Name: Przeszczep soczewki u danio pręgowanego i jego zastosowanie w analizie mutantów oka (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2009-06-01T00:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 39 s
Description: Poznaj technikę przeszczepu soczewki u danio pręgowanego do badania rozwoju oka i interakcji tkanek. Metoda ta pozwala określić, czy mutacje wpływają na soczewkę autonomicznie czy nieautonomicznie.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Niniejsza procedura w dużej mierze opiera się na technice transplantacji dla ryb jaskiniowych opracowanej przez laboratorium Billa Jeffreya.

Część 1: Przygotowanie embrionów
W niniejszym protokole będziemy używać symbolu jjxy do oznaczenia hipotetycznego mutanta soczewki danio pręgowanego.
<ol>
<li>Szczepy danio pręgowanego utrzymuje się w standardowych warunkach w pracowni ryb w temperaturze 28.5 °C w cyklu 14h światła / 10h ciemności.</li>
<li>Wieczorem umieszcza się samce i samice szczepu danio pręgowanego jjxy:AB/TU; tg(mGFP) w zbiorniku z przegrodą oddzielającą obie płcie. Potomstwo z tego krzyżowania będzie wykazywać ekspresję transgenu GFP we wszystkich tkankach i zostanie wykorzystane jako dawcy. Równolegle stosuje się tę samą procedurę w celu przygotowania krzyżowań między nietransgenicznymi zwierzętami typu dzikiego. W zależności od celu eksperymentu, jako dawców lub biorców można wykorzystać zwierzęta typu dzikiego w locus jjxy.</li>
<li>W ciągu godziny od zapalenia światła rano należy usunąć przegrody, aby umożliwić rybom rozród.</li>
<li>Po 15-30 minutach zbiera się zarodki do szalek Petriego o wymiarach 100 x 15 mm, oczyszcza je i wymienia medium (wodę do jaj).</li>
<li>Zarodki przechowuje się w inkubatorze w temperaturze 28.5 °C do wyznaczonego czasu.</li>
<li>Przed rozpoczęciem transplantacji należy ręcznie usunąć chorion za pomocą dwóch par ostrych pęset, a następnie inkubować zarodki w 0.2% EDTA w bezwapniowym medium ZFR przez 30 minut.</li>
</ol>
Część 2: Przygotowanie igieł do sekcji
<ol>
<li>Procedura transplantacji wymaga dwóch rodzajów igieł: ostrej, służącej do nacinania tkanek wokół soczewki, usuwania chorionu oraz uwalniania embrionów z agarozy, oraz tępej, służącej do przesuwania soczewki dawcy i wprowadzania jej do biorcy. W tej części pokażemy, jak wykonać te igły.</li>
<li>W pierwszej kolejności należy odciąć końcówkę pipety Pasteura za pomocą noża diamentowego. Następnie do końcówki pipety Pasteura należy wsunąć kapilarę szklaną w taki sposób, aby około połowa jej długości znajdowała się wewnątrz. Ułatwi to unieruchomienie drutu wolframowego poprzez jego stopienie ze szkłem w kolejnym kroku.</li>
<li>Następnie do otwartego końca kapilary należy wsunąć cienki drut wolframowy. Szkło nad drutem należy stopić przy użyciu palnika Bunsena. Przytrzymując pęsetą szklany koniec z metalowym drutem, należy dłonią skręcać drugi koniec igły. Zmiękczone szkło powinno owinąć się wokół metalu, mocując go w miejscu.</li>
<li>Jeśli wykonujemy igłę o tępym czubku, procedura dobiega końca. Aby stworzyć igłę ostrą, należy trzymać drut wolframowy nad palnikiem Bunsena przez 1-1,5 minuty, wypalając metal, aż powstanie bardzo cienka końcówka. Jakość czubka należy sprawdzić pod mikroskopem. Zaleca się sterylizację obu igieł w płomieniu przez kilka sekund bezpośrednio przed transplantacją.</li>
</ol>
Część 3: Przygotowanie odczynników
<ol>
<li>Roztwory Ringer’a dla danio pręgowanego (ZFR) bez zawartości wapnia (116 mM NaCl, 2.9 mM KCl, 5 mM HEPES, pH 7.2)</li>
<li>0.2% EDTA w roztworach Ringer’a dla danio pręgowanego bez zawartości wapnia (pH 7.2)</li>
<li>1.2% agarozy (niskotopliwej) w bezwapniowym ZFR</li>
<li>0.2% agarozy (niskotopliwej) w bezwapniowym ZFR</li>
<li>Pożywka dla embrionów (pH 7.0, na litr zawiera: 10 ml Hanks Solution #1, 1ml Hanks Solution #2, 10ml Hanks Solution #4, 10ml Hanks Solution #5, 0.35 g wodorowęglanu sodu, 300 uL 2M HCl, penicylina-streptomycyna 500,000U) Zgodnie z The Zebrafish Book (University of Oregon Press, 2000).</li>
