Name: Ocena funkcji i energetyki serca w izolowanych sercach myszy za pomocą spektroskopii 31P NMR (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-08-31T17:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 38 s
Description: Poznaj metodę oceny funkcji i energetyki serca w izolowanych sercach myszy przy użyciu spektroskopii 31P NMR. Protokół łączy perfuzję Langendorffa z monitorowaniem ciśnienia komory lewej.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy chcieliby podziękować Lynne Spencer za wsparcie podczas etapu eksperymentu dotyczącego spektroskopii NMR. Praca ta była finansowana z grantów National Institutes of Health R01 HL059246, R01 HL067970, R01 HL088634 (dla dr. Tian) oraz F32 HL096284 (dla dr. Kolwicza).

<ol>
	<li>W tych eksperymentach jednocześnie wykorzystuje się dwa oddzielne systemy. Do pozyskiwania widm 31P stosuje się magnes Bruker 14T połączony z konsolą Avance III i komputerem z oprogramowaniem TopSpin V2.1. Do oceny funkcji serca wykorzystuje się specjalnie zbudowany system perfuzji serca połączony z systemem akwizycji danych PowerLab 4/30, wyposażonym w oprogramowanie LabChartPro 6 do analizy danych.</li>
	<li>W dniu eksperymentu przygotowuje się 1 litr buforu Krebsa-Henseleita w następujący sposób: 0,5mM EDTA, 5,3mM KCl, 1,2mM MgSO4, 118mM NaCl oraz 25mM NaHCO3. Mieszaninę napowietrza się 5% CO2/95% O2 przez 10-15 minut przed dodaniem 2mM CaCl2. Na koniec dodaje się substraty w postaci 10 mM glukozy i 0,5mM pirogronianu.</li>
 <li>Regulacja temperatury podczas eksperymentu jest krytyczna. Do utrzymania temperatury w zakresie 37,0 - 37,5°C podczas przebywania serca w magnesie stosuje się grzałki cyrkulacyjne. Temperaturę monitoruje się przez cały czas trwania eksperymentu za pomocą światłowodowej sondy temperatury.</li>
	<li>Ciśnienie perfuzyjne i ciśnienie w lewej komorze monitoruje się za pomocą przetworników ciśnienia podłączonych do systemu akwizycji danych, a wyniki wyświetla się w dołączonym oprogramowaniu. Przetworniki te są kalibrowane za pomocą standardowego sfigmomanometru przed rozpoczęciem eksperymentu. Dodatkowo linie ciśnieniowe są odpowiednio przepłukiwane w celu usunięcia wszystkich pęcherzyków powietrza.</li>
	<li>Do „kalibracji” sondy przed wprowadzeniem serca wykorzystuje się standardową próbkę 100 mM fosforanu sodu (co odpowiada sile jonowej buforu KH). Ułatwia to uzyskanie sygnału i skraca czas niezbędny do rozpoczęcia akwizycji po umieszczeniu serca w sondzie.</li>
	<li>Aby zmniejszyć krzepliwość, myszy wstrzykuje się 200 jednostek heparyny d.o. Po 5 minutach podaje się pentobarbital sodu (175 mg/kg) d.o.</li>
	<li>Serce jest szybko wycinane (z zachowaniem płuc i grasicy) i zatrzymywane w lodowatym buforze KH.</li>
	<li>Podczas przechowywania na lodzie szybko usuwa się płuca. Identyfikuje się płaty grasicy i delikatnie odsuwa je, aby odsłonić aortę. Grasicę usuwa się. Następnie izoluje się aortę, ostrożnie usuwając każdą otaczającą ją tkankę. </li>
	<li>Za pomocą mikropincety delikatnie rozsuwa się obie ściany aorty, aby odsłonić jej światło. Aortę ostrożnie nasuwa się na kaniulę wykonaną z rurki polietylenowej o średnicy zewnętrznej 0,965 mm (PE50). Aortę unieruchamia się mikroklemą naczyniową, podczas gdy wokół aorty szybko zawiązuje się szwy. Klemę zdejmuje się, a za pomocą pincety ostrożnie sprawdza, czy kaniula znajduje się powyżej pierścienia aorty. W razie potrzeby dodaje się kolejne wiązania, aby unieruchomić serce.</li>
	<li>Nadmiar tkanki usuwa się za pomocą pincety i mikronożyczek. W prawym przedsionku wykonuje się niewielkie nacięcie. Rurkę polietylenową o średnicy zewnętrznej 0,61 mm (PE10) ostrożnie wprowadza się przez lewy przedsionek, jamę lewej komory i wyprowadza przez wierzchołek, delikatnie trzymając serce. Nadmiar rurki odcina się. </li>
	<li>Wypuszczony z powietrza balon wypełniony wodą wprowadza się przez przedsionek do lewej komory i unieruchamia za pomocą taśmy klejącej lub szwów. Prędkość pompy perystaltycznej stopniowo zwiększa się, aby zapewnić odpowiedni przepływ do serca. Do momentu umieszczenia serca w sondzie NMR, jest ono perfundowane ze stałym przepływem wynoszącym około 2 ml/min. Balon w lewej komorze pompuje się niewielką objętością za pomocą strzykawki mikrometrycznej, aby zweryfikować działanie przetwornika ciśnienia w lewej komorze.</li>
	<li>Serce ostrożnie wprowadza się do 10 mm probówki NMR. Szeroka końcówka pomocnicza („spinner”) służy do prawidłowego poprowadzenia probówki do odpowiedniej pozycji w sondzie. Cały aparat mocuje się następnie stabilnie do „pępowiny” za pomocą taśmy klejącej.</li>
	<li>„Pępowinę” powoli opuszcza się do górnego otworu magnesu, aż serce/probówka NMR znajdzie się wewnątrz cewki 10 mm sondy NMR. </li>
	<li>Po umieszczeniu serca w odpowiedniej pozycji w sondzie, reguluje się przepływ pompy perystaltycznej w celu uzyskania ciśnienia perfuzyjnego 80 mmHg (należy pamiętać, że do tego momentu serce było perfundowane ze stałym przepływem około 2 ml/min). Ciśnienie perfuzyjne jest następnie utrzymywane poprzez aktywację mechanizmu „hold” na sterowniku pompy. Następnie sercu pozwala się na 15-20 minutowy okres ekwilibracji. W tym czasie reguluje się objętość balonu w lewej komorze, aby uzyskać ciśnienie koniec-rozkurczowe na poziomie 8-10 mmHg.</li>
	<li>Podczas okresu ekwilibracji konieczna jest optymalizacja parametrów spektrometru w celu uzyskania jak najlepszego sygnału fosforu. Osiąga się to poprzez ustawienie impulsu radiowego na częstotliwości, przy której rezonuje jądro fosforu („strojenie”) oraz ujednorodnienie pola magnetycznego („shimming”).</li>
	<li>Po okresie ekwilibracji można uzyskać wiele widm 31P NMR. Czas akwizycji dla każdego widma zależy od natężenia pola magnesu, wielkości próbki i stosunku sygnału do szumu wymaganego dla konkretnego eksperymentu. Widma pozyskuje się przy użyciu magnesu 14 T poprzez uśrednienie sygnału otrzymanego z 256 impulsów częstotliwości radiowej o czasie trwania 20 μs, kącie odchylenia 60 stopni i opóźnieniach wynoszących 2,0 sekundy. Eksperyment ten trwa około 10 min.</li>
