Wysokoczęstotliwościowa echokardiografia o wysokiej rozdzielczości: pierwsze dowody na nieinwazyjny, powtarzalny pomiar odkształcenia mięśnia sercowego, kurczliwości i niedomykalności zastawki mitralnej w modelu niedokrwienia i reperfuzji serca myszy

Niniejszy materiał wideo przedstawia procedurę wykonywania echokardiografii wysokiej częstotliwości i wysokiej rozdzielczości w stanie niedokrwienia. Niedokrwienie w modelu serca z reperfuzją jest indukowane chirurgicznie poprzez zamknięcie lewej tętnicy zstępującej u znieczuplonej myszy. Po wybudzeniu mysz zostaje umieszczona na platformie grzewczej z systemem EKG, znieczuleniem i sprzężeniem powietrznym.

Filmy są rejestrowane w trybie B w celu przeprowadzenia analizy odkształcenia wzdłuż długiej osi, a następnie w trybie obrazowania odkształcenia funkcji serca i synchroniczności oraz w trybie kolorowego Dopplera w celu uzyskania profilu prędkości. Następnie filmy są przetwarzane w celu uzyskania krzywych odkształcenia, synchroniczności opartej na odkształceniu oraz tempa zmian ciśnienia w LV. Dzień dobry, nazywam się dr Chandon Sen i reprezentuję Davis Heart and Lung Research Institute oraz Katedrę Chirurgii w Ohio State University Medical Center.

Wysokoczęstotliwościowa echokardiografia o wysokiej rozdzielczości to nowoczesne i potężne narzędzie służące do pozyskiwania istotnych danych klinicznych poprzez powtarzalne pomiary u tego samego zwierzęcia. Dzisiaj pokażemy Państwu, jak wykorzystać tę technikę do pomiaru kurczliwości (strain) mięśnia sercowego, a także zastawkowej niedomykalności mitralnej w modelu serca mysiego po reperfuzji niedokrwiennej. Najpierw Jason Driggs z mojego laboratorium zaprezentuje procedury chirurgiczne służące do indukcji niedokrwienia oraz reperfuzji serca mysiego.

Następnie dr Surya Al, stażysta podoktorski w dziedzinie inżynierii biomedycznej w moim laboratorium, zaprezentuje procedury obrazowania. Na koniec dr Thomas Ryan, dyrektor Centrum Serca w Ohio State University Medical Center, będący jednocześnie ekspertem klinicznym w dziedzinie echokardiografii, wygłosi podsumowanie.

Zacznijmy zatem. Procedurę rozpoczynamy od umieszczenia znieczulonego, ośmiotygodniowego samca myszy C 57 black six na podgrzewanym stole operacyjnym. Temperaturę ciała zwierzęcia należy monitorować za pomocą rektalnej sondy termicznej i utrzymywać na poziomie 36,7 ± 0,5 °C przez cały czas trwania operacji.

Zdezynfekuj skórę środkiem odkażającym, a następnie alkoholem, powtarzając każdą z tych czynności trzykrotnie; wykonaj nacięcie przyśrodkowe o długości 0,7 centymetra nad tchawicą. Uwidocznij tchawicę, rozdzielając tępo sąsiednie gruczoły. Następnie wprowadź cewnik 20G przez jamę ustną jako rurkę endotrachealną. Używając końcówki cewnika, wentyluj myszy izofluranem w stężeniu 0,5%.

Aby utrzymać znieczulenie, zamknij skórę wokół szyi za pomocą szwu 5-0. Przygotuj trójodprowadzeniowe EKG, wprowadzając igły podskórnie, aby monitorować elektrofizjologię serca przez cały czas trwania operacji. Należy rejestrować wszelkie zmiany w elektrofizjologii serca.

Korzystając z oprogramowania PC power lab, obróć zwierzę tak, aby odsłonić lewą stronę. Wykonaj nacięcie wzdłuż płaszczyzny poprzecznej.

Następnie wykonaj tępe rozcięcie przez czwartą i piątą przestrzeń międzyżebrową. Utrzymuj klatkę piersiową w pozycji otwartej za pomocą miedzianego rozwieracza żeber podczas nacinania osierdzia. Następnie odsunie lewe płuco, aby uzyskać dostęp do osierdzia pomiędzy tętnicą płucną a lewym przedsionkiem.

Wzdłuż ściany przegrody, za punktem 7.0, znajduje się lewa tętnica zstępująca. Pod nią należy wykonać szwy z proliny. Następnie na wierzchu umieścić dwa duże PE i zawiązać rurkę, aby ją ustabilizować.

