Name: Poprzeczne zwężenie aorty u myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-04-21T18:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 25 s
Description: Poznaj metodę poprzecznego zwężenia aorty u myszy, modelu chirurgicznego stosowanego do badania przerostu serca i niewydolności krążenia. Technika ta umożliwia badanie mechanizmów remodelowania mięśnia sercowego.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

X.H.T.W. jest wyróżniającym się młodym naukowcem w dziedzinie badań medycznych (W.M. Keck Foundation Distinguished Young Scholar in Medical Research) i otrzymuje wsparcie z grantów NIH/NHLBI o numerach R01-HL089598 oraz R01- R01HL091947, a także z grantu Muscular Dystrophy Association nr 69238. R.J.v.O. jest laureatem stypendium podoktorskiego American Physiological Society w zakresie genomiki fizjologicznej w latach 2008-2010. Praca ta jest również częściowo wspierana przez Fondation Leducq Alliance for CaMKII Signaling in Heart.

Część 1: Przygotowanie pola operacyjnego
<ol>
	<li>Pole operacyjne dezynfekuje się 75% alkoholem izopropylowym.</li>
	<li>Należy upewnić się, że mata grzewcza jest włączona i ustawiona na odpowiednią temperaturę. Zalecanym systemem jest pompa cyrkulacyjna do wody Gaymar połączona z matą terapeutyczną utrzymywaną w temperaturze 37 °C ± 1 °C. Podczas operacji ważne jest utrzymanie prawidłowej temperatury ciała, aby uniknąć gwałtownego spadku częstotliwości akcji serca.</li>
	<li>Przed operacją narzędzia chirurgiczne sterylizuje się w sterylizatorze perlowym. Do przeprowadzenia tej procedury będą potrzebne następujące instrumenty chirurgiczne: nożyczki tępe, kleszczyki zakrzywione grube (2 szt.), kleszczyki precyzyjne pod kątem 45° (2 szt.), nożyczki sprężynowe kątowe, rozwierak klatki piersiowej oraz uchwyt do igieł.</li>
	<li>Patyczki bawełniane powinny być pod ręką na wypadek wystąpienia krwawienia.</li>
</ol>
Część 2: Przygotowanie i intubacja myszy
<ol>
	<li>Myszy są znieczulane w komorze indukcyjnej przy użyciu 2% izofluranu zmieszanego z 0,5 -1,0 L/min 10% O2.</li>
	<li>Za pomocą trymmera golona jest sierść od linii szyi do połowy klatki piersiowej.</li>
	<li>Mysz jest ułożona w pozycji grzbietowej na podkładce grzewczej w celu utrzymania temperatury ciała.</li>
	<li>Gumka recepturka zostaje założona nad przednimi zębami zwierzęcia, aby wyprostować szyję. Przy użyciu zakrzywionych pęsety w jednej ręce, język jest delikatnie odsuwany na bok. Drugą ręką wykonuje się intubację endotrachealną przy użyciu rurki PE 90. Rurka endotrachealna zostaje następnie podłączona do respiratora dla gryzoni Harvard z cyklem objętościowym, ustawionego na 125-150 oddechów/minutę i objętość oddechową 0,1-0,3ml. Podczas procedury chirurgicznej znieczulenie jest utrzymywane na poziomie 1,5-2% izofluranu z 0,5 - 1,0 L/min 100% O2. Prawidłowy poziom znieczulenia jest weryfikowany poprzez ucisk łożyska paznokciowego myszy (odruchycowe ściśnięcie palca).</li>
	<li>Pole operacyjne jest odkażane roztworem betadyny, a następnie 70% alkoholem. Procedurę tę powtarza się trzykrotnie.</li>
	<li>Aby zapobiec zanieczyszczeniu pola operacyjnego podczas zabiegu, mysz przykrywa się sterylną chustą, pozostawiając odsłonięte jedynie pole operacyjne.</li>
	<li>Dla każdej myszy używana jest nowa para sterylnych rękawiczek.</li>
</ol>
Część 3: Podwiązanie aorty poprzecznej
<ol>
	<li>Pod mikroskopem chirurgicznym wykonuje się częściową torakotomię do poziomu drugiego żebra, a mostek zostaje rozchylony za pomocą rozieracza klatki piersiowej.</li>
	<li>Za pomocą pęsety o cienkim czubku i kącie 45° delikatnie oddziela się grasicę i tkankę tłuszczową od łuku aorty.</li>
	<li>Po zidentyfikowaniu aorty poprzecznej, niewielki fragment nici jedwabnej 6.0 umieszcza się pomiędzy tętnicą bezimienną a lewą tętnicą szyjną (Rysunek 1).</li>
	<li>Wokół aorty poprzecznej zawiązuje się dwa luźne węzły, a równolegle do aorty poprzecznej umieszcza się mały fragment tępej igły o rozmiarze 27½ G. Pierwszy węzeł szybko zaciska się na igle, następnie zawiązuje drugi, a igłę niezwłocznie usuwa się, aby uzyskać zwężenie o średnicy 0,4 mm. U myszy w grupie kontrolnej (sham) cała procedura jest identyczna, z wyjątkiem podwiązania aorty.</li>