</ol>
Reprezentatywne wyniki
Za pomocą sprzętu do akwizycji danych oraz oprogramowania LabChart można mierzyć kilka parametrów funkcji serca w trakcie protokołu eksperymentalnego. Typowa miara funkcji serca, czyli ciśnienie rozwinięte lewej komory (LVDevP), jest uzyskiwana poprzez odjęcie ciśnienia koniec-rozkurczowego (EDP) od ciśnienia skurczowego (Rysunek 1). Wartość ta może się różnić w zależności od szczepu myszy i stanu serca (np. przeciążenia ciśnieniowego). Jednak w normalnym sercu myszy C57BL6 LVDevP wynosi zazwyczaj od 100-110 mmHg przy stałym ciśnieniu koniec-rozkurczowym 8-10 mmHg. Ponadto program LabChart umożliwia pomiar częstości akcji serca na podstawie cyklicznych pomiarów fal ciśnienia w LV. Ta miara również może być zmienna, ale typowe wartości to 350-400 bpm, gdy serca biją z własną częstością. Serce można jednak zestandaryzować za pomocą systemu stymulacji, w którym częstość akcji serca jest utrzymywana na poziomie 420 bpm. Dodatkowo, miary kurczliwości (+dP/dt) i rozkurczu (-dP/dt) można oszacować, korzystając z pierwszej pochodnej fali ciśnienia w LV. W trakcie protokołu eksperymentalnego łatwo jest ocenić mechanizm Starlinga, uwzględniając zależność ciśnienie-objętość. Osiąga się to poprzez stopniowe zwiększanie objętości balonika w LV i odnotowywanie wartości LVDevP oraz EDP. Wartości te można następnie przedstawić na wykresie, jak pokazano na Rysunku 2. Choć krzywa Starlinga jest rozwiązaniem optymalnym, odnotowanie objętości niezbędnej do osiągnięcia EDP na poziomie 8-10 mmHg może pośrednio wskazać wymiary komory LV. Może to być wykorzystane w modelach przewiązania aorty (aortic banding), ponieważ serca przerostowe zazwyczaj wymagają mniejszej objętości balonika, natomiast serca rozszerzone wymagają większej objętości w porównaniu z grupą kontrolną. Tabela 1 przedstawia reprezentatywne dane dotyczące funkcji serca pozyskane podczas protokołu perfuzji.
Spektrometr NMR 31P dostarczy sygnałów fosfokreatyny (PCr) i trzech fosforanów z ATP (γ-ATP, α-ATP i β-ATP), a także fosforanu nieorganicznego (Pi), jak pokazano na Rysunku 2. Analiza każdego z tych piku pozwala wyznaczyć wartość pola pod krzywą. Ilość ATP szacuje się poprzez uśrednienie pól γ-ATP i β-ATP. (Z α-ATP nie korzysta się, ponieważ cząsteczki NAD wnoszą nieznaną część do całkowitego sygnału). Stan energetyczny serca określa się poprzez iloraz pól PCr i ATP (stosunek PCr:ATP). Wartość ta wynosi zazwyczaj 1,5 - 1,7 w sercu myszy, w którym głównym substratem jest glukoza. Chociaż NMR 31P nie zapewnia bezpośrednich pomiarów ATP lub PCr, pole pików jest proporcjonalne do ilości związków zawierających fosfor w próbce. Wartości tych sygnałów można oszacować za pomocą innych metod. Na przykład bezpośrednie pomiary ATP za pomocą wysokosprawnej chromatografii cieczowej (HPLC) w kohorcie serc mogą pozwolić na wyznaczenie średniego stężenia. Wartość tę można następnie wykorzystać do kalibracji średnich pól ATP zaobserwowanych w widmach. Stężenie PCr można obliczyć na podstawie pola PCr w stosunku do pola ATP. Możliwe jest również oszacowanie pH poprzez analizę względnego przesunięcia chemicznego sygnału fosforanu nieorganicznego (Pi) względem sygnału PCr.1 Przy zastosowaniu różnych sekwencji impulsów radiowych można również zmierzyć prędkość reakcji kinazy kreatynowej lub prędkość reakcji syntezy ATP.2
<img src="/files/ftp_upload/2069/2069tab1.jpg" alt="Tabela wyjściowej funkcji serca; porównuje LV Dev P, HR, RPP, PP, CF w grupach A i B." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Tabela 1"> Tabela 1. Wyjściowa funkcja serca w izolowanych perfundowanych sercach. LVDevP: ciśnienie rozwinięte lewej komory; LVEDP: ciśnienie końcoworozkurczowe lewej komory; HR: częstość akcji serca; RPP: produkt ciśnienia i częstości; +dP/dt: pierwsza pochodna ciśnienia w LV dodatnia; -dP/dt: pierwsza pochodna ciśnienia w LV ujemna; PP: ciśnienie perfuzji; CF: przepływ wieńcowy.
<img src="/files/ftp_upload/2069/2069fig1.jpg" alt="Wykres przebiegu cyklu serca, ciśnienie LV względem czasu, analiza hemodynamiczna, badanie fizjologiczne." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 1"> Rycina 1. Reprezentatywne fale ciśnienia w LV z oprogramowania LabChart Pro.
<img src="/files/ftp_upload/2069/2069fig2.jpg" alt="Wykresy funkcji skurczowej i rozkurczowej; LV DevP, EDP w zależności od objętości balonu; przymięcie aorty, kontrola." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 2"> Rycina 2. Reprezentatywne krzywe Starlinga dla myszy z grupy kontrolnej (linia ciągła) i z przymięciem aorty (linia przerywana). A) Funkcja skurczowa przedstawiona jako LVDevP w funkcji rosnących objętości LV, określonych na podstawie objętości balonu LV. B) Funkcja rozkurczowa przedstawiona jako EDP w funkcji rosnących objętości LV, określonych na podstawie objętości balonu LV. LVDevP: ciśnienie rozwinięte lewej komory (ciśnienie skurczowe minus rozkurczowe); EDP: ciśnienie koniec-rozkurczowe.
<img src="/files/ftp_upload/2069/2069fig3.jpg" alt="Schemat widma NMR fosforu; piki dla PCr, β-, α-, γ-ATP; badanie metaboliczne; skala ppm." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 3"> Rycina 3. Reprezentatywne widma 31P NMR izolowanego perfundowanego serca myszy. Zwróć uwagę na stosunkowo mały pik Pi. W sercu perfundowanym tlenowo, któremu oprócz glukozy podano pirogronian lub kwasy tłuszczowe, pik ten powinien być minimalny. W okresach niedokrwienia pik ten wzrasta, podczas gdy pik PCr maleje. Zwróć uwagę na ramię po prawej stronie piku α-ATP. Jest to wkład cząsteczek NAD. Pi: fosforan nieorganiczny; PCr: fosfokreatyna; ATP: trifosforan adenozyny.