<li>Drut wolframowy, pozłacany, średnica 0.1mm, Alfa Aesar</li>
<li>Kapilara, średnica 1.0mm, World Precision Instruments</li>
</ol>
Część 4: Procedura transplantacji
<ol>
<li>W plastikowej probówce wiriówkowej przygotuj 1,2% niskotopliwą agarozy w bezwapniowym ZFR, podgrzanym do 40 C w kąpieli wodnej.</li>
<li>W wybranym stadium (np. 30 hpf), pobierz embriony pipetą Pasteura, powoli przenieś je do probówki wiriówkowej i inkubuj przez około 5 sekund. Dawcy i biorcy powinni być inkubowani oddzielnie.</li>
<li>Za pomocą pipety pobierz embriony w 1,2% agarozy z probówki wiriówkowej i ułóż je w dwóch równoległych rzędach w 100mm polistyrenowej płytce Petriego, oddzielając biorców od dawców. Dzięki powolnemu i ostrożnemu wypuszczaniu, większość embrionów ułoży się na boku w agarozie. Te, które nie znajdą się w tej pozycji, należy zorientować za pomocą tępej igły tak, aby oko było skierowane do góry, zanim agarosa stężeje.</li>
<li>Odczekaj, aż 1,2% agarosa stężeje, a następnie przykryj ją 0,2% roztworem niskotopliwej agarozy.</li>
<li>Używając zaostrzonej igły, usuń agarozę wokół oczu i bardzo ostrożnie wycięcie soczewkę z embrionów biorcy i dawcy, wykonując krótkie ruchy. Upewnij się, że cięcie przebiega wystarczająco blisko soczewki, aby jej nie przerwać, ale jednocześnie nie usuwać zbyt wiele tkanki z reszty oka biorcy.</li>
<li>Po uwolnieniu soczewki będą unosić się w medium. Za pomocą tępej igły ostrożnie przesuń soczewkę dawcy dokładnie nad miejsce, w którym normalnie znajduje się soczewka biorcy, a następnie wciśnij ją do wnętrza oka. Soczewka biorcy może zostać usunięta.</li>
<li>Pozostaw embriony dawcy i biorcy w 1,2% agarozie przez 30-60 minut, następnie uwolnij je z agarozy za pomocą ostrej igły i przenieś do płytki 24-dołkowej z medium dla embrionów. Każdy embrion powinien znajdować się w osobnym dołku. Prawidłowo oznakuj dołki, aby było jasne, który biorca odpowiada któremu dawcy.</li>
<li>Inkubuj w temperaturze 28,5 C. Soczewkę pochodzącą od dawcy można odróżnić od soczewki biorcy po nieoperowanej stronie tego samego zwierzęcia na podstawie fluorescencji GFP. Można również wykonać przekroje w celu pomiaru wielkości soczewki i ustalenia, czy różnicuje się ona prawidłowo.</li>
</ol>
<img src="/files/ftp_upload/1258/1258fig1.jpg" alt="Schemat szklanej rurki kapilarnej, układ do chromatografii, punkty A, B, C, ilustrujące proces." data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="figure 1"> Ryc. 1 Obraz przy niskim powiększeniu zaostrzonej igły używanej do przeszczepiania soczewki. Szklana kapilara (B) jest wkładana do pipety Pasteura (A), a cienki drut wolframowy (C) jest wprowadzany do otwartego końca kapilary. Szkło nad drutem jest zmiękczane za pomocą palnika Bunsena. Używając pincety, należy stabilnie trzymać szklany koniec z metalowym drutem, jednocześnie skręcając ręką drugi koniec pipety Pasteura. Zmiękczone szkło powinno owinąć się spiralnie wokół metalu, mocno go chwytając.
 <img src="/files/ftp_upload/1258/fig2%201258.png" alt="Obraz mikroskopowy końcówki sondy światłowodowej, używanej do badań wzbudzenia i emisji optycznej." width="600" height="204" data-altupdatedat="1787630408000"> Rys. 2 Końcówki dwóch rodzajów igieł stosowanych do transplantacji soczewki.
 <img src="/files/ftp_upload/1258/1258fig3.jpg" alt="Porównanie fluorescencji po przeszczepie oka w świetle widzialnym i UV; analiza wyników eksperymentu." data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="figure 3"> Rys. 3 Zarodki poddano transplantacji soczewki w 30hpf. Przedstawiono zarodek dawcy (A, B), oko biorcy z przeszczepioną soczewką (C, D) oraz stronę kontrolną zarodka biorcy (E, F). Każde oko pokazano w świetle przechodzącym oraz w oświetleniu UV, zgodnie z oznaczeniem. Zdjęcia wykonano w 48 hpf. W tym eksperymencie wykorzystano linię transgeniczną Q01[9].

