Name: Identyfikacja kompleksów białkowych za pomocą proteomiki ilościowej u S. cerevisiae (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2009-03-04T00:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 12 s
Description: Poznaj metodę SILAC z afinijną puryfikacją do identyfikacji kompleksów białkowych u Saccharomyces cerevisiae. Technika ta pozwala precyzyjnie określić partnerów wiążących białka Scs2p.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Materiały i metody
<ol>
<li>Szczepy drożdży 
<ul>
<li>Wszystkie szczepy użyte w niniejszym badaniu oparto na tle BY4742. Szczep kontrolny SILAC (Mat a, his3, leu2, ura3, lys2 i arg4::G418) stworzono poprzez krzyżowanie szczepu z delecją arg4 (Mat a, his3, ura3, leu2 i arg4::G418) z BY4742 (Mat alpha, his3, leu2, ura3 i lys2), a haploidy meiotyczne otrzymano w drodze sekcji tetrad. W związku z tym szczep kontrolny jest aukstrofem w odniesieniu do lizyny i argininy. Szczep z przynętą stworzono za pomocą homologicznej rekombinacji wspomaganej PCR z użyciem wektora pBS1479. Zastosowany w tym badaniu znacznik epitopowy to znacznik do tandemowej puryfikacji powinowactwa (TAP) (3).</li>
</ul>
</li>
<li>SILAC: 
<ul>
<li>Szczep kontrolny SILAC hodowano na minimalnej pożywce z pominięciem konkretnych składników (dropout media), uzupełnionej o 98% L-lizynę-4,4,5,5-D4 (0.03 g/L, Cambridge Isotope) oraz 98% L-argininę-13C6 (0.036 g/L, Cambridge Isotope).</li>
<li>Szczep z przynętą hodowano na standardowej pożywce bogatej z normalnymi izotopowymi aminokwasami.</li>
</ul>
</li>
<li>Pierwszy etap puryfikacji TAP [Protokół ten został dostosowany z podręcznika kursu laboratoryjnego Cold Spring Harbor (4)] **W noc poprzedzającą puryfikację schłodzić moździarz i tłuczek w zamrażarce -80°C. Należy również schłodzić zlew w temperaturze -20°C** Przygotować poniższe bufory bezpośrednio przed użyciem (dla 1 L kultury): 
<ul>
<li>30 ml buforu NP-40 z 25 µl PIC (1/2000) oraz 50 µl 1M DTT</li>
<li>20 ml buforu NP-40 z 1/200 PIC oraz 50 µl 1M DTT</li>
<li>10 ml buforu TEV-C z 1/2000 PIC oraz 10 µl 1M DTT</li>
</ul>
</li>
</ol>
SILAC i przygotowanie
<ol>
<li>Hodować oddzielnie 1L szczepu przynęty (bait strain) oraz szczepu kontrolnego do OD600=1,0-1,3.</li>
<li>Przenieść hodowlę do 500ml wirówek Nalgene. Zrównoważyć ładunek i odwirować komórki przy 2580X g.</li>
<li>Zlać pożywkę i resuspendować osad w 50ml zimnej dH2O, przenosząc komórki do 50ml probówek wirówkowych. Odwirować komórki. **Osad można zamrozić w temperaturze -80°C**</li>
<li>**Ważne:** dopasować ilość hodowli szczepu kontrolnego do hodowli szczepu przynęty w stosunku 1:1 według masy suchego osadu.</li>
<li>Resuspendować każdy osad komórkowy w 10ml buforu NP-40 z dodatkiem 1/2 000 koktajlu inhibitorów proteaz (PIC).</li>
<li>Wymieszać obie hodowle komórkowe, przelewając zawartość jednej probówki bezpośrednio do drugiej.
 Rozcieranie 
</li>
<li>Wlać ciekły N2 do schłodzonego wcześniej moździerza i pozwolić mu całkowicie odparować. Dodać do moździerza 2 ml komórek, wykonując ruchy okrężne. Wlać niewielką ilość ciekłego N2, aby zamrozić komórki. Rozcierać komórki, aż powstanie drobny proszek. Powtarzać proces do roztercia wszystkich komórek. **Nie dopuścić do rozmarzania komórek. W razie potrzeby dodawać ciekły N2**</li>
<li>Przenieść proszek do lodowatego zlewka i rozmrozić w temperaturze pokojowej. Gdy brzegi zaczną się rozmrażać, dodać 20 ml buforu NP-40 z 1/200 PIC.</li>
<li>Przenieść surowy lizat do 40-ml probówek Nalgene. Wirować przy 39 000 xg przez 30 min.</li>
<li>W czasie oczekiwania odmierzyć 300 μl kulek Sepharose 2B (GE). Przemyć kulki w 300 μl buforu NP-40 (1/2 000 PIC) trzykrotnie. Resuspendować kulki w 300 μl buforu, aby uzyskać zawiesinę 1:1.
 Oczyszczanie wstępne lizatu komórkowego 
</li>
<li>Przenieść supernatant do nowej probówki i dodać kulki Sepharose 2B. Inkubować na platformie rotacyjnej w chłodni przez 30 min.</li>