<ol><li>Nascimben, L., Ingwall, J. S., Lorell, B. H., Pinz, I., Schultz, V., Tornheim, K., Tian, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanisms+for+increased+glycolysis+in+the+hypertrophied+rat+heart%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension%22%5BJournal%5D)">Mechanisms for increased glycolysis in the hypertrophied rat heart.</a> Hypertension. 44, 662-667 (2004).</li>
<li>Spindler, M., Saupe, K. W., Tian, R., Ahmed, S., Matlib, M. A., Ingwall, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Altered+creatine+kinase+enzyme+kinetics+in+diabetic+cardiomyopathy.+A%2831%29P+NMR+magnetization+transfer+study+of+the+intact+beating+rat+heart%5BTitle%5D)+AND+%22J+Mol+Cell+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Altered creatine kinase enzyme kinetics in diabetic cardiomyopathy. A(31)P NMR magnetization transfer study of the intact beating rat heart.</a> J Mol Cell Cardiol. 31, 2175-2189 (1999).</li>
<li>Ingwall, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phosphorus+nuclear+magnetic+resonance+spectroscopy+of+cardiac+and+skeletal+muscles%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Phosphorus nuclear magnetic resonance spectroscopy of cardiac and skeletal muscles.</a> Am J Physiol. 242, H729-H744 (1982).</li>
<li>Ingwall, J. S., Javadpour, M. M., Miao, W. 31P NMR spectroscopy of the mouse heart. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aIngwall%2C+JS+%22Cardiovascular+physiology+in+the+genetically+engineered%22">Cardiovascular physiology in the genetically engineered</a>. Hoit, B. D., Walsh, R. A. , Kluwer. Boston. 151-163 (2002).</li>
<li>Luptak, I., Balschi, J. A., Xing, Y., Leone, T. C., Kelly, D. P., Tian, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Decreased+contractile+and+metabolic+reserve+in+peroxisome+proliferator-activated+receptor-alpha-null+hearts+can+be+rescued+by+increasing+glucose+transport+and+utilization%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Decreased contractile and metabolic reserve in peroxisome proliferator-activated receptor-alpha-null hearts can be rescued by increasing glucose transport and utilization.</a> Circulation. 112, 2339-2346 (2005).</li>
<li>Yan, J., Young, M. E., Cui, L., Lopaschuk, G. D., Liao, R., Tian, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increased+glucose+uptake+and+oxidation+in+mouse+hearts+prevent+high+fatty+acid+oxidation+but+cause+cardiac+dysfunction+in+diet-induced+obesity%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Increased glucose uptake and oxidation in mouse hearts prevent high fatty acid oxidation but cause cardiac dysfunction in diet-induced obesity.</a> Circulation. 119, 2818-2828 (2009).</li>
<li>Luptak, I., Shen, M., He, H., Hirshman, M. F., Musi, N., Goodyear, L. J., Yan, J., Wakimoto, H., Morita, H., Arad, M., Seidman, C. E., Seidman, J. G., Ingwall, J. S., Balschi, J. A., Tian, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Aberrant+activation+of+AMP-activated+protein+kinase+remodels+metabolic+network+in+favor+of+cardiac+glycogen+storage%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Invest%22%5BJournal%5D)">Aberrant activation of AMP-activated protein kinase remodels metabolic network in favor of cardiac glycogen storage.</a> J Clin Invest. 117, 1432-1439 (2007).</li>
<li>Xing, Y., Musi, N., Fujii, N., Zou, L., Luptak, I., Hirshman, M. F., Goodyear, L. J., Tian, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glucose+metabolism+and+energy+homeostasis+in+mouse+hearts+overexpressing+dominant+negative+alpha2+subunit+of+AMP-activated+protein+kinase%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biol+Chem%22%5BJournal%5D)">Glucose metabolism and energy homeostasis in mouse hearts overexpressing dominant negative alpha2 subunit of AMP-activated protein kinase.</a> J Biol Chem. 278, 28372-28377 (2003).</li>
<li>Luptak, I., Yan, J., Cui, L., Jain, M., Liao, R., Tian, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+effects+of+increased+glucose+entry+on+mouse+hearts+during+normal+aging+and+ischemic+stress%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Long-term effects of increased glucose entry on mouse hearts during normal aging and ischemic stress.</a> Circulation. 116, 901-909 (2007).</li>
<li>Tian, R., Abel, E. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Responses+of+GLUT4-deficient+hearts+to+ischemia+underscore+the+importance+of+glycolysis%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Responses of GLUT4-deficient hearts to ischemia underscore the importance of glycolysis.</a> Circulation. 103, 2961-2966 (2001).</li>
<li>Liao, R., Jain, M., Cui, L., D'Agostino, J., Aiello, F., Luptak, I., Ngoy, S., Mortensen, R. M., Tian, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac-specific+overexpression+of+GLUT1+prevents+the+development+of+heart+failure+attributable+to+pressure+overload+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Cardiac-specific overexpression of GLUT1 prevents the development of heart failure attributable to pressure overload in mice.</a> Circulation. 106, 2125-2131 (2002).</li>
<li>Tian, R., Musi, N., D'Agostino, J., Hirshman, M. F., Goodyear, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increased+adenosine+monophosphate-activated+protein+kinase+activity+in+rat+hearts+with+pressure-overload+hypertrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Increased adenosine monophosphate-activated protein kinase activity in rat hearts with pressure-overload hypertrophy.</a> Circulation. 104, 1664-1669 (2001).</li>
</ol>