<ol><li>Thut, C. J., Rountree, R. B., Hwa, M., Kingsley, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+large-scale+in+situ+screen+provides+molecular+evidence+for+the+induction+of+eye+anterior+segment+structures+by+the+developing+lens%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">A large-scale in situ screen provides molecular evidence for the induction of eye anterior segment structures by the developing lens.</a> Dev Biol. 231, 63-76 (2001).</li>
<li>Yamamoto, Y., Jeffery, W. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Central+role+for+the+lens+in+cave+fish+eye+degeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Central role for the lens in cave fish eye degeneration.</a> Science. 289, 631-633 (2000).</li>
<li>Easter, S. S., Nicola, G. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+development+of+vision+in+the+zebrafish%28Danio+rerio%29%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">The development of vision in the zebrafish(Danio rerio).</a> Dev Biol. 180, 646-663 (1996).</li>
<li>Schmitt, E., Dowling, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Early+eye+morphogenesis+in+the+zebrafish.+Brachydanio+rerio%5BTitle%5D)+AND+%22J.comp.+Neuro%22%5BJournal%5D)">Early eye morphogenesis in the zebrafish. Brachydanio rerio.</a> J.comp. Neuro. 344 (4), 532-542 (1994).</li>
<li>Malicki, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Harnessing+the+power+of+forward+genetics--analysis+of+neuronal+diversity+and+patterning+in+the+zebrafish+retina%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Harnessing the power of forward genetics--analysis of neuronal diversity and patterning in the zebrafish retina.</a> Trends Neurosci. 23 (11), 531-541 (2000).</li>
<li>Malicki, J., Pujic, Z., Thisse, C., Thisse, B., Wei, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Forward+and+reverse+genetic+approaches+to+the+analysis+of+eye+development+in+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Vision+Res%22%5BJournal%5D)">Forward and reverse genetic approaches to the analysis of eye development in zebrafish.</a> Vision Res. 42 (4), 527-533 (2002).</li>
<li>Avanesov, A., Malicki, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Approaches+to+study+neurogenesis+in+the+zebrafish+retina%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Approaches to study neurogenesis in the zebrafish retina.</a> Methods Cell Biol. 76, 333-384 (2004).</li>
<li>Vihtelic, T. S., Hyde, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Zebrafish+mutagenesis+yields+eye+morphological+mutants+with+retinal+and+lens+defects%5BTitle%5D)+AND+%22Vision+Res%22%5BJournal%5D)">Zebrafish mutagenesis yields eye morphological mutants with retinal and lens defects.</a> Vision Res. 42, 535-540 (2002).</li>
<li>Godinho, L., Mumm, J. S., Williams, P. R., Schroeter, E. H., Koerber, A., Park, S. W., Leach, S. D., Wong, R. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeting+of+amacrine+cell+neurites+to+appropriate+synaptic+laminae+in+the+developing+zebrafish+retina%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Targeting of amacrine cell neurites to appropriate synaptic laminae in the developing zebrafish retina.</a> Development. Nov 132, 5069-5079 (2005).</li>
</ol>