	<li>Rozieracz klatki piersiowej zostaje usunięty, a odpływ z respiratora zostaje zakleszczony na 2 sekundy w celu ponownego napowietrzenia płuc.</li>
	<li>Klatka piersiowa zostaje zamknięta szwem przerywanym przy użyciu nici Prolene 6.0.</li>
	<li>Skórę zamyka się szwem ciągłym przy użyciu nici Prolene 6.0.</li>
</ol>
Część 4: Rekonwalescencja pooperacyjna
<ol>
	<li>W celu zapewnienia przeciwbólowego działania po operacji, myszy podaje się buprenorfinę (0.1 mg/kg) drogą dosytronewną. W przypadku wystąpienia objawów odwodnienia po zabiegu, podaje się sterylną sól fizjologiczną drogą dosytronewną.</li>
	<li>Anestezję stopniowo zmniejsza się do poziomu wyłączenia, a rurkę endotrachealną usuwa się w momencie pojawienia się oznak oddychania spontanicznego.</li>
	<li>Mysz układa się w pozycji brzusznej i pozostawia do wybudzenia na podgrzewaczce.</li>
</ol>
Część 5: Potwierdzenie pomyślnego podwiązania aorty poprzecznej
<ol>
<li> Tydzień po zabiegu TAC mysz poddaje się ponownej anestezji w celu określenia stopnia przeciążenia ciśnieniowego wywołanego podwiązaniem tętnicy aortowej. Zgodnie z powyższym opisem, znieczulenie utrzymuje się przy użyciu 1,5-2% izofluranu z dopływem 0,5 - 1,0 L/min 10% O2, a temperatura ciała jest utrzymywana na poziomie 37 °C ± 1 °C. </li>
	<li>Sondę Dopplera o częstotliwości 20 MHz umieszcza się po lewej i prawej stronie szyi pod kątem 45°, aby zmierzyć prędkości przepływu. Do wyświetlania i zapisywania sygnałów Dopplera wykorzystano komputerowy procesor sygnałów Dopplera (Indus Instruments, Houston, TX).5 </li>
	<li>W zależności od stopnia przeciążenia ciśnieniowego wymaganego w protokole eksperymentalnym, do dalszych analiz włączane są tylko myszy, u których stosunek przepływu w prawej tętnicy szyjnej (RC) do lewej tętnicy szyjnej (LC) mieści się w określonym zakresie. Przykładowo, umiarkowany stopień przeciążenia ciśnieniowego prowadzi do stosunku 5-8, natomiast silniejsza konstrikcja skutkująca ciężkim przeciążeniem ciśnieniowym prowadzi do stosunku 8-10 (Rysunek 5.3A). W przypadku zwierzęcia z grupy sham (poddanego operacji, ale bez podwiązania), oczekiwanym stosunkiem jest wartość ~1 (Rysunek 5.3B).</li>
</ol>
6: Reprezentatywne wyniki
Typowa przeżywalność pooperacyjna po TAC u myszy typu dzikiego wynosi około 80-90%. Prawidłowe chirurgiczne podwiązanie aortny poprzecznej prowadzi do uzyskania stosunku prędkości przepływu Dopplera między prawą a lewą tętnicą szyjną (RC/LC) w zakresie 5-10 (Rysunek 1). W porównaniu z myszami poddanymi operacji pozornej (Rysunek 2A), u myszy z przeciążeniem ciśnieniowym oczekiwany jest rozwój przerostu serca w ciągu 1-2 tygodni oraz rozszerzenie serca po 6-8 tygodniach, w zależności od stopnia zaciśnięcia więzadła (Rysunek 2B). Śmiertelność w ciągu pierwszego miesiąca po TAC jest zazwyczaj niska (&lt;20%) u myszy typu dzikiego, choć u myszy modyfikowanych genetycznie wskaźniki przeżywalności mogą być inne.6,7
<img src="/files/ftp_upload/1729/1729fig1tmb.jpg" alt="Schemat anatomii naczyń krwionośnych z przebiegami fali tętna szyjnego; ilustracja pomiaru przepływu krwi." border="0" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 1"> Rysunek 1. Potwierdzenie poprzecznego podwiązania aorty za pomocą pomiaru prędkości przepływu w badaniu Dopplera. Reprezentatywne sygnały prędkości dopplerowskiej prawej (RC) i lewej (LC) tętnicy szyjnej 6 dni po TAC. Rejestracje te wykazują pomyślną ligację z stosunkiem przepływu RC/LC wynoszącym ok. 6,8. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/1729/1729fig1.jpg">kliknij tutaj</a> aby zobaczyć powiększoną wersję rysunku 1.
<img src="/files/ftp_upload/1729/1729fig2.jpg" alt="Porównanie wielkości serc zwierzęcych; badanie anatomiczne, analiza rozmiaru z użyciem linijki pomiarowej." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 2"> Rycina 2. Reprezentatywne obrazy całego serca po TAC. ASerce myszy typu dzikiego po zabiegu pozorowanym. BSerce myszy typu dzikiego 16 tygodni po zabiegu TAC. Każda linia = 1 mm.