Nie zadeklarowano żadnych konfliktów interesów.

Spektroskopia 31P NMR w izolowanym sercu myszy poddanym perfuzji w układzie Langendorffa dostarcza wiarygodnych i powtarzalnych danych.3, 4 Niezbędne jest jednak, aby kaniulacja aorty oraz wprowadzenie balonu do lewej komory (LV) zostały wykonane prawidłowo, tak aby zapewnić stabilną pracę serca podczas przebywania w probówce NMR. Ponadto kluczowa jest regulacja temperatury w celu osiągnięcia właściwej funkcji bazowej. Ważnym czynnikiem w uzyskaniu dobrych, możliwych do analizy widm NMR jest zwiększenie stosunku sygnału do szumu. Można to osiągnąć poprzez zapewnienie optymalnego „strojenia” (tuning) i „symetryzowania” (shimming) próbki. Jak wspomniano w tekście protokołu, zastosowanie próbki standardowej przed wprowadzeniem serca może w tym pomóc. Przydatne jest również posiadanie próbki o odpowiedniej wielkości. Serca o masie poniżej 100 mg zazwyczaj dają słabsze sygnały PCr i ATP, dlatego konieczne będzie wydłużenie czasu akwizycji w celu uzyskania dobrych widm fosforowych.
Istnieje kilka sposobów modyfikacji istniejącego protokołu w celu uzyskania dodatkowych informacji na temat funkcji i energetyki serca. W naszym laboratorium przeprowadzaliśmy perfuzję serc z użyciem buforów z mieszanymi substratami, które mogą zawierać różne kombinacje kwasów tłuszczowych (w niskich i wysokich stężeniach), mleczanu, ketonów i insuliny. Dzięki zastosowaniu stabilnych izotopów w buforze perfuzyjnym (np. substratów znakowanych 13C), jesteśmy w stanie oszacować wykorzystanie substratów poprzez wzgludej wkład znakowanego acetylo-CoA w cykl TCA.5-7 W tym zastosowaniu przeprowadzamy analizę izotopomerową glutaminianu 13C3 i 13C4 za pomocą spektroskopii NMR 13C. Wymaga to zamrożenia serca metodą freeze-clamping na koniec protokołu perfuzji oraz przeprowadzenia ekstrakcji z zamrożonej tkanki. Będzie to dodatkowy eksperyment, ponieważ analiza wymaga użycia innej sondy z oddzielnymi parametrami ustawień. Inne zastosowania obejmują zastąpienie glukozy w buforze ksyloglukozą (deoksyglukozą) przy jednoczesnym monitorowaniu zależnej od czasu akumulacji 2-deoksyglukozo-fosforanu w sercu za pomocą spektroskopii NMR 31P. Metoda ta pozwala na pomiar poboru glukozy przez mięsień sercowy.7, 8 Ponadto w naszym laboratorium analizowano funkcję i energetykę serca w protokołach perfuzyjnych obejmujących niedokrwienie/reperfuzję oraz obciążenie wysokim wysiłkiem.6, 8-10
Podsumowując, spektroskopia NMR 31P w izolowanych sercach myszy jest procedurą trudną technicznie, wymagającą zastosowania zaawansowanego sprzętu. Niemniej jednak, uzyskane dzięki niej dane są nieocenione dla badacza pragnącego analizować funkcje i energetykę bioinżynieryjnych modeli mysich. W naszym laboratorium techniki te okazały się kluczowe dla zrozumienia wpływu różnych stresorów na funkcję, energetykę i metabolizm serca.1, 11, 12