Kilka etapów wymaga szczególnej uwagi podczas transplantacji soczewki.
<ol>
<li>Zaostrzone igły: Przed przeprowadzeniem transplantacji soczewki lepiej przygotować kilka igieł, a ich końcówki powinny być jak najcieńsze. Grubsza igła, ze względu na większą średnicę, przerwie więcej tkanek, co może uniemożliwić gojenie się oka.</li>
<li>Ułożenie embrionów: Bezpośrednio przed transplantacją należy ułożyć embriony na boku. Podczas pozycjonowania 1,2% agaroza może bardzo szybko stężeć. Aby spowolnić twardnienie agarozy, m...

<table><tbody><tr><td>drut wolframowy o średnicy 0,1mm</td><td>A Johnson Matthey</td><td>45086</td><td></td></tr><tr><td>Agaroza (niskotopna)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>39346</td><td></td></tr><tr><td>Kapilary z borokrzemianowego szkła</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>TW 100-4</td><td></td></tr><tr><td>Pęseta</td><td>Dumont</td><td>11252-30</td><td></td></tr><tr><td>Pipeta Pasteura</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-678-20C</td><td></td></tr><tr><td>Pompa do pipety</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-683C</td><td></td></tr><tr><td>Szalka Petriego</td><td>Cardinal Health</td><td>D1906</td><td></td></tr><tr><td>Penicylina-streptomycyna</td><td>GIBCO, by Life Technologies</td><td>15140-122</td><td></td></tr></tbody></table>

transplantacja soczewki u rybek zebrafish i jej zastosowanie w analizie mutantów oka

Lens Transplantation in Zebrafish and its Application in the Analysis of Eye Mutants

Soczewka odgrywa istotną rolę w rozwoju pucharu optycznego[1,2]. Wykorzystując danio pręgowanego jako organizm modelowy, można analizować pytania dotyczące rozwoju soczewki. Danio pręgowany jest użyteczny w badaniach genetycznych dzięki kilku korzystnym cechom, takim jak niewielki rozmiar, wysoka płodność, krótki cykl życiowy i łatwość hodowli. Rozwój soczewki u danio pręgowanego przebiega szybko. Do 72 hpf soczewka danio pręgowanego jest funkcjonalnie dojrzała [3]. Dostępne są liczne zasoby genetyczne i molekularne wspierające badania na tym gatunku. Ponadto podobieństwo oka danio pręgowanego do oczu innych kręgowców stanowi podstawę do jego wykorzystania jako doskonałego modelu zwierzęcego dla ludzkich wad[4-7]. Kilka mutantów danio pręgowanego wykazuje nieprawidłowości soczewki, w tym wysoki poziom śmierci komórkowej, co w niektórych przypadkach prowadzi do całkowitej degeneracji tkanek soczewki [8]. Aby ustalić, czy nieprawidłowości soczewki wynikają z przyczyn wewnętrznych czy z wadliwych interakcji z otaczającymi tkankami, przeprowadza się transplantację soczewki mutanty do oka typu dzikiego. Przy użyciu wypolerowanych ogniowo igieł metalowych soczewki mutanty lub typu dzikiego są ostrożnie wycinane z organizmu dawcy, a następnie przenoszone do biorcy. W celu rozróżnienia tkanek typu dzikiego i mutantów jako dawca wykorzystywany jest szczep transgeniczny. Linia ta wykazuje ekspresję GFP związanego z błoną w all tkankach, w tym w soczewce. Ta technika transplantacji jest niezbędnym narzędziem w badaniach mutantów soczewki u danio przebrondego.