<ol><li>Rockman, H. A., Ross, R. S., Harris, A. N., Knowlton, K. U., Steinhelper, M. E., Field, L. J., Ross, J. Jr, Chein, K. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Segregation+of+atrial-specific+and+inducible+expression+of+an+atrial+natriuretic+factor+transgene+in+an+in+vivo+murine+model+of+cardiac+hypertrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+USA%22%5BJournal%5D)">Segregation of atrial-specific and inducible expression of an atrial natriuretic factor transgene in an in vivo murine model of cardiac hypertrophy.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 88, 8277-8281 (1991).</li>
<li>Heineke, J., Molkentin, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulation+of+cardiac+hypertrophy+by+intracellular+signaling+pathways%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Rev.+Mol.+Cell.+Biol%22%5BJournal%5D)">Regulation of cardiac hypertrophy by intracellular signaling pathways.</a> Nat. Rev. Mol. Cell. Biol. 7, 589-600 (2006).</li>
<li>Hartley, C. J., Reddy, A. K., Madala, S., Michael, L. H., Entman, M. L., Taffett, G. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Doppler+estimation+of+reduced+coronary+flow+reserve+in+mice+with+pressure+overload+cardiac+hypertrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Ultrasound+Med.+Biol%22%5BJournal%5D)">Doppler estimation of reduced coronary flow reserve in mice with pressure overload cardiac hypertrophy.</a> Ultrasound Med. Biol. 34, 892-901 (2008).</li>
<li>Reddy, A. K., Taffett, G. E., Li, Y. -H., Lim, S. -W., Pham, T. T., Pocius, J. S., Entman, M. L., Michael, L. H., Hartley, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Doppler+signal+processing+for+use+in+mice%3A+applications%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Trans.+Biomed.+Eng%22%5BJournal%5D)">Doppler signal processing for use in mice: applications.</a> IEEE Trans. Biomed. Eng. 52, 1771-1783 (2005).</li>
<li>Li, Y. -H., Reddy, A. K., Ochoa, L. N., Pham, T. T., Hartley, C. J., Micheal, L. H., Entman, M. L., Taffett, G. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+age+on+peripheral+vascular+response+to+transverse+aortic+banding+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Gerontol%22%5BJournal%5D)">Effect of age on peripheral vascular response to transverse aortic banding in mice.</a> J. Gerontol. 58A, 895-899 (2003).</li>
<li>Bourajjaj, M., Armand, A. S., Martins, daC. osta, Weijts, P. A., Nagel, B. V. ander, Heeneman, R., Wehrens, S., Windt, X. H. D. e, J, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NFATc2+is+a+necessary+mediator+of+calcineurin-dependent+cardiac+hypertrophy+and+heart+failure%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biol.+Chem%22%5BJournal%5D)">NFATc2 is a necessary mediator of calcineurin-dependent cardiac hypertrophy and heart failure.</a> J. Biol. Chem. 28, 22295-22303 (2008).</li>
<li>Oort, R. J. van, Respress, J. L., Li, N., Reynolds, C., Almeida, A. C. D. e, Skapura, D. G., Windt, L. J. D. e, Wehrens, X. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Accelerated+development+of+pressure+overload+induced+cardiac+hypertrophy+and+dysfunction+in+an+RyR2-R176Q+knockin+mouse+model%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension%22%5BJournal%5D)">Accelerated development of pressure overload induced cardiac hypertrophy and dysfunction in an RyR2-R176Q knockin mouse model.</a> Hypertension. 55, (2010).</li>
<li>Tarnavski, O., McMullen, J. R., Schinke, M., Nie, Q., Kong, S., Izumo, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+cardiac+surgery%3A+comprehensive+techniques+for+the+generation+of+mouse+models+of+human+diseases+and+their+application+for+genomic+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Genomics%22%5BJournal%5D)">Mouse cardiac surgery: comprehensive techniques for the generation of mouse models of human diseases and their application for genomic studies.</a> Physiol Genomics. 16, 349-360 (2004).</li>
</ol>