Pozostaw cewkę na 60 minut, aby wywołać niedokrwienie. Po 60 minutach przetnij końce szwu w pętli, aby doprowadzić do reperfuzji serca. Zamknij klatkę piersiową, używając szwu z Prolene 7-0.

Zamknąć skórę w okolicy klatki piersiowej, używając szwów z 5-0 Prolene. Odłączyć źródło gazu z respiratora i pozwolić gryzoniowi oddychać powietrzem pokojowym. Gdy wystąpi oddech spontaniczny i zwierzę zareaguje na uciśnięcie palca u nogi, umieścić je z powrotem w czystej klatce w inkubatorze ustawionym na 37 °C.

Usuń rurkę intubacyjną, gdy zwierzę odzyska niemal pełną świadomość i nie będą widoczne żadne nieprawidłowości. Po wybudzeniu zwierzę można przenieść do animalarium do czasu wykonania obrazowania. Opisane tutaj protokoły obrazowania należy przeprowadzić zarówno przed indukcją, jak i trzy oraz siedem dni po indukcji niedokrwienia i reperfuzji.

Aby ocenić zmiany w funkcji serca i nieprawidłowości w ruchomości ścian, rozpocznij procedurę obrazowania, układając mysz znieczuloną izofluranem w pozycji brzusznej pod głowicą systemu obrazowania vivo 2100. Załóż stożek nosowy, aby zapewnić ciągły dopływ powietrza z 1,5% izofluranem, a następnie nałóż na mysz żel przewodzący. Uruchom system vivo 2100 i zainicjuj przetwornik MS 400.

Używając kulki sterującej na panelu kontrolnym vivo 2100, wybierz tryb kardiologiczny i wykonaj standardowy obraz w trybie M. Umieść głowicę na myszy, a następnie kliknij ctor, aby rozpocząć akwizycję filmu. Aby wykonać pomiary, kliknij measurement i obrysuj co najmniej trzy cykle pracy serca zarówno na górnej, jak i dolnej ściance komory LV.

Na ekranie pojawią się następujące parametry: wymiary ścian, objętości w skurczu i rozkurczu, objętość wyrzutowa, frakcje wyrzutowe lub EF, skrócenie frakcyjne lub FS, rzut serca lub co oraz średnice wewnętrzne w skurczu i rozkurczu. Parametry pojawiają się na ekranie automatycznie po zakończeniu rejestracji obrazu. Po zakończeniu obrazowania w trybie M ustaw kursor w pozycji przyśrodkowej i kliknij tryb B.

Aby przeprowadzić obrazowanie odkształcenia, kliknij sinister. Następnie, używając głowicy, wykonaj nagrania B-mode w osi krótkiej i długiej. Aby przeanalizować nagrania, wybierz film B-mode i kliknij ikonę vivo strain, aby zastosować algorytm śledzenia plamek (speckle tracking).

Pojawi się nowe okno z filmem w trybie B po lewej stronie i opcją rozpoczęcia analizy po prawej. Obrysuj granice epikardium i endokardium. Kliknij ikonę rozpoczęcia analizy, aby otworzyć kolejne okno.

Następnie należy wybrać prędkość, przemieszczenie, odkształcenie oraz szybkość odkształcania. W tym miejscu wybierz punkt zainteresowania. Po wybraniu miejsca urazu oprogramowanie wykreśli krzywe odpowiadające temu punktowi dla wszystkich wybranych parametrów.

Teraz kliknij prawym przyciskiem myszy, aby skopiować wykresy lub wyeksportować dane. Aby przeprowadzić analizę synchronizacji mięśnia sercowego, przejdź do prawej strony nowego okna i kliknij ikonę analizy czasu do szczytu (time to peak). Pojawi się okno wyświetlające stronę synchronizacji segmentowej LV oraz opcje wyboru odkształcenia (strain) i szybkości odkształcenia (strain rate) dla przemieszczeń prędkości radialnej i podłużnej.

Wybierz przycisk odkształcenia (strain), a następnie zapisz dane. Powtórz ten proces dla odkształcenia przemieszczenia (displacement strain) oraz szybkości odkształcenia (strain rate). Utrzymaj zwierzę w pozycji parasternalnej, aby przeprowadzić pomiary przepływu dopplerowskiego.

Zacznij używać kuli sterującej, aby umieścić objętość próbki w zastawce mitralnej, odpływie aorty i strumieniu mitralnym. Kliknij PW, aby uzyskać profil przepływu. Pojawi się nowe okno z wyświetlonym na górze filmem i profilami prędkości na dole; kliknij image store.