<li>W czasie oczekiwania odmierzyć 300 μl kulek IgG Sepharose 6 (GE). Przemyć kulki w 300 μl buforu NP-40 (1/2 000 PIC) trzykrotnie. Resuspendować kulki w 300 μl buforu, aby uzyskać zawiesinę 1:1.</li>
<li>Odwirować kulki. Przenieść supernatant do nowej probówki. **Zachować alikwot lizatu komórkowego do późniejszego rozdzielczego Western blottingu**
 Wiązanie do kulek IgG sepharose 
</li>
<li>Usunąć kulki Sepharose 2B za pomocą wirowania. Dodać kulki IgG (przygotowane wcześniej jako zawiesina 1:1). Rozdzielić zawartość do dwóch probówek dla wydajniejszego wiązania. Inkubować na platformie rotacyjnej w chłodni przez 2 h.</li>
<li>Odwirować kulki. **Zachować alikwot frakcji niewiązanej**</li>
<li>Przemyć kulki 10 ml buforu NP-40 (1/2 000 PIC).</li>
<li>Przemyć kulki 3 ml buforu TEV-C (1/2 000 PIC). **Zachować alikwot kulek. Pozwoli to ocenić wydajność wiązania**
 Elucja z kulek IgG poprzez cięcie proteazą TEV 
</li>
<li>Dodać 5 μl AcTEV do 1ml buforu TEV-C (z 1/2 000 PIC). Po wymieszaniu rozdzielić zawartość do dwóch probówek Eppendorf o pojemności 1,5 ml dla wydajniejszego mieszania. Inkubować na platformie rotacyjnej w chłodni przez noc.</li>
<li>Odwirować kulki i przenieść eluat do nowej probówki 1,5-ml. Przemyć kulki dodatkowymi 0,5 ml buforu TEV-C.</li>
<li>Połączyć eluaty w jednej probówce. Łączna objętość eluatu powinna wynosić 1,5 ml. **Zachować alikwot eluatu TEV**
 Wytrącanie kwasem trichloroctowym (TCA) (do analiz opartych na spektrometrii mas zaleca się wytrącanie EtOH/octanowe) 
</li>
<li>Dostosować stężenie alikwotów do 25% TCA za pomocą 100% TCA. W tym celu rozdzielić 1,5 ml eluatu do 2 probówek po 750 μl każda. Do każdej probówki dodać 250 μl 100% TCA. Roztwór powinien stać się mętny.</li>
<li>Przechowywać na lodzie przez 30 min, okresowo mieszając w wortexie.</li>
<li>Wirować z maksymalną prędkością w wirówce stołowej w chłodni przez 30 min.</li>
<li>Przemyć raz 500 μl lodowatego acetonu zawierającego 0,05 N HCl i wirować przez 5 min z maksymalną prędkością (chłodnia).</li>
<li>Przemyć raz 500 μl lodowatego acetonu i wirować przez 5 min z maksymalną prędkością (chłodnia).</li>
<li>Ostrożnie usunąć aceton i wysuszyć osad.</li>
<li>Do barwienia srebrem resuspendować osad w 50 μl 1X buforu do próbek SDS.
 Wytrącanie EtOH/octanowe 
</li>
<li>Dodać 20 µg glikogenu.</li>
<li>Rozcieńczyć próbki 5-krotnie 100% EtOH i dostosować stężenie do 50 mM NaCH3COO przy użyciu roztworu stokowego 2,5 M, pH 5,0.</li>
<li>Pozostawić roztwór na 2 h.</li>
<li>Wytrącone białko odwirować przez 10 min przy 12 000 X g w temperaturze pokojowej.</li>
</ol>
Bufor NP-40 (na 200 ml)
<table border="0">
<tbody>
<tr>
<td>&nbsp;</td>
<td>Stężenie zapasu</td>
<td>Dodać</td>
</tr>
<tr>
<td>Bufor fosforanowy sodu 10 mM (pH 7.2)</td>
<td>0.1 M</td>
<td>20 ml</td>
</tr>
<tr>
<td>150 mM NaCl</td>
<td>2 M</td>
<td>15 ml</td>
</tr>
<tr>
<td>1% NP-40</td>
<td>100%</td>
<td>2 ml</td>
</tr>
<tr>
<td>50 mM NaF</td>
<td>1 M</td>
<td>10 ml</td>
</tr>
<tr>
<td>0.1 mM Na3VO4</td>
<td>10 mM</td>
<td>2 ml</td>
</tr>
<tr>
<td style="text-align:right;" colspan="3">Dopełnić objętość do 200 ml</td>
</tr>
</tbody>
</table>
DODAĆ przed użyciem:
<ol>
<li>1/1 000 1 M DTT</li>
<li>1/2 000 PIC (koktajl inhibitorów proteaz)</li>
</ol>
Bufor TEV-C (na 50 ml)
<table border="0">
<tbody>
<tr>
<td>&nbsp;</td>
<td>Stężenie roztworu zapasowego</td>
<td>Dodaj</td>
</tr>
<tr>
<td>25 mM Tris (pH 8.0)</td>
<td>100 mM</td>
<td>12.5 ml</td>
</tr>
<tr>
<td>150 mM NaCl</td>
<td>2 M</td>
<td>3.75 ml</td>
</tr>
<tr>
<td>0.1 % NP-40</td>
<td>100 %</td>
<td>50 _l</td>
</tr>
<tr>
<td>0.5 mM EDTA</td>
<td>500 mM</td>
<td>50 __l</td>
</tr>
<tr>
<td style="text-align:right;" colspan="3">Dopełnić objętość do 50 ml</td>
</tr>
</tbody>
</table>
Dodać przed użyciem:
<ol>
<li>1/1 000 1M DTT</li>
<li>1/2 000 PIC</li>
</ol>

