Name: Celowanie w głębokie struktury mózgu za pomocą mikroiniekcji w celu dostarczania leków, wektorów wirusowych lub przeszczepów komórek (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-12-01T16:00:00.000+00:00
Duration: 7 min
Description: Poznaj precyzyjną mikroiniekcję do głębokich struktur mózgu za pomocą szklanych igieł kapilarnych o świetle 50 μm. Ta metoda minimalizuje uszkodzenia mózgu i umożliwia dokładne dostarczanie leków, wektorów wirusowych oraz przeszczepów komórek w modelach gryzoni.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

O.G-P otrzymał wsparcie z grantu CONACyT (CB-2008-101476) oraz FRABA (686/10). A.Q-H otrzymał wsparcie z National Institute of Health, Howard Hughes Medical Institute, Robert Wood Johnson Foundation oraz Maryland Stem Cell Foundation.

<ol>
 <li>Przygotowanie szklanych igieł przed operacją myszy:
 <ol class="lalpha">
 <li>Umieść szklaną rurkę kapilarną w wyciągaczu mikropipet.</li>
 <li>Ogrzej środkową część rurki szklanej, aby zmiękczyć szkło w obszarze lokalnym.</li>
 <li>Rozciągnij rurkę szklaną wzdłuż jej osi podłużnej o odległość początkową wystarczającą do spowodowania zmniejszenia średnicy rurki w obszarze lokalnym.</li>
 <li>Kontynuuj rozciąganie rurki szklanej aż do jej pęknięcia. W ten sposób otrzymuje się dwie identyczne igły jednokanałowe.</li>
 </ol>
 </li>
 <li>Umieść szklaną igłę w mikrokuźni. Kąt 30° jest wystarczający do sfazowania końcówki.</li>
 <li>Sprawdź pod mikroskopem, czy każda igła ma prawidłową średnicę wewnętrzną. Dla większości leków hydrofilowych idealna średnica wewnętrzna to 30-50 μm (rycina 1).</li>
 <li>Napełnij igłę olejem mineralnym od jej szerszego końca. Pozwól, aby olej mineralny (MSDS, Cat. M7700) wnikał kapilarnie, aż osiągnie ok. 50% długości rurki kapilarnej. Nałóż smar wysokopróżniowy (Dow Corning, Cat. 05054-AB) wokół tłoka, aby uszczelnić szerszy koniec igły.</li>
 <li>Wsuń tłok od szerszego końca igły i delikatnie wypchnij olej mineralny, aż z końcówki szklanej igły pojawi się mała kropla oleju.</li>
 <li>Zamocuj szklaną igłę w uchwycie mikroinjektora.</li>
 <li>Uśpij mysz 2,5% roztworem Avertinu (2,2,2-tribromoetanol + tert-amylol, 1:1 w/v). Dawka 25-30 μL na gram podawanat dopasowawsko.</li>
 <li>Umieść matę grzewczą na urządzeniu stereotaktycznym, aby utrzymać temperaturę ciała zwierzęcia na poziomie 37°C.</li>
 <li>Umieść i zabezpiecz głowę myszy w urządzeniu stereotaktycznym za pomocą prętów usznych i uchwytu do zębów.</li>
 <li>Oczyść głowę myszy 0,1% roztworem gluconianu chlorheksydyny, następnie 70% etanolem i ponownie 0,1% roztworem gluconianu chlorheksydyny.</li>
 <li>Wykonaj nacięcie skóry skalpelem nr 15 od uszu myszy do linii Lambda czaszki.</li>
 <li>Przetrzyj czaszkę patyczkiem bawełnianym, aby ją osuszyć, i odsunie skórę z pola operacyjnego.</li>
 <li>Użyj końcówki szklanej igły, aby wskazać wierzchołek szwu Bregma. W tym miejscu należy ustawić pozycję początkową injektora (współrzędną „zero”).</li>
 <li>Wyznacz punkt do wywiercenia, przesuwając osie „X” i „Y” urządzenia stereotaktycznego nad czaszką.</li>
