzyskać efekt.
  4. Gdy zwierzę jest w pełni znieczulone, przesuń pokrywkę na bok, pozostawiając wystarczającą przestrzeń do wprowadzenia ręki. Chwyć ogon, kark lub ciało znieczulonego zwierzęcia i delikatnie wyjmij je ze słoika.
Waporyzatory precyzyjne
Waporyzatory precyzyjne mogą być używane zarówno z komorą indukcyjną, jak i maską na twarz. Aparat anestezjologiczny powinien być sprawdzony przed każdym zabiegiem. Jeśli jego poziom jest niski, należy dodać odpowiedni środek znieczulający. System oczyszczania należy sprawdzić, aby upewnić się, że gazy odlotowe zostały całkowicie usunięte. W przypadku pasywnych systemów anestezjologii gazów odlotowych kanister do usuwania należy zważyć, aby określić, czy jest on nadal skuteczny. Ogólnie rzecz biorąc, wzrost masy o 50 gramów powyżej wagi początkowej jest punktem, w którym kanister jest zużywany.
1. Sprzęt
  1. Komora indukcyjna, parownik precyzyjny, urządzenie do usuwania gazów odlotowych (pasywne lub aktywne) oraz płynny środek znieczulający (izofluran, sewofluran lub desfluran, w zależności od rodzaju używanego waporyzatora).
2. Preparat
  1. Zmontuj komorę indukcyjną w taki sposób, aby wejście pochodziło z parownika, a wyjście było skierowane do systemu oczyszczania gazów odlotowych.
3. Indukcja
  1. Umieść zwierzę w komorze indukcyjnej. Niektóre komory mają przesuwaną pokrywę, a inne mają pokrywę na zawiasach, która się zatrzaskuje.
  2. Gdy zwierzę znajdzie się w komorze, rozpoczyna się przepływ tlenu i włącza się parownik precyzyjny na poziomie indukcji 3-4 dla izofluranu. Niższy poziom podawania środka znieczulającego spowoduje wydłużenie czasu indukcji.
  3. Zwierzę jest poddawane działaniu środka znieczulającego, aby uzyskać efekt.
  4. Gdy zwierzę zostanie w pełni znieczulone, przepłucz komorę tlenem przed wyjęciem zwierzęcia, aby zapobiec narażeniu personelu na gazy znieczulające. Jeśli komora indukcyjna jest umieszczona w dygestorium, płukanie tlenem nie jest konieczne w celu usunięcia środka znieczulającego z komory przed otwarciem.
  5. Chwyć ogon, kark lub ciało znieczulonego zwierzęcia i delikatnie wyjmij je z komory.
Maska
1. Wyposażenie obejmuje stożek lub maskę na nos gryzonia, precyzyjny waporyzator, urządzenie do usuwania gazów odlotowych (pasywne lub aktywne) oraz płynny środek znieczulający (izofluran, sewofluran lub desfluran, w zależności od rodzaju używanego waporyzatora).
2. Preparat
  1. Zamontuj stożek nosowy lub maskę w taki sposób, aby wejście pochodziło z parownika, a wyjście było do systemu oczyszczania gazów odlotowych.
  2. Aparaty do znieczulania gryzoni często mają przełącznik do przełączania dostarczania pary znieczulającej z komory indukcyjnej na stożek nosowy lub maskę gryzoni. Upewnij się, że jest to prawidłowo ustawione do podawania znieczulenia stożkiem nosowym.
3. Indukcja
  1. Ponieważ gazy znieczulające mają nieprzyjemny zapach, wiele zwierząt sprzeciwia się maskowaniu w celu indukcji. Preferowaną metodą jest użycie skrzynki indukcyjnej, a następnie konserwacja stożkiem nosowym. Gdy nos lub twarz zwierzęcia znajdzie się bezpiecznie w masce, rozpoczyna się przepływ tlenu i włącza się precyzyjny parownik na poziomie indukcji 5 dla izofluranu. Niższy poziom podawania środka znieczulającego spowoduje wydłużenie czasu indukcji i zwiększenie zmagań zwierzęcia.
  2. Konieczne jest, aby zwierzę było monitorowane pod kątem oddychania, ponieważ zbyt mocny uścisk podczas indukcji może spowodować uduszenie.
  3. Gdy tylko zwierzę zacznie się relaksować, nos lub twarz można wyregulować w stożku nosowym lub masce, a podawanie środka znieczulającego jest zmniejszone do poziomu utrzymania 1,5-0,5 dla izofluranu po osiągnięciu całkowitego odprężenia.