<ol><li>Loewen, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inheritance+of+cortical+ER+in+yeast+is+required+for+normal+septin+organization%5BTitle%5D)+AND+%22Jour.+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Inheritance of cortical ER in yeast is required for normal septin organization.</a> Jour. Cell Biol. 179, 467-483 Forthcoming.</li>
<li>Ong, S., Foster, L. J., Hoog, C. L., Mann, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mass+spectrometric-based+approaches+in+quantitative+proteomics%5BTitle%5D)+AND+%22Methods%22%5BJournal%5D)">Mass spectrometric-based approaches in quantitative proteomics.</a> Methods. 29, 124-130 Forthcoming.</li>
<li>Puig, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Tandem+Affinity+Purification+%28TAP%29+method%3A+a+general+procedure+of+protein+complex+purification%5BTitle%5D)+AND+%22Methods%22%5BJournal%5D)">The Tandem Affinity Purification (TAP) method: a general procedure of protein complex purification.</a> Methods. 24, 218-229 Forthcoming.</li>
<li>Amberg, D. C., Burke, D. J., Strathern, J. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Methods+in+Yeast+Genetics%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Methods in Yeast Genetics.</a> , Cold Spring Harbor Laboratory Press. Cold Spring Harbor, New York. 123-125 Forthcoming.</li>
</ol>