<table><tbody><tr><td>Siarczan magnezu</td><td>Odczynnik</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M7506</td><td></td></tr><tr><td>EDTA</td><td>Odczynnik</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E1644</td><td></td></tr><tr><td>Chlorek potasu</td><td>Odczynnik</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P4505</td><td></td></tr><tr><td>Sodium bicarbonate</td><td>Odczynnik</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S6297</td><td></td></tr><tr><td>Chlorek sodu</td><td>Odczynnik</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S7653</td><td></td></tr><tr><td>Chlorek wapnia dwuwodny</td><td>Odczynnik</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C5080</td><td></td></tr><tr><td>D-glukoza</td><td>Odczynnik</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G7528</td><td></td></tr><tr><td>Pirogenan sodu</td><td>Odczynnik</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P2256</td><td></td></tr><tr><td>Bruker Ultrashield 600WB Plus</td><td>Sprzęt</td><td>Bruker Corporation</td><td></td><td></td></tr><tr><td>&lt;a href="http://www.adinstruments.com/products/hardware/corporate/product/ML866/" target="_blank"&gt;PowerLab 4/30&lt;/a&gt;</td><td>Sprzęt</td><td><a href="http://www.adinstruments.com" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> ADInstruments</a></td><td>&lt;a href="http://www.adinstruments.com/products/hardware/corporate/product/ML866/" target="_blank"&gt;ML866/P&lt;/a&gt;</td><td></td></tr><tr><td>&lt;a href="http://www.adinstruments.com/products/software/research/LabChart-Software/" target="_blank"&gt;LabChart 6 Pro&lt;/a&gt;</td><td>Sprzęt</td><td><a href="http://www.adinstruments.com" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> ADInstruments</a></td><td>&lt;a href="http://www.adinstruments.com/products/software/research/LabChart-Software/" target="_blank"&gt;MLS260/6&lt;/a&gt;</td><td></td></tr><tr><td>&lt;a href="http://www.adinstruments.com/products/hardware/corporate/product/FE224/" target="_blank"&gt;Czwórne mostki wzmacniacza&lt;/a&gt;</td><td>Sprzęt</td><td><a href="http://www.adinstruments.com" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> ADInstruments</a></td><td>&lt;a href="http://www.adinstruments.com/products/hardware/corporate/product/FE224/" target="_blank"&gt;ML224&lt;/a&gt;</td><td></td></tr><tr><td>&lt;a href="http://www.adinstruments.com/products/hardware/research/product/ML175/" target="_blank"&gt;Sterownik pompy STH&lt;/a&gt;</td><td>Wyposażenie</td><td><a href="http://www.adinstruments.com" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> ADInstruments</a></td><td>&lt;a href="http://www.adinstruments.com/products/hardware/research/product/ML175/" target="_blank"&gt;ML175&lt;/a&gt;</td><td></td></tr><tr><td>&lt;a href="http://www.adinstruments.com/products/hardware/corporate/product/ML172/" target="_blank"&gt;Minipuls 3 Pompa perystaltyczna&lt;/a&gt;</td><td>Wyposażenie</td><td><a href="http://www.adinstruments.com" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> ADInstruments</a></td><td>&lt;a href="http://www.adinstruments.com/products/hardware/corporate/product/ML172/" target="_blank"&gt;ML172&lt;/a&gt;</td><td></td></tr><tr><td>&lt;a href="http://www.adinstruments.com/products/hardware/corporate/product/MLT0699/" target="_blank"&gt;Jednorazowy przetwornik ciśnienia tętniczego&lt;/a&gt;</td><td>Sprzęt</td><td><a href="http://www.adinstruments.com" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> ADInstruments</a></td><td>&lt;a href="http://www.adinstruments.com/products/hardware/corporate/product/MLT0699/" target="_blank"&gt;MLT0699&lt;/a&gt;</td><td></td></tr><tr><td>Probówka NMR o długości 10 mm</td><td>Sprzęt</td><td>Wilmad LabGlass</td><td>513-7PP-7</td><td></td></tr><tr><td>Wąż polietylenowy PE10</td><td>Sprzęt</td><td>BD Biosciences</td><td>427401</td><td></td></tr><tr><td>&lt;a href="http://www.adinstruments.com/products/hardware/corporate/product/MLT844/" target="_blank"&gt;Przetwornik ciśnienia fizjologicznego&lt;/a&gt;</td><td>Sprzęt</td><td><a href="http://www.adinstruments.com" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> ADInstruments</a></td><td>&lt;a href="http://www.adinstruments.com/products/hardware/corporate/product/MLT844/" target="_blank"&gt;MLT844&lt;/a&gt;</td><td></td></tr><tr><td>Wąż polietylenowy PE50</td><td>Sprzęt</td><td>BD Biosciences</td><td>427411</td><td></td></tr><tr><td>Szyringe mikrometryczna</td><td>Sprzęt</td><td>Gilmont Instruments</td><td>GS-1101</td><td></td></tr><tr><td>McPhersona szczypce</td><td>Sprzęt</td><td>Miltex Inc.</td><td>18-949</td><td></td></tr><tr><td>Cyrkiel mikrochirurgiczne Castraviego</td><td>Sprzęt</td><td>Roboz Surgical Instruments Co.</td><td>RS-5650</td><td></td></tr><tr><td>Neoptix Signal Conditioner</td><td>Sprzęt</td><td>Neoptix, Inc.</td><td>Odruch – 1</td><td></td></tr></tbody></table>

ocena funkcji i energetyki serca w izolowanych sercach myszy z wykorzystaniem spektroskopii 31p nmr

Assessment of Cardiac Function and Energetics in Isolated Mouse Hearts Using 31P NMR Spectroscopy

Bioinżynieryjne modele mysie stały się potężnymi narzędziami badawczymi w określaniu związków przyczynowo-skutkowych między zmianami molekularnymi a modelami chorób układu sercowo-naczyniowego. Chociaż biologia molekularna jest niezbędna do zidentyfikowania kluczowych zmian w szlakach sygnalizacyjnych, nie może ona zastąpić oceny znaczenia funkcjonalnego. Podczas gdy fizjologia pozwala odpowiedzieć na pytania dotyczące funkcji, połączenie fizjologii z biochemiczną oceną metabolitów w nienaruszonym, bijącym sercu pozwala na uzyskanie pełnego obrazu funkcji i energetyki serca. Przez lata w naszym laboratorium wykorzystywaliśmy perfuzję izolowanego serca w połączeniu ze spektroskopią rezonansu magnetycznego jądrowego (NMR) do realizacji tego zadania. Funkcję lewej komory ocenia się za pomocą perfuzji izolowanego serca w trybie Langendorffa, natomiast energetykę serca mierzy się poprzez wykonanie31spektroskopia rezonansu magnetycznego P w perfundowanych sercach. Dzięki tym technikom możliwe jest jednoczesne pomiarowanie wskaźników funkcji serca w połączeniu z poziomami fosfokreatyny i ATP w bijących sercach. Ponadto parametry te mogą być monitorowane podczas wprowadzania stresorów fizjologicznych lub patologicznych. Można na przykład zastosować protokoły niedokrwienia/reperfuzji lub obciążenia wysokim wysiłkiem. Odpowiednie jest również zastosowanie opaski aortycznej lub innych modeli patologii serca. Niezależnie od wariantów protokołu, znaczenie funkcjonalne i energetyczne modyfikacji molekularnych w transgenicznych modelach mysich może zostać odpowiednio opisane, co prowadzi do nowych spostrzeżeń na temat powiązanych szlaków enzymatycznych i metabolicznych. W związku z tym,31Spektroskopia 31P NMR w izolowanym preparacie perfundowanego serca jest cenną techniką badawczą w modelach zwierzęcych chorób układu sercowo-naczyniowego.