Rozwój soczewki wiąże się z interakcjami z innymi tkankami. Kilka mutantów oka u danio pręgowanego charakteryzuje się nienaturalnie małym rozmiarem soczewki. W niniejszym opracowaniu prezentujemy eksperyment z transplantacji soczewki, mający na celu ustalenie, czy fenotyp ten wynika z przyczyn wewnętrznych, czy z wadliwych interakcji z tkankami otaczającymi soczewkę.

Transplantacja soczewki u rybek zebrafish i jej zastosowanie w analizie mutantów oka

Soczewka odgrywa istotną rolę w rozwoju pucharu optycznego[1,2]. Wykorzystując danio pręgowanego jako organizm modelowy, pytania dotyczące rozwoju soczewki...

Aby rozpocząć transplantację soczewki u danio pręgowanych, donory transgeniczne wykazujące ekspresję GFP oraz biorców z dzikiego typu inkubuje się najpierw przez 30 minut w osobnych szalkach Petriego zawierających roztwór Ringera dla danio pręgowanych pozbawiony wapnia. Następnie larwy ryb osadza się w dwóch równoległych liniach w niskotopliwym agarozie. Jedna linia (A) jest przeznaczona dla donorów, a druga (B) dla biorców. W przypadku biorców usuwa się całe oko donora, podczas gdy z biorcy usuwa się jedynie soczewkę.Tkanki otaczające soczewkę dawcy są usuwane przed umieszczeniem soczewki w oku biorcy. Po transplantacji ryby są przechowywane w opisanych płytkach 24-dołkowych. Przeszczepiona soczewka powinna wykazywać fluorescencję GFP u biorcy.Oczywiście, oko przeciwległe gospodarza nie zostało poddane operacji i nie wykazuje ekspresji GFP. Cześć, jestem Yj. A ja jestem Kaya McCullough i pochodzimy z laboratorium dr Yma Maki z Katedry Okulistyki na Harvard Medical School. Dzisiaj zaprezentujemy procedurę transplantacji soczewki u dzikiego typu rybek zebrafish Daniel Rio.Stosujemy tę procedurę w naszym laboratorium do transplantacji soczewek od zwierząt typu dzikiego do mutantów i

lens-transplantation-zebrafish-its-application-analysis-eye

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Przeszczepianie soczewek u rybki zwojowej i jego zastosowanie w analizie mutantów oka

Prezentujemy protokół generowania chimerycznych embrionów rybek danio w celu obrazowania na żywo zachowania komórek podczas embriogenezy.

Transplantacja blastomerów wykazujących ekspresję GFP w celu obrazowania na żywo rozwoju siatkówki i mózgu w chimerycznych embrionach danio pręgowanego

Niniejszy artykuł opisuje metodę mikrodyssekcji siatkówek zebrafish (danio pręgowanego) z dołączonym lub usuniętym nabłonkiem barwnikowym siatkówki, z embrionów od jednego do trzech dni po zapłodnieniu.

Mikrodysekcja tkanek embrionalnego oka rybki zebrafish

Ten film opisuje protokół, który został opracowany do analizy soczewek dorosłych i larw danio pręgowanego w celu analizy morfologii soczewki korowej i integralności strukturalnej szwów soczewki.

Rozwarstwienie soczewki oka: technika obserwacji morfologii soczewki danio pręgowanego

Mikroskopia fluorescencyjna z lekkim arkuszem jest doskonałym narzędziem do obrazowania rozwoju embrionalnego. Pozwala na nagrywanie długich filmów poklatkowych żywych zarodków w warunkach zbliżonych do fizjologicznych. Demonstrujemy jego zastosowanie do obrazowania rozwoju oka danio pręgowanego w szerokich skalach czasoprzestrzennych i przedstawiamy potok do fuzji i dekonwolucji zestawów danych multiview.