TAC, który imituje ludzką stenozę aorty, jest powszechną metodą indukowania przerostu mięśnia sercowego i niewydolności serca u myszy. Alternatywnymi miejscami zwężenia aorty są aorta wstępująca oraz aorta brzuszna. Zwężenie aorty wstępującej powoduje ekstremne i szybsze przeciążenie lewej komory (LV). Z kolei zwężenie aorty brzusznej pozostawia nienaruszoną większą część układu krążenia, co może służyć jako mechanizm kompensacyjny.8 Dlatego TAC jest często preferowanym modelem, ponieważ zapewnia odpowiednie p...

<table><tbody><tr><td>Pompa Gaymar T/pump</td><td>Harvard Apparatus</td><td>Model TP-500</td><td>Pompa do obiegu wody</td></tr><tr><td>Podkładki do terapii termicznej</td><td>Harvard Apparatus</td><td>60-3414</td><td></td></tr><tr><td>Sterylizator kuleczkowy</td><td>Fine Science Tools</td><td>18000-45</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki tępe</td><td>Roboz Surgical Instruments Co.</td><td>RS-5980</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki sprężynowe kątowe</td><td>Roboz Surgical Instruments Co.</td><td>RS-5668</td><td></td></tr><tr><td>Rozwierak klatki piersiowej</td><td>Fine Science Tools</td><td>17002-02</td><td></td></tr><tr><td>Pinceta zakrzywiona gruba</td><td>Roboz Surgical Instruments Co.</td><td>RS-5138</td><td></td></tr><tr><td>Pinceta precyzyjna Dumont pod kątem 45&amp;#x00B0;</td><td>Fine Science Tools</td><td>11253-25</td><td></td></tr><tr><td>Igłotrzymacz</td><td>Fine Science Tools</td><td>12565-14</td><td></td></tr><tr><td>Golarka elektryczna</td><td>GE Healthcare</td><td></td><td>Do golenia futra myszy</td></tr><tr><td>Przewód PE 90</td><td>BD Biosciences</td><td>427420</td><td>Do intubacji</td></tr><tr><td>MiniVent (respirator)</td><td>Harvard Apparatus</td><td>Type 845</td><td></td></tr><tr><td>Betadine</td><td>Fisher Scientific</td><td>19-027132</td><td>Można nabyć w sklepie z artykułami medycznymi</td></tr><tr><td>Rękawiczki sterylne</td><td>Mckesson</td><td>20-1565</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop stereoskopowy</td><td>Unico</td><td>ZM186</td><td></td></tr><tr><td>Nici jedwabne 6-0</td><td>Fine Science Tools</td><td>18020-60</td><td></td></tr><tr><td>Igła G 27 &amp;frac12;</td><td>BD Biosciences</td><td>305109</td><td></td></tr><tr><td>Nici prolenowe 6-0</td><td>Mckesson</td><td>3286</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorfina</td><td>Institutional Animal Facility</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