Perfuzja izolowanego serca w trybie Langendorffa, w połączeniu ze spektroskopią NMR 31P, łączy dziedziny biochemii i fizjologii w jednym eksperymencie. Protokół ten umożliwia dynamiczny pomiar zawartości i obrotu fosforanów wysokoenergetycznych w sercu przy jednoczesnym monitorowaniu funkcji fizjologicznych. Prawidłowo wykonana, technika ta stanowi cenne narzędzie w ocenie energetyki serca.

Ocena funkcji i energetyki serca w izolowanych sercach myszy z wykorzystaniem spektroskopii 31P NMR

Bioinżynieryjne modele mysie stały się potężnymi narzędziami badawczymi w określaniu związków przyczynowo-skutkowych między zmianami molekularnymi a modelami...

Ogólnym celem następnego eksperymentu jest obserwacja funkcji i energetyki serca w izolowanym, perfundowanym sercu myszy. Osiąga się to poprzez perfuzję serca myszy w trybie LOR. W drugim kroku, z zastosowaniem buforu Krebsa wzbogaconego glukozą i pirogronianem, do lewej komory (lv) wprowadza się wypełniony wodą balon, co pozwala na stałe monitorowanie funkcji serca podczas eksperymentu.Następnie serce umieszcza się w probówce NMR o średnicy 10 milimetrów i wkłada do magnesu w celu oceny energetyki serca poprzez obserwację rezonansów fosfokreatyny oraz fosforanów nieorganicznych; uzyskane wyniki pozwalają ocenić funkcję i energetykę serca na podstawie fal ciśnienia w LV oraz spektroskopii 31P NMR i spektrometrii masowej. Cześć, jestem Steve Kitz z MIT Cadre Metabolism Center w Departamencie Anestezjologii Uniwersytetu Waszyngtońskiego. Dzisiaj zaprezentuję procedurę izolowanej perfuzji serca w połączeniu ze spektroskopią 31P NMR.W naszym laboratorium stosujemy tę procedurę do oceny funkcji i energetyki serca w bioinżynieryjnych modelach mysich. Zacznijmy zatem. Aby rozpocząć ten protokół, należy przygotować jeden litr buforu Krebsa-Henseleha lub KH.Przez 10 do 15 minut wprowadzaj do mieszaniny pęcherzyki zawierające 5% carbon dioxide i 95% oxygen. Następnie dodaj dwa milimolar calcium chloride, a potem substraty: 10 milimolar glucose oraz 0,5 milimolar pyruvate. W tych doświadczeniach podczas każdego pozyskiwania widm P 31 jednocześnie wykorzystuje się dwa oddzielne układy.Magnes BRUER 14 T jest połączony z zaawansowaną konsolą trzechkanałową oraz komputerem z oprogramowaniem top spin V 2.1 w celu oceny funkcji serca. Specjalistyczny system perfuzji serca jest połączony z systemem power lab. Cztery 30 zapytania o dane.Wyposażony w oprogramowanie LabChart PRO 6 do analizy danych. Aparatura do perfuzji serca obejmuje perystaltyczną pompę Mini Pulse 3 sterowaną kontrolerem pompy STH, służącą do perfuzji buforu KH do serca. Regulacja temperatury podczas eksperymentu NMR jest krytyczna. Do utrzymania temperatury w zakresie od 37,0 do 37,5 stopni Celsjusza podczas przebywania serca wewnątrz magnesu wykorzystuje się cyrkulatory grzewcze, a temperaturę monitoruje się przez cały czas trwania eksperymentu za pomocą światłowodowej sondy temperaturowej.W trakcie całego eksperymentu ciśnienie w LV oraz ciśnienie perfuzyjne są monitorowane za pomocą przetworników ciśnienia podłączonych do systemu akwizycji danych i wyświetlane przy użyciu dołączonego oprogramowania. Do monitorowania ciśnienia w LV wykorzystuje się przetwornik fizjologiczny, natomiast do monitorowania ciśnienia perfuzyjnego stosuje się jednorazowy przetwornik ciśnienia krwi. Na koniec, do dostarczania podgrzanego, natlenionego buforu do serca używa się przewodu pępowinowego.Po wprowadzeniu do magnesu, przed rozpoczęciem eksperymentu, należy skalibrować przetworniki ciśnienia za pomocą manometru wzorcowego. W pierwszej kolejności nie podaje się ciśnienia do przetwornika, aby wyzerować kalibrację. Następnie należy napompować ten manometr do wyższego ciśnienia. Wartość tę należy wprowadzić do programu komputerowego.Następnie należy potwierdzić, że przetworniki ciśnienia zostały odpowiednio skalibrowane, pompując manometr momentowy do znanych ciśnień i weryfikując je na ekranie komputera. Po skalibrowaniu przetworników ciśnienia należy skalibrować sondę NMR, używając 10 milimetrowej probówki NMR zawierającej standardową próbkę 150 milimolarnego fosforanu sodu. Kalibrację należy przeprowadzić przy użyciu programu TopSpin.W pierwszej kolejności należy nastroić próbkę, aby ustawić częstotliwość rezonansu fosforu. Następnie należy przeprowadzić shimowanie próbki w celu wytworzenia jednorodnego pola magnetycznego. Ta wstępna kalibracja usprawnia sygnał i skraca czas niezbędny do rozpoczęcia okresu akwizycji.Gdy serce znajdzie się w pozycji odpowiedniej do rozpoczęcia ekstrakcji serca myszy, wstrzyknij myszy 200 jednostek heparyny dojszylowo w celu zmniejszenia krzepliwości. Po pięciu minutach podaj 175 miligramów na kilogram pentobarbitalu sodu drogą dostępu doprzewną. Po znieczuleniu myszy ułóż ją na plecach i przyklej kończyny taśmą, aby odsłonić obszar klatki piersiowej.Wykonaj test odruchu na ściśnięcie palca u myszy, aby upewnić się, że zwierzę jest w pełni znieczulone. Rozetnij i otwórz jamę otrzewną oraz klatkę piersiową za pomocą nożyczek, a następnie użyj pęsety, aby odsunąć żebra i odsłonić jamę klatki piersiowej. Przytrzymaj tkankę płuc i delikatnie unieś serce za pomocą zakrzywionych