2. Indukcja znieczulenia za pomocą środków znieczulających do wstrzykiwań

Środki znieczulające do wstrzykiwań to przede wszystkim mieszanina ketaminy i środków uspokajających lub zwiotczających mięśnie.

Typowe kombinacje to: 1) Koktajl dla gryzoni, który składa się z ketaminy (100 mg / ml), ksylazyny (20 mg / ml), acepromazyny (10 mg / ml) i sterylnej soli fizjologicznej (0,9% NaCl); 2) ketamina/ksylazyna w stosunku 2:1, która składa się z ketaminy (100 mg/ml), ksylazyny (20 mg/ml) i jałowej soli fizjologicznej (0,9% NaCl); oraz 3) ketamina/ksylazyna Mouse Mix, która składa się z ketaminy (100 mg / ml), ksylazyny (20 mg / ml) i sterylnej soli fizjologicznej (0,9% NaCl). Podczas stosowania kombinacji ketaminy / ksylazyny, zwiększanie powinno odbywać się tylko za pomocą ketaminy, a nie ksylazyny, ze względu na okres półtrwania tych leków.

Połączenie ketaminy ze środkami uspokajającymi i/lub zwiotczającymi mięśnie musi być przygotowane jako roztwór podstawowy, z którego można pobrać indywidualne dawki. Środki muszą być dokładnie odmierzone i rozcieńczone sterylnym roztworem soli fizjologicznej, aby zapewnić podanie zwierzętom odpowiednich dawek. Ponieważ ketamina jest substancją kontrolowaną, ilość użyta z butelek musi być odnotowana w "Dzienniku Kontrolowanych Leków", a mieszaniny muszą mieć indywidualne "Dzienniki Substancji Kontrolowanych". Przygotowując mieszaniny, dodawaj ketaminę powoli do butelki, ponieważ ma ona tendencję do pienienia się pod wpływem wstrzyknięcia z siłą. Do mieszaniny używa się sterylnej butelki o pojemności 20 ml z korkiem. Butelki muszą być odpowiednio oznakowane nazwą związków, datą zmieszania, datą ważności, numerem partii ketaminy (ponieważ jest to substancja kontrolowana) oraz sugerowaną dawką. Data ważności może być określona na podstawie daty wygaśnięcia składnika najwcześniej (w zależności od zasad/wytycznych zakładu/stanu). W celu dokładnego prowadzenia ewidencji ketaminy należy zważyć zarówno pustą, jak i napełnioną butelkę. Następnie masy muszą być zapisane na etykiecie mieszaniny oraz na indywidualnym arkuszu dziennika substancji kontrolowanej, który jest przygotowywany dla każdej butelki. Przechowuj mieszanki ketaminy w ciemnym miejscu o kontrolowanej temperaturze, aby utrzymać moc.