poprzeczne zwężenie aorty u myszy

Transverse Aortic Constriction in Mice

Poprzeczna konstrikcja aorty (TAC) u myszy jest powszechnie stosowanym modelem eksperymentalnym przerostu serca i niewydolności serca indukowanych przeciążeniem ciśnieniowym.1TAC prowadzi początkowo do kompensacyjnej hipertrofii serca, której często towarzyszy tymczasowe zwiększenie kurczliwości mięśnia sercowego. Z czasem jednak odpowiedź na przewlekłe przeciążenie hemodynamiczne staje się nieadaptacyjna, co prowadzi do dylatacji serca i niewydolności serca.2Model TAC u myszy został po raz pierwszy zwalidowany przez Rockmanai wsp.empty1, i od tego czasu jest on szeroko stosowany jako cenny model do naśladowania ludzkich chorób sercowo-naczyniowych oraz wyjaśniania fundamentalnych procesów sygnalizacyjnych zaangażowanych w odpowiedź przerostową serca i rozwój niewydolności serca. W porównaniu z innymi eksperymentalnymi modelami niewydolności serca, takimi jak całkowite zamknięcie lewej przedniej tętnicy wieńcowej (LAD), TAC zapewnia bardziej powtarzalny model przerostu serca oraz bardziej stopniowy przebieg rozwoju niewydolności serca. W niniejszej pracy opisujemy szczegółową procedurę chirurgicznego wykonania TAC u myszy. Aby określić poziom przeciążenia ciśnieniowego wywołanego podwiązaniem aorty, stosuje się wysokoczęstotliwościową sondę Dopplera do pomiaru stosunku prędkości przepływu krwi w prawej i lewej tętnicy szyjnej.3, 4Przy przeżywalności pooperacyjnej na poziomie 80-90%, poprzeczne opaskowanie aorty jest skuteczną techniką indukowania przerostu lewej komory oraz niewydolności serca u myszy.

Poprzeczne zwężenie aorty (TAC) u myszy jest powszechnie stosowanym modelem eksperymentalnym do badania mechanizmów leżących u podstaw przerostu mięśnia sercowego i rozwoju niewydolności serca. W niniejszym materiale opisujemy procedury zwężania aorty w celu wywołania powtarzalnego stopnia przerostu serca u myszy.

Poprzeczne zwężenie aorty u myszy

Poprzeczna konstrikcja aorty (TAC) u myszy jest powszechnie stosowanym modelem eksperymentalnym przerostu serca i niewydolności serca indukowanych przeciążeniem ciśnieniowym...