 <li>Bardzo ostrożnie wywierć otwory we wskazanej współrzędnej. Mikrowiertła i inne narzędzia metalowe zostały wcześniej wysterylizowane w temperaturze 250°C przez 60 sekund w suchym sterylizatorze do szklanych kulek (Cole Palmer, Cat. No. EW-10779-00).</li>
 <li>Za pomocą precyzyjnej pęsety ostrożnie usuń najgłębszą warstwę kości i przerwij błonę omiaki twardej (pojawi się wyciek płynu mózgowo-rdzeniowego).</li>
 <li>Potwierdź, że igła może przejść przez wywiercone otwory.</li>
 <li>Nabierz pipetą 1 μl leku przeznaczonego do wstrzyknięcia i umieść go na małym kawałku parafilmu.</li>
 <li>Połóż parafilm na czaszce.</li>
 <li>Zaciągnij lek, obracając pokrętłem mikroinjektora, kontrolując pod mikroskopem, czy ciecz wznosi się do szklanej igły.</li>
 <li>Usuń parafilm i ponownie ustaw współrzędną zero.</li>
 <li>Przesuń igłę do wybranych współrzędnych, opuszczając uchwyt, aż końcówka szklanej igły delikatnie dotknie powierzchni mózgu, i ustaw współrzędną „Z” na zero.</li>
 <li>Wprowadź szklaną igłę do miąższu mózgu na wybraną głębokość.</li>
 <li>Wstrzykuj lek powoli z prędkością ok. 1 nl/s.</li>
 <li>Po wstrzyknięciu pożądanej objętości pozostaw lek na 2 min, aby dyfundował do miąższu. Następnie płynnie i powoli wyjmij igłę.</li>
 <li>Zklej ranę operacyjną, wyjmij zwierzę z urządzenia stereotaktycznego i umieść je w podgrzanej klatce z czystą ściółką do wybudzenia z narkozy.</li>
 <li>W celu zapewnienia przeciwbólowego leczenia pooperacyjnego wszystkie zwierzęta otrzymały 5 mg/kg ketorolaku podskórnie co 12 godzin przez 24 h.</li>
</ol>
Reprezentatywne wyniki:
Stosując ten protokół, uzyskuje się bardzo precyzyjny wtrysk, a bardzo wąski tor igły minimalizuje uszkodzenia mózgu. Jako reprezentatywny wynik tej metody, wstrzyknęliśmy lizofosfatydylocholinę (lizolecytynę) do ciała modzelowatego, co wywołuje demielinizację pasm istoty białej 1-4. Aby zminimalizować uszkodzenie mózgu spowodowane igłą szklaną, wstrzyknęliśmy do ciała modzelowatego jedynie 20 nl lizolecytyny, jednak w razie potrzeby tą samą metodą można wstrzyknąć większe objętości, aż do 200 nl. Demielinizację wykrywa się poprzez brak ekspresji podstawowego białka mieliny w pasmach istoty białej (Rycina 2).
<img src="/files/ftp_upload/2082/2082fig1.jpg" alt="Optyczny wzór dyfrakcyjny, wiązka światła, eksperyment fizyczny, skala pomiarowa, dyfrakcja laserowa." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 1"> 
 Rysunek 1. Szklana igła o średnicy 50-μm. Odległość między dwiema krótkimi kreskami na skali reprezentuje długość 50-μm.
<img src="/files/ftp_upload/2082/2082fig2.jpg" alt="Obraz z mikroskopii fluorescencyjnej przedstawiający obszary kory i ciała modzelowatego w tkance mózgowej." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 2"> 
 Rysunek 2. Iniekcja lysolecytyny w ciele modzelowatym. Demielinizacja jest widoczna jako brak ekspresji podstawowego białka mieliny (obszar w kropkach). Zwrócić uwagę na niewielki rozmiar toru igły szklanej (strzałki). Pasek skali = 100 μm