Alikwoty zachowane podczas procedury oczyszczania powinny obejmować (1) uprzednio oczyszczony lizat komórkowy, (2) frakcję związaną, (3) frakcję niezwiązaną oraz (4) frakcję eluentu. Zalecamy analizę zawartości białek w powyższych alikwotach za pomocą metody Western blotting z użyciem przeciwciała anty-TAP lub barwienia srebrem, aby ocenić wydajność wiązania i elucji w eksperymencie. Przykłady żelu barwionego srebrem oraz blotu przedstawiono na Rysunku 1.
Ponieważ metoda SILAC zapewnia nieobc...

identyfikacja kompleksów białkowych z wykorzystaniem proteomiki ilościowej u s. cerevisiae

Identification of protein complexes with quantitative proteomics in S. cerevisiae

Lipidy są budulcem błon komórkowych, które pełnią funkcje barierowe oraz umożliwiają kompartymentację procesów komórkowych, a ostatnio uznano je również za istotne wewnątrzkomórkowe cząsteczki sygnałowe. Jednak w przeciwieństwie do białek, lipidy są małymi cząsteczkami hydrofobowymi, które transportowane są głównie słabo opisanymi drogami niepęcherzykowymi, których występowania przypuszcza się w miejscach kontaktu błon (MCS). MCS to obszary, w których siateczka śródplazmatyczna (ER) nawiązuje bezpośredni kontakt fizyczny z organellum partnerskim, np. błoną plazmatyczną (PM). Fragment ER w miejscach kontaktu ER-PM jest wzbogacony w enzymy syntetyzujące lipidy, co sugeruje, że synteza lipidów jest kierowana do tych miejsc i wskazuje, że MCS są istotne dla transportu lipidów. Drożdże stanowią idealny model do badania MCS typu ER-PM ze względu na ich liczne występowanie (ponad 1000 kontaktów na komórkę) oraz konserwatywną naturę we wszystkich eukariotach. Identyfikacja białek tworzących MCS jest kluczowa dla zrozumienia, w jaki sposób odbywa się transport lipidów w komórkach oraz jak pełnią one rolę cząsteczek sygnałowych. Odkryliśmy, że białko ER o nazwie Scs2p lokalizuje się w MCS typu ER-PM i jest istotne dla ich powstawania. Skupiamy się na zidentyfikowaniu molekularnych partnerów Scs2p. Identyfikacja kompleksów białkowych opiera się tradycyjnie na wstępnym rozdziale oczyszczonych próbek białek metodą elektroforezy żelowej, a następnie na trawieniu pasm białkowych w żelu i analizie peptydów metodą spektrometrii mas. Często ogranicza to badanie do niewielkiej grupy białek. Ponadto kompleksy białkowe są narażone na warunki denaturujące lub niefizjologiczne podczas tej procedury. Aby uniknąć tych problemów, zastosowaliśmy wielkoskalową technikę proteomiki ilościowej w celu uzyskania nieobciążonych i skwantyfikowanych danych. Wykorzystujemy znakowanie stabilnymi izotopami aminokwasów w hodowli komórkowej (SILAC), aby włączyć jądra izotopowe do białek w nieoznaczonej szczepie kontrolnej. Równe objętości hodowli oznaczonej i nieoznaczonej, znakowanej metodą SILAC, są mieszane, a następnie lizowane poprzez rozcieranie w ciekłym azocie. Następnie przeprowadzamy procedurę oczyszczania powinowactwa, aby wyizolować kompleksy białkowe. Na koniec wytrącamy próbkę białkową, która jest gotowa do analizy metodą wysokosprawnej chromatografii cieczowej sprzężonej z tandemową spektrometrią mas. Co najważniejsze, białka w szczepie kontrolnym są znakowane ciężkim izotopem, co powoduje przesunięcie stosunku masy do ładunku, które można skwantyfikować w odniesieniu do białek nieoznaczonych w szczepie z białkiem przynętą. Dzięki temu zanieczyszczenia lub niespecyficzne wiązania mogą być łatwo wyeliminowane. Stosując to podejście, zidentyfikowaliśmy kilka nowych białek lokalizujących się w MCS typu ER-PM. W niniejszym opracowaniu przedstawiamy szczegółowy opis naszej metody.