Procedura rozpoczyna się od znieczulenia myszy, przygotowania jej do zabiegu w warunkach aseptycznych i ułożenia w pozycji grzbietnej na macie grzewczej. Wykonuje się intubację endotrachealną przy użyciu rurki PE 90, którą następnie podłącza się do respiratora dla gryzoni. Następnie wykonuje się częściową torakotomię do poziomu drugiego żebra i odsuwa mostek.Identyfikuje się aortę poprzeczną, a następnie podwiązuje ją pomiędzy tętnicą bezimienną a lewą tętnicą szyjną. Klatka piersiowa zostaje zamknięta, a następnie zaszywa się skórę szwem ciągłym. Na koniec usuwa się rurkę endotrachealną i pozwala myszy na dojście do siebie.Witam, nazywam się Angela Dal Meda i reprezentuję laboratorium dr Zandera Warsa w Katedrze Fizjologii Molekularnej i Biofizyki w Baylor College of Medicine. Dzisiaj zaprezentujemy procedurę poprzecznego zwężenia aorty u myszy. W naszym laboratorium stosujemy tę metodę do badania mechanizmów leżących u podstaw przerostu mięśnia sercowego oraz rozwoju niewydolności serca.Zacznijmy zatem. Przed rozpoczęciem operacji przeznaczenia aortycznego (TAC), zdezynfekuj pole operacyjne 75% izopropylalkoholem. Włącz podkładkę grzewczą i ustaw odpowiednią temperaturę.Zalecany przez nas system to obiegowa pompa wodna dla graczy połączona z podkładką do termoterapii, która jest utrzymywana w temperaturze 37 ± 1°C. Przed operacją wysterylizuj narzędzia chirurgiczne w sterylizatorze koralikowym. Do zabiegu chirurgicznego wymagane są następujące instrumenty chirurgiczne.Para nożyc tępych, dwie zakrzywione pincety zgrubne lub pincety pod kątem 45 stopni, para kątowych nożyczek sprężynowych, rozwierak klatki piersiowej oraz uchwyt do igieł. Należy mieć pod ręką również aplikatory bawełniane na wypadek krwawienia. Po przygotowaniu pola operacyjnego możemy przystąpić do intubacji myszy.W ramach przygotowania do intubacji mysz zostaje poddana znieczuleniu w komorze indukcyjnej, a następnie za pomocą strzyżarki usuwa się sierść od linii szyi do poziomu środka klatki piersiowej. Myszy umieszcza się w pozycji grzbietowej na podkładce grzewczej. Podczas operacji ważne jest utrzymanie prawidłowej temperatury ciała, aby uniknąć gwałtownego spadku częstości akcji serca i możliwej nagłej śmierci.Wywieraj nacisk na łożysko paznokciowe myszy, aby potwierdzić, że zwierzę jest w pełni znieczulone. Nałóż gumkę recepturkę na przednie zęby zwierzęcia, aby wyprostować szyję. Używając zakrzywionej pęsety w jednej ręce, delikatnie odsuń język na bok drugą ręką. Wprowadź rurkę PE 90 do tchawicy.Następnie podłącz rurkę endotrachealną do respiratora dla gryzoni Harvard volume cycled. Respirator powinien pracować z częstotliwością od 125 do 150 oddechów na minutę i objętością oddechową od 0,1 do 0,3 ml, w zależności od masy ciała myszy. Zdezynfekuj skórę w obrębie pola operacyjnego roztworem Betadine, a następnie 70% alkoholem. Powtórz tę procedurę trzy razy, aby zapobiec kontaminacji pola operacyjnego podczas zabiegu. Przykryj mysz sterylną draperią, pozostawiając odsłonięte jedynie pole operacyjne.Jesteśmy teraz gotowi do przeprowadzenia ligacji poprzecznej aorty podczas tego zabiegu chirurgicznego. Znieczulenie utrzymuje się przy stężeniu od 1,5 do 2% izofluranu przy przepływie od 0,5 do 1 litra na minutę 100%tlenu. Poprawny poziom znieczulenia należy zweryfikować, wywierając nacisk na łoże paznokciowe myszy.Aby potwierdzić brak odruchu tokenowego. Operację rozpoczyna się od wykonania częściowej