<ol><li>Menn, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Origin+of+oligodendrocytes+in+the+subventricular+zone+of+the+adult+brain%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Origin of oligodendrocytes in the subventricular zone of the adult brain.</a> J Neurosci. 26, 7907-7918 (2006).</li>
<li>Gonzalez-Perez, O., Romero-Rodriguez, R., Soriano-Navarro, M., Garcia-Verdugo, J. M., Alvarez-Buylla, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epidermal+Growth+Factor+Induces+the+Progeny+of+Subventricular+Zone+Type+B+Cells+to+Migrate+and+Differentiate+into+Oligodendrocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells%22%5BJournal%5D)">Epidermal Growth Factor Induces the Progeny of Subventricular Zone Type B Cells to Migrate and Differentiate into Oligodendrocytes.</a> Stem Cells. 27, 2032-2043 (2009).</li>
<li>Hall, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Some+aspects+of+remyelination+after+demyelination+produced+by+the+intraneural+injection+of+lysophosphatidyl+choline%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Sci%22%5BJournal%5D)">Some aspects of remyelination after demyelination produced by the intraneural injection of lysophosphatidyl choline.</a> J Cell Sci. 13, 461-477 (1973).</li>
<li>Webster, G. R., Thompson, R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Observations+on+the+presence+of+lysolecithin+in+nervous+tissues%5BTitle%5D)+AND+%22Biochim+Biophys+Acta%22%5BJournal%5D)">Observations on the presence of lysolecithin in nervous tissues.</a> Biochim Biophys Acta. 63, 38-45 (1962).</li>
<li>Doetsch, F., Caille, I., Lim, D. A., García-Verdugo, J. M., Alvarez-Buylla, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subventricular+Zone+Astrocytes+Are+Neural+Stem+Cells+in+the+Adult+mammalian+Brain%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Subventricular Zone Astrocytes Are Neural Stem Cells in the Adult mammalian Brain.</a> Cell. 97, 1-20 (1999).</li>
<li>Doetsch, F., Petreanu, L., Caille, I., Garcia-Verdugo, J. M., Alvarez-Buylla, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((EGF+converts+transit-amplifying+neurogenic+precursors+in+the+adult+brain+into+multipotent+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">EGF converts transit-amplifying neurogenic precursors in the adult brain into multipotent stem cells.</a> Neuron. 36, 1021-1034 (2002).</li>
<li>Baraban, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reduction+of+seizures+by+transplantation+of+cortical+GABAergic+interneuron+precursors+into+Kv1.1+mutant+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Reduction of seizures by transplantation of cortical GABAergic interneuron precursors into Kv1.1 mutant mice.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 106, 15472-15477 (2009).</li>
<li>Richardson, R. M., Barbaro, N. M., Alvarez-Buylla, A., Baraban, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Developing+cell+transplantation+for+temporal+lobe+epilepsy%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurg+Focus%22%5BJournal%5D)">Developing cell transplantation for temporal lobe epilepsy.</a> Neurosurg Focus. 24, E17-E17 (2008).</li>
<li>Alvarez-Dolado, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cortical+inhibition+modified+by+embryonic+neural+precursors+grafted+into+the+postnatal+brain%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Cortical inhibition modified by embryonic neural precursors grafted into the postnatal brain.</a> J Neurosci. 26, 7380-7389 (2006).</li>
</ol>

Nie zadeklarowano konfliktów interesów.

Metoda przedstawiona w tym filmie jest bardzo użyteczna w dostarczaniu większości leków lub wektorów wirusowych do bardzo precyzyjnych miejsc w mózgu. Do głównych zalet tej techniki należą: niezawodność wyznaczania punktu docelowego, dokładność iniekcji oraz niewielka wielkość zmiany w mózgu i uszkodzeń dróg nerwowych1, 2, 5, 6. Po standaryzacji techniki zakres błędu celowania powinien wynosić 50 μm lub mniej1, 2. Transplantacje komórek można również przeprowadzać przy użyciu szerszych igieł o średn...