Przygotowanie koktajlu z gryzoni
1. Sprzęt do przygotowania roztworu znieczulającego obejmuje strzykawki o pojemności 3 cm3, strzykawkę o pojemności 12 cm3, igły 22 g x 1 ", 1,8 ml ketaminy do wstrzykiwań 100 mg / ml, 1,8 ml ksylazyny do wstrzykiwań 20 mg / ml, 0,6 ml acepromazyny do wstrzykiwań 10 mg / ml, 15,8 ml sterylnej soli fizjologicznej do wstrzykiwań oraz etykietę znieczulającą.
2. Pobrać 15,8 ml sterylnego roztworu soli fizjologicznej i wstrzyknąć go do butelki. Użyj strzykawki o pojemności 12 ml i strzykawki o pojemności 3 cm3 i wyeliminuj pęcherzyki powietrza, aby uzyskać dokładne pomiary.
3. Dodaj ketaminę, ksylazynę i acepromazynę do butelki.
Indukcja koktajlu z gryzoni
1. Ogólnie rzecz biorąc, koktajl gryzoni jest używany do znieczulenia myszy. Ze względu na różnice w reakcji na koktajl gryzoni u dorosłych szczurów, najlepiej stosować go u szczurów poniżej 5 tygodnia życia. Koktajl z gryzoni może być stosowany w połączeniu ze znieczuleniem wziewnym, szczególnie u szczurów.
2. Koktajl gryzoni podaje się zwykle myszom według wagi, przy użyciu następującego obliczenia: (BW x 10) - 50 = mikrolitry koktajlu gryzoni do podania. Będzie się to różnić w zależności od odmiany, wieku i stanu zdrowia.
3. Ten roztwór podaje się tylko dootrzewnowo. W przypadku wstrzyknięcia domięśniowego może wystąpić ciężka reakcja w tkance.
Przygotowanie ketaminy/ksylazyny 2:1
1. Sprzęt do przygotowania roztworu znieczulającego obejmuje 3 strzykawki cc, igły 22 g x 1", 10 ml ketaminy do wstrzykiwań 100 mg / ml, 5 ml ksylazyny do wstrzykiwań 20 mg / ml, sterylną butelkę 20 ml z korkiem i etykietę znieczulającą.
2. Dodaj ketaminę i ksylazynę do butelki.
Indukcja
1. Ketamina/ksylazyna 2:1 jest stosowana do znieczulenia szczurów i może być stosowana w połączeniu ze znieczuleniem wziewnym.
2. Ketamina/ksylazyna w stosunku 2:1 jest zwykle podawana począwszy od dawki 0,3 cm³ i zwiększana o 0,02 cm³ w miarę kolejnych zdarzeń znieczulających. Będzie się to różnić w zależności od odmiany, wieku i stanu zdrowia.
3. Ketamina/ksylazyna w stosunku 2:1 jest podawana wyłącznie domięśniowo.
Przygotowanie mieszanki ketaminy/ksylazyny myszy
1. Ekwipunek Ketamina/ksylazyna Mouse Mix wymagany do przygotowania roztworu znieczulającego obejmuje 3 strzykawki cc, igły 22 g x 1", 3,6 ml ketaminy do wstrzykiwań 100 mg / ml, 0,4 ml ksylazyny do wstrzykiwań 20 mg / ml, 16 ml sterylnej soli fizjologicznej (0,9% NaCl), sterylną butelkę o pojemności 20 ml i etykietę znieczulającą.
2. Dodaj ketaminę i ksylazynę do butelki, tworząc roztwór ketaminy do ksylazyny w stosunku 9:1.
3. Dodaj sól fizjologiczną do butelki, otrzymując mieszaninę ketaminy/ksylazyny w stosunku 1:4 9:1 do soli fizjologicznej.
Indukcja ketaminy/ksylazyny Mouse Mix
1. Ketamina/ksylazyna Mouse Mix może być również stosowana w połączeniu ze znieczuleniem wziewnym.
2. Mieszanka ketaminy/ksylazyny myszy jest zwykle podawana myszom w zależności od wagi, przy użyciu następującego obliczenia: (BW x 10) - 50 = mikrolitry mieszanki ketaminy/ksylazyny dla myszy, którą należy podać. Będzie się to różnić w zależności od odmiany, wieku i stanu zdrowia.
3. Ketamina/ksylazyna Mouse Mix może być podawana dootrzewnowo.

3. Ocena znieczulenia

Głębokość znieczulenia można ocenić, badając reakcję na różne bodźce. Dobrowolny ruch będzie wynikał z fizycznych bodźców ciała. Tabela 1 zawiera listę metod fizycznych stosowanych do oceny głębokości znieczulenia.