torakotomii. Przecina się mostek, zaczynając od końca kranialnego w dół do poziomu drugiego żebra.Używając mikroskopu chirurgicznego, odsunąć mostek za pomocą rozwieracza klatki piersiowej. Następnie, za pomocą pęsety o cienkich końcach i kącie 45 stopni, delikatnie oddzielić grasicę i tkankę tłuszczową od łuku aorty. Po zidentyfikowaniu aorty poprzecznej, umieścić niewielki fragment nici jedwabnej 6.0 pomiędzy tętnicą bezimienną a lewą tętnicą szyjną.Zwiąż dwa luźne węzły wokół aorty poprzecznej i umieść mały fragment tępym igłami o rozmiarze 27,5 G równolegle do aorty poprzecznej. Szybko zaciśnij pierwszy węzeł na igle, a następnie drugi, po czym bezzwłocznie usuń igłę, aby uzyskać zwężenie o średnicy 0,4 mm.Po podwiązaniu aorty poprzecznej należy usunąć rozwieracz klatki piersiowej i odciąć dopływ powietrza z respiratora na dwie sekundy. Aby ostrożnie ponownie napompować płuca, należy zamknąć klatkę piersiową, stosując szew przerywany nicią Prolene 6.0. Na koniec należy zamknąć skórę, stosując szew ciągły nicią Prolene 6.0.W celu analgezji pooperacyjnej wstrzyknij myszy buprenorfinę drogą dosytremainingową. W przypadku wystąpienia objawów odwodnienia po operacji podaj 0,3 do 1 ml soli fizjologicznej drogą dosytremainingową.Stopniowo zmniejszaj podawanie znieczulenia aż do całkowitego wyłączenia. Gdy pojawią się oznaki spontanicznego oddychania, usuń rurkę endotrachealną, następnie ułóż mysz w pozycji brzusznej i pozwól jej dojść do siebie na podgrzewanej podkładce. Tydzień po przejściowym zwężeniu aorty mysz zostaje ponownie znieczulona w celu określenia stopnia przeciążenia ciśnieniowego wywołanego przez zwężenie aorty poprzecznej.Znieczulenie oraz temperaturę ciała utrzymuje się zgodnie z wcześniejszym opisem. Sondę Dopplera o częstotliwości 20 MHz należy umieścić po lewej i prawej stronie szyi pod kątem 45 stopni. W celu wykrycia prędkości przepływu w tętnicach szyjnych stosujemy komputerowy procesor sygnałów Dopplera do wyświetlania i zapisywania sygnałów dopplerowskich.W zależności od wymaganego w protokole eksperymentalnym stopnia przeciążenia ciśnieniowego, do dalszych analiz włącza się tylko myszy, u których stosunek przepływu w prawej tętnicy szyjnej (RC) do lewej tętnicy szyjnej (lc) mieści się w określonym zakresie. Na przykład umiarkowany stopień przeciążenia ciśnieniowego prowadzi do uzyskania stosunku od pięciu do ośmiu, podczas gdy silniejsza konstrikcja skutkująca ciężkim przeciążeniem ciśnieniowym prowadzi do stosunku od ośmiu do 10. Oczekuje się natomiast, że u zwierzęcia w grupie kontrolnej (sham) stosunek ten będzie wynosił około jeden.Typowa przeżywalność pooperacyjna po TAC u myszy typu dzikiego wynosi około 80 do 90%. Chirurgiczne podwiązanie aorty brzusznej prowadzi do uzyskania stosunku prędkości przepływu w dopplerze między prawą a lewą tętnicą szyjną (RC do LC) na poziomie od pięciu do 10 w porównaniu z myszami poddanymi operacji pozorowanej. Przewiduje się, że u myszy z przeciążeniem ciśnieniowym rozwinie się przerost serca w ciągu jednego do dwóch tygodni oraz rozszerzenie serca po sześciu do ośmiu tygodniach, w zależności od stopnia zaciskania.Właśnie zaprezentowaliśmy sposób przeprowadzenia poprzecznej konstrikcji aorty u myszy; podczas wykonywania tej procedury kluczowe jest utrzymanie prawidłowej temperatury ciała oraz zminimalizowanie utraty krwi. To wszystko. Dziękujemy za oglądanie i życzymy powodzenia w Państwa eksperymentach.