<table><tbody><tr><td>Kapilarna rurka szklana</td><td>Wiretrol I</td><td>5-000-1001</td><td></td></tr><tr><td>Wytwornica pipet mikrokapilarnych</td><td>Kopf Instruments</td><td>Model 730</td><td></td></tr><tr><td>Mikrokuźnia</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>Model 48000</td><td></td></tr><tr><td>Olej mineralny</td><td>MSDS</td><td>M7700</td><td></td></tr><tr><td>Smar wysokopróżniowy</td><td>Dow Corning</td><td>05054-AB</td><td></td></tr><tr><td>Anestezja: 2,5% Avertinu</td><td></td><td></td><td>2,2,2-tribrom&amp;#8211;etanol + alkohol tert-amylowy, 1:1 w/v</td></tr><tr><td>Mata grzewcza</td><td>Mastex</td><td>Model 900</td><td></td></tr><tr><td>Urządzenie stereotaktyczne</td><td>Kopf Instruments</td><td>Model Kopf-900</td><td></td></tr><tr><td>Ostrze skalpela chirurgicznego nr 15</td><td>Medi-Cut</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mikrowiertarka</td><td>Ideal Micro Drill</td><td>67-1000</td><td></td></tr><tr><td>Precyzyjna pęseta</td><td>Fine Science Tools</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mikropipeta 1-&amp;mu;L</td><td>Rainin</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Parafilm M.</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop chirurgiczny</td><td>Carl Zeiss, Inc.</td><td>Vasiorkop z systemem Contraves</td><td></td></tr><tr><td>Mikrowstrzykiwacz</td><td>Narishige International</td><td>Model MO-10</td><td></td></tr></tbody></table>

celowanie w głębokie struktury mózgu za pomocą mikroiniekcji w celu dostarczania leków, wektorów wirusowych lub przeszczepów komórkowych

Targeting of Deep Brain Structures with Microinjections for Delivery of Drugs, Viral Vectors, or Cell Transplants

Mikroiniekcje do miąższu mózgu są istotnymi procedurami służącymi do podawania leków, wektorów wirusowych lub przeszczepów komórkowych. Uszkodzenie mózgu powstające w wyniku przemieszczania się igły jest poważnym problemem, szczególnie w przypadku mózgu myszy, ze względu nie tylko na jego niewielki rozmiar, ale również na fakt, że czasami konieczne jest wykonanie wielu iniekcji. Przedstawiamy tutaj metodę wytwarzania igieł z kapilar szklanych o świetle 50 $\mu$m, co znacząco ogranicza uszkodzenia mózgu i pozwala na precyzyjne celowanie w obszary mózgu gryzonia. Metoda ta umożliwia podawanie małych objętości (od 20 do 100 nl), zmniejsza ryzyko krwawienia oraz minimalizuje pasywną dyfuzję leków do miąższu mózgu. Dzięki zastosowaniu szklanych rurek kapilarnych o różnych rozmiarach lub zmianie średnicy światła igły można wstrzykiwać różne rodzaje substancji i komórek. Mikroiniekcje z użyciem szklanej kapilary stanowią znaczną poprawę w technikach iniekcji i precyzyjnym celowaniu w głębokie struktury mózgu przy minimalnych uszkodzeniach pobocznych u małych gryzoni.

W niniejszym artykule przedstawiamy metodę wykonywania szklanych igieł kapilarnych o świetle 50-μm. Technika ta znacząco ogranicza uszkodzenia mózgu, minimalizuje pasywną dyfuzję leków i pozwala na precyzyjne celowanie w mózg gryzonia.

Celowanie w głębokie struktury mózgu za pomocą mikroiniekcji w celu dostarczania leków, wektorów wirusowych lub przeszczepów komórkowych

Mikroiniekcje do miąższu mózgu są istotnymi procedurami służącymi do podawania leków, wektorów wirusowych lub transplantatów komórkowych. Uszkodzenie mózgu, które...