Wykorzystanie mikroskopii fluorescencyjnej arkuszy świetlnych do obrazowania rozwoju oka danio pręgowanego

Śledzenie na żywo poszczególnych komórek progenitorowych siatkówki WT w różnych tłach genetycznych pozwala na ocenę udziału nieautonomicznej sygnalizacji komórek podczas neurogenezy. W tym celu wykorzystano kombinację knockdownu genów, generowania chimer poprzez przeszczep zarodka i poklatkowego obrazowania konfokalnego in vivo.

In vivo (in vivo)Obrazowanie ekspresji genów transgenicznych w poszczególnych progenitorach siatkówki w chimerycznych zarodkach danio pręgowanego w celu zbadania nieautonomicznych wpływów komórek

Tutaj omawiamy protokół metody, który pozwoli na łatwą analizę unaczynienia siatkówki dorosłego dg(fli:EGFP) danio pręgowanego jako szybki odczyt w warunkach długotrwałych patologii naczyniowych związanych z neoangiogenezą i zmianami strukturalnymi.

Badanie cukrzycy oczami ryby: mikrodysekcja, wizualizacja i analiza naczyń naczyniowych siatkówki dorosłego tg(fli:EGFP) danio pręgowanego

Te protokoły zostały opracowane w celu analizy morfologii soczewki korowej, integralności strukturalnej szwów soczewki danio pręgowanego w soczewkach stałych i żywych oraz do pomiaru położenia jądra soczewki danio pręgowanego wzdłuż osi przednio-tylnej.

Ocena lokalizacji jądra soczewki danio pręgowanego i integralności szwów

Ten protokół opisuje podejście do etykietowania in toto i wielowymiarowego obrazowania wczesnego rozwoju oczu danio pręgowanego. Opisujemy znakowanie, osadzanie i obrazowanie czterowymiarowe (4D) za pomocą laserowej skaningowej mikroskopii konfokalnej oraz rozważania dotyczące optymalizacji pozyskiwania zestawów danych do analizy mechanizmów morfogenezy panewki wzrokowej.

4-wymiarowe obrazowanie morfogenezy kubka wzrokowego danio pręgowanego

Tutaj dostępny jest protokół do obrazowania poklatkowego morfogenezy oka za pomocą dostępnego na rynku mikroskopu lightsheet i stacji roboczej do przetwarzania obrazu w celu analizy uzyskanych danych. Protokół ten szczegółowo opisuje procedury znieczulenia zarodka, zatopienia w agarozie o niskiej temperaturze topnienia, zawieszenia w komorze obrazowania, ustawienia parametrów obrazowania i wreszcie analizy danych obrazowania za pomocą oprogramowania do analizy obrazu.

Wizualizacja morfogenezy oka za pomocą mikroskopii Lightsheet przy użyciu transgenicznego danio pręgowanego rx3:GFP

Artykuł wyjaśnia, jak chirurgicznie usunąć oczy z żywych larw danio pręgowanego, co jest pierwszym krokiem w kierunku zbadania, jak wejście siatkówki wpływa na wzrost i rozwój tektum nerwu wzrokowego. Ponadto artykuł zawiera informacje na temat znieczulenia, fiksacji i preparacji larw, a następnie immunohistochemii i obrazowania konfokalnego.

Usunięcie oczu u żywych larw danio pręgowanego w celu zbadania zależnego od unerwienia wzrostu i rozwoju układu wzrokowego

Tutaj prezentujemy protokół przeszczepiania komórek o wysokiej rozdzielczości przestrzennej i czasowej w zarodkach i larwach danio pręgowanego na każdym etapie, między co najmniej 1 a 7 dniem po zapłodnieniu.

Przeszczep komórek w wysokiej rozdzielczości u embrionów i larw danio pręgowanego

Poznaj technikę przeszczepu soczewki u danio pręgowanego do badania rozwoju oka i interakcji tkanek. Metoda ta pozwala określić, czy mutacje wpływają na soczewkę autonomicznie czy nieautonomicznie.

Transplantacja soczewki u rybek zebrafish i jej zastosowanie w analizie mutantów oka

Przeglądaj więcej filmów