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Przewlekłe zwężenie aorty u myszy

W tym filmie demonstrujemy eksperymentalny protokół minimalnie inwazyjnego poprzecznego zwężenia aorty u myszy w celu zbadania niewydolności serca wywołanej przeciążeniem ciśnieniem.

Pasaż poprzecznego łuku aorty w modelu mysim: minimalnie inwazyjna technika u myszy do indukcji wysokiego ciśnienia w lewej komorze

Celem tego protokołu jest nieinwazyjna ocena zmian strukturalnych i funkcjonalnych w mysim modelu choroby serca powstałych w wyniku poprzecznego zwężenia aorty, przy użyciu echokardiografii w trybie B i M oraz obrazowania dopplerowskiego kolorem/falą tętna.

Ocena zmian morfologicznych i czynnościowych serca w mysim modelu poprzecznego zwężenia aorty za pomocą obrazowania echokardiograficznego

Opisany jest szczurzy model zwężenia aorty brzusznej, który wywołuje przerost i przebudowę mięśnia sercowego. Skuteczna, wysoce powtarzalna i minimalnie inwazyjna metoda jest stosowana w celu zapewnienia prostej, ale użytecznej platformy do badań nad przerostem i dysfunkcją mięśnia sercowego.

Model przebudowy serca poprzez zwężenie aorty brzusznej u szczurów

Minimalnie inwazyjne poprzeczne zwężenie aorty (MTAC) zachowuje podstawowe cechy regularnego poprzecznego zwężenia aorty (TAC), eliminując jednocześnie użycie respiratora z intubacją tchawiczą. Okazuje się, że jest to wysoce pożądana metoda w wysokoprzepustowych badaniach przeciążenia lewej komory, szczególnie w badaniach translacyjnych.

Minimalnie inwazyjne poprzeczne zwężenie aorty u myszy

Celem tego protokołu jest opisanie krok po kroku techniki minimalnie inwazyjnego poprzecznego zwężenia aorty (TAC) u myszy. Poprzez wyeliminowanie intubacji i wentylacji, które są obowiązkowe w powszechnie stosowanej procedurze standardowej, minimalnie inwazyjny TAC upraszcza procedurę operacyjną i zmniejsza obciążenie zwierzęcia.

Technika minimalnie inwazyjnego poprzecznego zwężenia aorty u myszy w celu indukcji przerostu lewej komory

Tutaj prezentujemy protokół poprzecznego zwężenia aorty (TAC) za pomocą torakotomii bocznej. Technika ta jest minimalnie inwazyjnym, zamkniętym zabiegiem chirurgicznym klatki piersiowej, mającym na celu symulację przeciążenia ciśnieniem i niewydolności serca u myszy wykorzystujących standardowe warunki laboratoryjne TAC.

Model z zamkniętą klatką piersiową do wywoływania poprzecznego zwężenia aorty u myszy

Ten protokół przedstawia ulepszoną metodę uzyskiwania przejściowego przerostu mięśnia sercowego za pomocą wchłanialnego szwu, symulując zmniejszenie przerostu lewej komory po usunięciu przeciążenia ciśnieniowego. Może to być cenne dla badań nad wstępnym kondycjonowaniem przerostu mięśnia sercowego.

Operacyjne poprzeczne zwężenie aorty z wchłanialnym szwem w celu uzyskania przejściowego przerostu mięśnia sercowego

Obecny protokół opisuje zmodyfikowaną i uproszczoną technikę z minimalnie inwazyjną procedurą poprzecznego zwężenia aorty (TAC) przy użyciu samodzielnie wykonanego retraktora. Procedura ta może być przeprowadzona bez respiratora lub mikroskopu i wprowadza przeciążenie ciśnieniem, ostatecznie prowadząc do przerostu serca lub niewydolności serca.

Zmodyfikowana technika poprzecznego zwężenia aorty u myszy

Model heterotopowego przeszczepienia serca u myszy został uznany przez wielu badaczy za istotną metodę badania mechanizmów odrzutu i odpowiedzi immunologicznej. Jednak techniki z nią związane wciąż stanowią wyzwanie. Dzięki modyfikacji standardowych metod z sukcesem przeprowadziliśmy ponad 1000 przeszczepów.

Heterotopowe przeszczepienie serca u myszy

Model transplantacji jelita cienkiego myszy jest uznawany za istotne narzędzie do badania mechanizmów odrzutu immunologicznego oraz przesiewowego badania nowych leków immunosupresyjnych. Jednak zastosowanie tego modelu jest ograniczone, ponieważ techniki w nim wykorzystywane stanowią niezwykle trudne wyzwanie techniczne. W niniejszym materiale przedstawiamy zmodyfikowaną technikę.

Przeszczep jelita cienkiego u myszy

Poznaj metodę poprzecznego zwężenia aorty u myszy, modelu chirurgicznego stosowanego do badania przerostu serca i niewydolności krążenia. Technika ta umożliwia badanie mechanizmów remodelowania mięśnia sercowego.

Poprzeczne zwężenie aorty u myszy

Przeglądaj więcej filmów