Metoda	Procedura	Odpowiedź
Szczypta palca	Wyprostuj nogę i odizoluj taśmę między palcami. Obszar ten jest mocno ściśnięty za pomocą paznokci lub atraumatycznych kleszczy.	Pozytywny odruch jest wskazywany przez cofnięcie nogi lub wycofanie stopy. Zwierzę nie znajduje się na chirurgicznej płaszczyźnie znieczulenia, jeśli występuje ruch nóg lub ciała, wokalizacja lub wyraźne przyspieszenie oddychania.
Szczypta ogona	Końcówka ogona jest ściskana palcami lub atraumatycznymi kleszczami.	Pozytywna reakcja jest sygnalizowana drganiami lub ruchem ogona. Zwierzę nie znajduje się na chirurgicznej płaszczyźnie znieczulenia, jeśli występuje ruch ogona, wokalizacja lub wyraźne zwiększenie oddechów.
Szczypta w ucho	Za pomocą palców lub atraumatycznych kleszczy uszczypnij czubek małżowiny usznej.	Pozytywną reakcją jest potrząsanie głową lub ruch wąsów do przodu. Jeśli występuje ruch głowy, wąsy, wokalizacja lub wyraźne zwiększenie oddechów, zwierzę nie znajduje się na chirurgicznej płaszczyźnie znieczulenia.
Odruch powiekowy	Opuszkiem palca dotknij przyśrodkowej kanty (wewnętrznego kącika) oka.	Pozytywny odruch jest sygnalizowany mrugnięciem w odpowiedzi na dotknięcie powiek. Jeśli występuje ruch powiek, wąsów lub wyraźne przyspieszenie oddychania, zwierzę nie znajduje się na chirurgicznej płaszczyźnie znieczulenia.
Odruch rogówkowy	Za pomocą aplikatora z bawełnianą końcówką delikatnie dotknij rogówki (gałki ocznej).	Pozytywna odpowiedź jest sygnalizowana mrugnięciem. Jeśli występuje ruch powiek, wąsów lub wyraźne zwiększenie oddechów, zwierzę nie znajduje się na wystarczająco głębokiej płaszczyźnie znieczulenia chirurgicznego.

Tabela 1. Metody bodźców fizycznych do oceny głębokości znieczulenia. ²

Należy również stosować wskaźniki fizjologiczne, takie jak tętno, częstość oddechów, ciśnienie krwi, kolor błony śluzowej i czas napełniania naczyń włosowatych. Podczas gdy ogólne obserwacje mogą być przydatne do wykrywania zmian w częstości oddechów zwierząt, wykorzystania tętna lub ciśnienia krwi do oceny głębokości, wymagany jest specjalistyczny sprzęt. Jeśli dostępny jest elektrokardiograf, można zmierzyć częstość i siłę bicia serca. Do pomiaru ciśnienia krwi istnieje wiele urządzeń, które są montowane na ogonie lub nawet na całym ciele. Bodźce fizyczne opisane w tabeli 1 spowodują wzrost wszystkich trzech tych parametrów.

Obserwuje się zmiany w kolorze błon śluzowych, oczu, uszu, ust, nosa, odbytu i - w mniejszym stopniu - łap i ogona. Obszary powinny być różowe, co wskazuje na prawidłowe oddychanie i czynność serca. Kiedy zwierzę przechodzi do znieczulenia w stadium IV, oddychanie ustaje, co powoduje sinicę - oznaczoną niebieskim lub szarym kolorem - na błony śluzowe i otaczającą skórę.

Czas napełniania kapilar definiuje się jako czas potrzebny do powrotu koloru do zewnętrznego złoża kapilarnego po jego zblanszowaniu przez przyłożenie nacisku na obszar. Aplikator w sztyfcie lub palec jest dociskany do dziąseł, małżowiny usznej lub łożyska paznokci znieczulonych zwierząt. Liczba sekund potrzebna do powrotu blanszowanego obszaru do różowego koloru nie powinna przekraczać 1-2 sekund. Wydłużony czas napełniania sugeruje zmniejszenie częstości akcji serca lub siły skurczów serca, co wskazuje, że zwierzę może być zbyt głęboko znieczulone i bliskie śmierci.

Ważne jest, aby wykorzystać kilka różnych parametrów do oceny głębokości znieczulenia. Używanie tego samego palca u nogi lub ucha do wielokrotnego szczypania spowoduje znieczulenie obszaru, a reakcja zostanie stłumiona i nie da dokładnej oceny głębokości znieczulenia. Użyj alternatywnych miejsc do oceny szczypania palców u nóg i uszu. Głębokość znieczulenia powinna być ponownie oceniana co 10-30 minut przez cały czas trwania zabiegu. ²

Badania wykazały, że u znieczulonego zwierzęcia występują zmiany krążeniowo-oddechowe. Podczas znieczulania lekami do wstrzykiwań zwierzęta doświadczają stabilnej częstości oddechów; Wykazują jednak zmienność pojemności minutowej serca. Doniesiono, że reakcja na środki znieczulające do wstrzykiwań różni się znacznie między różnymi szczepami, dlatego trudno jest ustandaryzować dawkę. ⁷ Środki wziewne mają tendencję do zmniejszania częstości oddechów, ale mają mniejszy wpływ na układ sercowo-naczyniowy. Ponieważ dawkę znieczulenia wziewnego można łatwo dostosować przez cały czas trwania zabiegu, często jest to preferowana metoda.