W niniejszej pracy opisujemy nową ilościową technikę proteomiczną służącą do identyfikacji kompleksów białkowych u Saccharomyces cerevisiae. W badaniu tym wykorzystaliśmy metodę SILAC wraz z oczyszczaniem powinowactwowym, a następnie tandemową spektrometrią mas, aby z wysoką specyficznością zidentyfikować partnerów wiążących białko ER, Scs2p.

Identyfikacja kompleksów białkowych z wykorzystaniem proteomiki ilościowej u S. cerevisiae

Lipidy są budulcem błon komórkowych, które pełnią funkcję barier oraz uczestniczą w przedzielaniu procesów komórkowych, a ostatnio jako...

Procedura ta rozpoczyna się od hodowli szczepu przynęty w pożywkach zawierających normalne aminokwasy w przypadku szczepu kontrolnego SLAC oraz ciężko izotopową lizynę i argininę. Równe ilości obu szczepów są mieszane i lizowane poprzez rozcieranie w ciekłym azocie. Surowe lizaty są najpierw pelletowane za pomocą wirówki, a następnie oczyszczane poprzez wiązanie do kulek spheros. Lizat komórkowy jest następnie wiązany do kulek IgG.Białka związane z kuleczkami IgG są trawione proteazą, uwalniane poprzez cięcie i wytrącane. Próbka jest teraz gotowa do analizy metodą spektrometrii mas. Cześć, nazywam się Jesse Chao i reprezentuję laboratorium Lone w Katedrze Biologii Środowiska Komórkowego w Instytucie Nauk o Życiu na Uniwersytecie Kolumbii Brytyjskiej.W dzisiejszym materiale zaprezentujemy procedurę ilościowej analizy proteomicznej zwaną SILAC, połączoną z oczyszczaniem powinowactwem. Stosujemy tę procedurę w naszym laboratorium do badania kompleksów białkowych.Zacznijmy. W tej procedurze szczep przynęty zawiera normalne aminokwasy, natomiast szczep kontrolny SLAC zawiera ciężkie izotopy lizyny i argininy. Aby rozpocząć, należy najpierw oddzielnie wyhodować po jednym litrze szczepu p

identification-protein-complexes-with-quantitative-proteomics-s

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Identyfikacja kompleksów białkowych z ilościową proteomiką w S. cerevisiae

Opis ilościowej procedury fosforylacji z wykorzystaniem kriolizy, solubilizacji mocznikiem, frakcjonowania HILIC oraz wzbogacania peptydów fosforylowanych metodą IMAC.

Ilościowa fosfoproteomika w Saccharomyces cerevisiae stymulowanych kwasami tłuszczowymi

Oczyszczanie powinowactwa oznaczonych białek w połączeniu ze spektrometrią mas (APMS) to potężna metoda systematycznego mapowania sieci interakcji białek i badania mechanistycznych podstaw procesów biologicznych. W tym miejscu opisujemy zoptymalizowaną procedurę APMS opartą na powinowactwie do peptydów sekwencyjnych (SPA) opracowaną dla bakterii Escherichia coli, która może być stosowana do izolowania i charakteryzowania stabilnych kompleksów wielobiałkowych do niemal jednorodności, nawet...

Identyfikacja kompleksów białkowych w Escherichia coli za pomocą sekwencyjnego oczyszczania powinowactwa peptydów w połączeniu z tandemową spektrometrią mas

W tym filmie demonstrujemy zmodyfikowany test hybrydowy drożdży, który wykrywa wiele białek oddziałujących z docelowym DNA. Przekształcone komórki drożdży zawierają docelową sekwencję DNA przed genem reporterowym. Dodatkowo wykazują ekspresję białek czynnika transkrypcyjnego. Kiedy białka tworzą kompleksy i wiążą się z docelowym DNA, gen reporterowy ulega ekspresji i może być wykryty enzymatycznie.

Zmodyfikowany test hybrydowy drożdży i jeden do wykrywania interakcji heteromerycznego kompleksu białkowego z DNA

Opisane porównawcze, ilościowe podejście proteomiczne ma na celu uzyskanie wglądu w skład kompleksów wielobiałkowych w różnych warunkach i jest demonstrowane przez porównanie genetycznie różnych szczepów. Do analizy ilościowej równe objętości różnych frakcji z gradientu gęstości sacharozy miesza się i analizuje za pomocą spektrometrii mas.