Aby uzyskać obraz nieruchomy, należy w ten sam sposób zarejestrować profile prędkości przepływu zwrotnego w dopplerze energetycznym dla zastawki mitralnej, strumienia zwrotnego oraz strumienia aortalnego, umieszczając objętość próbkowania w wybranym miejscu, klikając PW, a następnie zapisując obraz. Aby zarejestrować przepływ w dopplerze kolorowym, należy przejść do panelu sterowania i kliknąć przycisk color. Następnie, korzystając z obrazu przepływu krwi zakodowanego kolorami, należy wyznaczyć promień otworu, klikając measure i wybierając ikonę długości dostępną w menu. W kolejnym kroku z menu rozwijanego należy wybrać MV flow.

Następnie należy umieścić kursor na punktach początkowym i końcowym najstromoższego nachylenia profilu prędkości. Kliknij lewy przycisk myszy, aby odczytać prędkości w odpowiednich punktach. Użyj zmodyfikowanego równania RNLI, aby wyznaczyć spadek ciśnienia DP w czasie DT w milimetrach słupa rtęci.

Następnie, aby określić objętość cofania, która jest wskaźnikiem nasilenia niedomykalności, odjąć objętość wyrzutu z aorty od objętości napływu do zastawki mitralnej (MV) w kategoriach objętości krwi. Po pozyskaniu wszystkich obrazów zdjąć stożek na nos i umieścić mysz w klatce, gdy zwierzę dojdzie do siebie. Przenieść je do tutejszego sekcji hodowli zwierząt.

Przedstawiono reprezentatywne wyniki pomiarów odkształcenia radialnego i obwodowego mięśnia sercowego, synchronizacji oraz pomiarów przepływu kolorowego i dopplerowskiego. Film ten przedstawia pomiary odkształcenia mięśnia sercowego wykonane trzy dni po niedokrwieniu. Reperfusja wykazuje ograniczoną kurczliwość w miejscu urazu, a długość i kierunki zaobserwowanych wektorów były nieprawidłowe w miejscu urazu, co wskazuje na zdeformowany mięsień sercowy.

Wykresy oznaczone kolorami przedstawiają dane dotyczące odkształcenia odpowiadające kolorowym punktom w filmie. Obraz ten przedstawia synchroniczność tkanek sektorowych w oparciu o odkształcenie radialne. Należy zauważyć, że czas synchronizacji przekraczający 20 do 30 ms jest uznawany za asynchroniczność.

Obrazy te, wykonane trzy dni po IR, przedstawiają pomiar średnicy zastawki mitralnej oraz obrazują strumień mitralny lub powierzchnię otworu. Zastosowano tutaj technikę pomiaru parametrów funkcjonalnych u myszy przed IR; wykreślanie granic mięśnia sercowego za pomocą oprogramowania umożliwia ocenę zmian parametrów pomiędzy stanem przed IR a po IR. Czerwona linia pionowa oznacza rozkurcz, a zielona linia pionowa skurcz.

Film ten obrazuje przepływ w kolorowym dopplerze przy niedomykalności zastawki mitralnej. W trzeciej dobie po IR, ta wizualizacja przepływu krwi w lewym przedsionku, zastawce mitralnej, lewej komorze, aorcie i prawym przedsionku jest wykorzystywana do wyznaczenia powierzchni otworu strumienia mitralnego. Jak wspomniano wcześniej, jest to pierwszy raport wykazujący potencjał ultradźwięków o wysokiej częstotliwości w badaniu niedokrwienia i reperfuzji w modelu mysim.

Jest to pierwszy raz, kiedy w tym modelu wykazano tak zaawansowane parametry ilościowe, takie jak strain, synchroniczność i zastawka mitralna. Jako osoba zaangażowana w dziedzinę echokardiografii od prawie 30 lat, regularnie pracująca z pacjentami z chorobą wieńcową, mogę stwierdzić, że wyniki te są istotne klinicznie, a opisana metodologia ma duże znaczenie dla badań nad niedokrwieniem i reperfuzją. Podczas wykonywania tych procedur należy pamiętać, że stan i dawka są kluczowe – zaleca się dawkę minimalną; uzyskanie widoku długiej osi w przekroju przyobojczykowym wymaga doświadczonych rąk; pomiar szczytowej prędkości cofania się krwi służący wyznaczeniu DPDT powinien być przeprowadzony starannie, aby zminimalizować błędy.

To wszystko. Dziękujemy za oglądanie i życzymy powodzenia w eksperymentach.