nożyczek.Przetnij duże naczynia krwionośne za sercem i powoli przesuwaj się w stronę głowy myszy, aż serce zostanie uwolnione. Natychmiast zatrzymaj akcję serca w lodowatym buforze KH. Przechowuj organy na lodzie i szybko usuń płuca.Zidentyfikuj płaty grasicy i delikatnie odchyl je, aby odsłonić aortę. Następnie usuń grasicę. Na koniec wyizoluj aortę, ostrożnie usuwając wszelkie otaczające ją tkanki.Używając mikropincety naczyniowej, należy objąć obie ściany aorty, aby odsłonić jej światło. Następnie ostrożnie nałożyć aortę na kaniulę. Kaniula została wykonana z rurki polietylenowej o średnicy zewnętrznej 0,965 mm.Unieruchom aortę za pomocą mikroklamry naczyniowej i szybko zawiąż szwy wokół aorty. Po zawiązaniu szwów usuń klamrę. Użyj pęsety, aby dokładnie sprawdzić, czy kaniula znajduje się powyżej pierścienia aorty.Dodaj wszelkie dodatkowe podwiązki niezbędne do unieruchomienia serca. Usuń nadmiar tkanki za pomocą pęsety i mikronożyczek. Następnie wykonaj niewielkie nacięcie w lewym przedsionku.Delikatnie przytrzymaj serce i ostrożnie wprowadź rurkę polietylenową o średnicy 0,61 mm przez lewy przedsionek, jamę lewej komory i na zewnątrz przez wierzchołek. Odetnij nadmiar rurki. Następnie wprowadź niepompowany balon wypełniony wodą przez przedsionek do lewej komory.Przymocuj balon za pomocą taśmy klejącej. Następnie stopniowo zwiększaj prędkość pompy perystaltycznej, aby zapewnić odpowiedni przepływ do serca. Kontynuuj perfuzję serca buforem KH ze stałym przepływem wynoszącym około 2 ml/min, aż do momentu umieszczenia serca w sondzie NMR.Napompuj balon LV niewielką objętością za pomocą mikrosyringi, aby zweryfikować działanie przetwornika ciśnienia LV dla spektroskopii NMR. Najpierw ostrożnie umieść serce w 10 milimetrowej probówce NMR. Wokół probówki NMR umieszcza się szeroki spinner (wirnik), który pomaga wprowadzić probówkę w odpowiednią pozycję.Wewnątrz sondy mocno przymocuj cały aparat do przewodu pępowinowego za pomocą taśmy klejącej. Następnie powoli opuść przewód pępowinowy do górnego otworu magnesu, aż probówka NMR zawierająca serce znajdzie się wewnątrz cewki 10 milimetrowej sondy NMR. Gdy serce znajdzie się w odpowiedniej pozycji wewnątrz sondy, dostosuj przepływ pompy pasożytniczej, aby uzyskać ciśnienie perfuzyjne wynoszące 80 milimetrów słupa rtęci.Utrzymaj ciśnienie perfuzyjne, aktywując mechanizm podtrzymania (hold) w sterowniku pompy. Pozostaw serce na 15 do 20 minut w celu wyrównania parametrów (ekwilibracji). W czasie ekwilibracji dostosuj objętość balonika w LV, aby uzyskać ciśnienie końcoworozkurczowe wynoszące od ośmiu do 10 mmHg.Następnie zoptymalizuj parametry spektrometru, aby uzyskać jak najlepszy sygnał fosforu. Dostrój instrument NMR, ustawiając impuls radiowy tak, aby odpowiadał częstotliwości rezonansu jądra fosforu. Następnie wykonaj shimowanie próbki, aby ujednorodnić pole magnetyczne po okresie równoważenia.Rozpocznij akwizycję wielu widm NMR 31P. Okres akwizycji dla każdego widma zależy od natężenia pola magnesu, wielkości próbki oraz stosunku sygnału do szumu wymaganego dla konkretnego eksperymentu. W tym przypadku widma uzyskano przy użyciu magnesu 14 Tesla poprzez uśrednianie sygnału otrzymanego z 256 impulsów częstotliwości radiowej o czasie trwania 20 µs, kącie odchylenia 60 stopni i opóźnieniach wynoszących 2,0 s.Ten eksperyment zajmie około 10 minut. Typowy parametr funkcji serca, czyli ciśnienie rozwinięte lewej komory (LV), uzyskuje się poprzez odjęcie ciśnienia końcoworozkurczowego (EDP) od ciśnienia skurczowego. U zdrowej myszy szczepu C 57 black six ciśnienie rozwinięte LV serca wynosi zazwyczaj od 100 do 110 mmHg przy stałym ciśnieniu końcoworozkurczowym wynoszącym od 8 do 10 mmHg.Przedstawiono reprezentatywne krzywe stylizacji dla myszy kontrolnych oraz myszy z przebindingowaną aortą. Funkcję skurczową reprezentuje ciśnienie rozwinięte LV w funkcji zwiększających się objętości LV, wyznaczone na podstawie objętości balonu w LV. Funkcję rozkurczową reprezentuje EDP w funkcji zwiększających się objętości LV.Widma 31P NMR wyizolowanego, perfundowanego serca myszy wykazują sygnały fosfokreatyny (PHOSPHOCREATINE) lub PCR, trzech grup fosforanowych z TP oraz fosforanu nieorganicznego lub pi. W tym przypadku pik PI jest stosunkowo mały. Jest to typowe dla tlenowo perfundowanego serca dostarczanego z pirogronianem lub kwasami tłuszczowymi.Oprócz glukozy w okresach niedokrwienia, ten pik wzrasta, podczas gdy pik PCR maleje. Właśnie pokazałem Państwu, jak przygotować serce myszy do perfuzji, aby podczas eksperymentu można było jednocześnie mierzyć funkcję serca i energetykę. Ważne jest, aby upewnić się, że serce jest odpowiednio perfundowane.W przeciwnym razie dane NMR nie będą wiarygodne. To wszystko. Dziękujemy i życzymy powodzenia w przeprowadzaniu eksperymentów.

assessment-cardiac-function-energetics-isolated-mouse-hearts-using

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Ocena czynności serca i energetyki w izolowanych sercach myszy przy użyciu spektroskopii 31P NMR

Niniejsza praca opisuje podstawowe procedury nieinwazyjnego obrazowania rezonansem magnetycznym (MRI) oraz spektroskopii rezonansu magnetycznego (MRS) małych zwierząt in vivo.