Nowe podejście do analizy porównawczej kompleksów wielobiałkowych oparte na znakowaniu metabolicznym 15N i ilościowej spektrometrii mas

Eksperymenty immunoprecypitacji SILAC stanowią potężny sposób na odkrycie nowych interakcji białko-białko. Umożliwiając dokładną względną kwantyfikację obfitości białek zarówno w próbkach kontrolnych, jak i testowych, prawdziwe interakcje można łatwo odróżnić od zanieczyszczeń eksperymentalnych, a interakcje o niskim powinowactwie zachować dzięki zastosowaniu mniej rygorystycznych warunków buforowych.

Identyfikacja partnerów interakcji białkowych w komórkach ssaków za pomocą proteomiki ilościowej SILAC-immunoprecypitacji

Korzystając z mikromacierzy białkowych zawierających prawie cały proteom S. cerevisiae, sonduje się szybkie, bezstronne badanie tysięcy równoległych interakcji białko-białko. Metoda ta może być stosowana do małych cząsteczek białek, modyfikacji potranslacyjnych i innych testów o wysokiej przepustowości.

Sondowanie funkcjonalnych mikromacierzy białkowych o dużej gęstości w celu wykrycia interakcji białko-białko

Ten artykuł opisuje test oparty na wzroście drożdży do określania wymagań genetycznych dla degradacji białek. Zademonstrowano również metodę szybkiej ekstrakcji białek drożdży, nadającą się do western blot w celu biochemicznego potwierdzenia wymagań degradacji. Techniki te można dostosować do monitorowania degradacji różnych białek.

Oznaczanie na podstawie wzrostu i biochemiczne potwierdzenie wymagań genetycznych dotyczących degradacji białek u Saccharomyces cerevisiae

Tutaj opisujemy protokoły rozbijania komórek ssaków poprzez mielenie w stanie stałym w temperaturze kriogenicznej, wytwarzanie ekstraktu komórkowego z powstałego proszku komórkowego i izolowanie interesujących kompleksów białkowych poprzez wychwytywanie powinowactwa na paramagnetycznych kulkach w skali mikronowej sprzężonych z przeciwciałami.

Wychwytywanie powinowactwa do kompleksu białkowego z komórek ssaków poddanych mieleniu w kriomerze

Tutaj prezentujemy protokoły oczyszczania kompleksów białkowych i ich separacji za pomocą niebieskiej natywnej STRONY, a następnie profilowania korelacji białek za pomocą ilościowej spektrometrii mas bez etykiet. Ta metoda jest przydatna do przekształcania interaktomów w odrębne kompleksy białkowe.

Rozwiązywanie kompleksów białkowych oczyszczonych z powinowactwa za pomocą Blue Native PAGE i profilowania korelacji białek

Przedstawiono wszechstronny protokół krioskalizacji BN-MS z wykorzystaniem mikrotomu do profilowania kompleksomów w wysokiej rozdzielczości.

Profilowanie kompleksomów w wysokiej rozdzielczości za pomocą analizy BN-MS metodą krioslicingu

Interakcje kotranslacyjne odgrywają kluczową rolę w modyfikacjach powstających łańcuchów, celowaniu, składaniu i ścieżkach montażu. W tym miejscu opisujemy selektywne profilowanie rybosomów, metodę bezpośredniej analizy in vivo tych interakcji w modelu eukarionta Saccharomyces cerevisiae.

Globalna identyfikacja sieci oddziaływań kotranslacyjnych poprzez selektywne profilowanie rybosomów

Poznaj metodę SILAC z afinijną puryfikacją do identyfikacji kompleksów białkowych u Saccharomyces cerevisiae. Technika ta pozwala precyzyjnie określić partnerów wiążących białka Scs2p.

Identyfikacja kompleksów białkowych z wykorzystaniem proteomiki ilościowej u S. cerevisiae

Przeglądaj więcej filmów