Nieinwazyjne in vivo MRI i MRS małych zwierząt: Podstawowe procedury eksperymentalne

Celem jest monitorowanie stanu redoks mitochondriów w izolowanych sercach w kontekście fizjologicznych ciśnień obciążenia wstępnego i następczego. Przedstawiono biventrykularny model pracującego serca królika. Do monitorowania stanu redoks mitochondriów w tkance epikardialnej wykorzystano obrazowanie fluorescencyjne NADH o wysokiej rozdzielczości czasowo-przestrzennej.

Obrazowanie fluorescencyjne NADH w izolowanych, pracujących sercach królika z obiema komorami

To badanie pokazuje udane wprowadzenie obrazowania metodą rezonansu magnetycznego jako nieinwazyjnego narzędzia do oceny nieprawidłowości serca u myszy dotkniętych autoimmunologicznym zapaleniem mięśnia sercowego.  Dane wskazują, że technika ta może być stosowana do monitorowania postępu choroby u żywych zwierząt.

Nieinwazyjna ocena nieprawidłowości serca w eksperymentalnym autoimmunologicznym zapaleniu mięśnia sercowego za pomocą obrazowania za pomocą rezonansu magnetycznego u myszy

Ta metoda opisuje użycie Kwantowej Mikrotomografii Komputerowej (MicroCT) do oceny morfologii, funkcji, perfuzji, metabolizmu i żywotności serca za pomocą jodowego środka kontrastowego u myszy z eksperymentalnie wywołanym niedokrwieniem mięśnia sercowego. Technika ta może być stosowana do nieniszczącego, wysokoprzepustowego, podłużnego obrazowania in vivo różnych zwierzęcych modeli chorób ludzkiego serca.

In vivo (in vivo) Ilościowa ocena struktury, funkcji, perfuzji i żywotności mięśnia sercowego za pomocą mikrotomografii komputerowej serca

Tutaj przedstawiamy metodę użycia wewnątrzkomorowego cewnika optycznego w perfundowanych sercach do wykonywania spektroskopii absorbancji przez ścianę serca. Uzyskane dane dostarczają solidnych informacji na temat napięcia tlenu w tkankach, a także wykorzystania substratu i potencjału błonowego jednocześnie z pomiarami wydolności serca w tym wszechobecnym preparacie.

Wewnątrzsercowy cewnik świetlny do bocznego zapłonu do monitorowania metabolizmu komórkowego za pomocą przezściennej spektroskopii absorpcji perfundowanych serc ssaków

To badanie opisuje kompleksowy protokół obrazowania metodą rezonansu magnetycznego układu sercowo-naczyniowego (CMR) w celu ilościowego określenia parametrów funkcjonalnych lewej komory serca myszy. Protokół opisuje pozyskiwanie, przetwarzanie końcowe i analizę obrazów CMR, a także ocenę różnych parametrów czynnościowych serca.

Kwantyfikacja funkcji lewej komory serca myszy, napięcia mięśnia sercowego i sił hemodynamicznych za pomocą rezonansu magnetycznego układu sercowo-naczyniowego

Opisujemy eksperymentalny układ do podawania hiperspolaryzowanych metabolitów znakowanych 13znakowanymi C w trybie ciągłej perfuzji do izolowanego perfundowanego serca myszy. Dedykowane podejście do akwizycji 13C-NMR umożliwiło ilościowe określenie aktywności enzymów metabolicznych w czasie rzeczywistym, a wieloparametryczna analiza 31P-NMR umożliwiła określenie zawartości ATP i pH w tkankach.

Badanie metabolizmu serca w izolowanym perfundowanym sercu myszy za pomocą hiperspolaryzowanej [1-13C] pirogronianu i spektroskopii 13C/31P NMR

Obecny protokół opisuje uzyskanie zależności ciśnienie-objętość poprzez stymulację przezprzełykową, co służy jako cenne narzędzie do oceny funkcji rozkurczowej w mysich modelach niewydolności serca.

Kontrolowana stymulacja procedura oceny funkcji rozkurczowych zależnych od częstości akcji serca w modelach mysiej niewydolności serca

Ten artykuł opisuje procedury wszczepiania nowego hydrożelu w niewydolne serca i ilościowe określanie jego wpływu na naprężenie i funkcję ściany lewej komory. Procedury te zostały z powodzeniem zastosowane u psów i ludzi.

Zmniejszenie stresu w ścianie lewej komory i poprawa funkcji w niewydolności serca za pomocą Algisyl-LVR

Obrazowanie metodą rezonansu magnetycznego serca (CMR) ze wzmocnieniem kontrastowym pozwala na kompleksową ocenę serca in vivo w małych zwierzęcych modelach chorób sercowo-naczyniowych. W tym miejscu szczegółowo opisujemy procedury wykonywania obrazowania, rekonstrukcji i analizy CMR przy użyciu Small Animal Lock-Locker Inversion Recovery (SALLI) u szczurów.

Ocena czynności serca i morfologii mięśnia sercowego za pomocą rezonansu magnetycznego małych zwierząt z odwróconym odzysku z odwróconej szafki (SALLI) u szczurów

Poznaj metodę oceny funkcji i energetyki serca w izolowanych sercach myszy przy użyciu spektroskopii 31P NMR. Protokół łączy perfuzję Langendorffa z monitorowaniem ciśnienia komory lewej.

Ocena funkcji i energetyki serca w izolowanych sercach myszy z wykorzystaniem spektroskopii ³¹P NMR

Przeglądaj więcej filmów