Ogólnym celem tej procedury jest wykonanie wysoce precyzyjnych mikroiniekcji do głębokich struktur mózgu w celu podania leków, wektorów wirusowych lub przeszczepów komórkowych. Osiąga się to najpierw poprzez wykonanie szklanych igieł kapilarnych o świetle 50 µm. Drugim krokiem procedury jest wypełnienie 50% igły olejem mineralnym drogą kapilarną i wprowadzenie tłoka od szerszego końca rurki.Trzecim krokiem procedury jest napełnienie igły substancją lub zawiesiną komórkową, którą należy wstrzyknąć. Ostatnim krokiem procedury jest wprowadzenie końcówki igły i wstrzyknięcie substancji z bardzo niską prędkością przepływu do głębokiej struktury mózgu. W rezultacie można uzyskać bardzo precyzyjne dostarczanie substancji do mózgu za pomocą mikroiniekcji z wykorzystaniem szklanej kapilary.Witajcie, jestem Oscar Gonzalez z Laboratorium Neuronauki na Wydziale Psychologii Uniwersytetu w Colima w Meksyku. Dzisiaj zaprezentujemy procedurę wykonywania mikroińekcji za pomocą szklanej kapilary w celu podania leków do mózgu myszy. Stosujemy tę procedurę w naszym laboratorium do badania dorosłych komórek macierzystych układu nerwowego.Zacznijmy zatem. Stosowanie szklanych igieł kapilarnych o świetle 50 µm do mikroiniekcji do mózgu znacznie ogranicza uszkodzenia tkanki mózgowej, minimalizuje pasywną dyfuzję leków i pozwala na precyzyjne celowanie w mózgu gryzoni. Przed przystąpieniem do mikroiniekcji należy przygotować szklane igły.Zacznij od umieszczenia szklanej rurki kapilarnej w wyciągarzu wysokoodpornych elektrod mikropipet. Następnie włącz elektrodę wyciągacza mikropipet. Aby podgrzać środkową część szklanej rurki i doprowadzić do jej lokalnego zmiękczenia, rozciągnij rurkę wzdłuż jej osi podłużnej o początkową odległość od 3 do 5 mm, co powinno spowodować zmniejszenie średnicy rurki w obszarze lokalnym.Kontynuuj rozciąganie rurki szklanej, aż pęknie. Powtórz te kroki, aby przygotować dwie identyczne igły jednokanałowe. Następnie umieść igły szklane w mikrokuźni.Kąt 30 stopni jest wystarczający do sfazowania końcówki. Na koniec należy umieścić igły pod mikroskopem i sprawdzić, czy obie mają prawidłową średnicę wewnętrzną. W przypadku większości leków hydrofilowych, dla tak wykonanych igieł, idealna średnica wewnętrzna wynosi od 30 do 50 mikrometrów.Przeanalizujmy, jak wykorzystać je do mikroiniekcji. Na początek należy napełnić wykonaną igłę olejem mineralnym od szerszego końca. Pozostaw olej mineralny, aby wniknął siłami kapilarnymi, aż osiągnie około 50% długości rurki kapilarnej.Nanieść smar próżniowy na najszerszy koniec igły i wsunąć przez niego tłok. Delikatnie wypychać olej mineralny, aż z końcówki szklanej igły pojawi się mała kropla. Następnie zamocować igłę w uchwycie mikroinjektora i przystąpić do przygotowania zwierzęcia do iniekcji.W pierwszej kolejności umieść matę grzewczą w stereotaktycznym uchwycie dla zwierząt, aby utrzymać temperaturę ciała zwierzęcia. Przy temperaturze 37 °C ogol głowę znieczyszonej myszy, a następnie umieść ją w urządzeniu stereotaktycznym i odpowiednio zabezpiecz. Przy użyciu prętów usznych i uchwytu do zębów, wykonaj skalpelem nacięcie skóry od uszu do linii Lambda czaszki.Osusz czaszkę za pomocą patyczka higienicznego i odsunie skórę z pola operacyjnego. Następnie, za pomocą końcówki szklanej igły, wskaż wierzchołek szwu bgma i wyznacz w tym miejscu początkową pozycję wstrzyknięcia. Teraz określ punkt na czaszce, który ma zostać wywiercony, przesuwając osie X i Y urządzenia stereotaktycznego nad czaszką.Używając laboratoryjnej mikrowiertarki, ostrożnie wywiercić otwory w wybranych współrzędnych, posiłkując się precyzyjną pęsetą. Ostrożnie usunąć najgłębszą warstwę kości i przerwać błonę twardą. Pojawi się wyciek płynu mózgowo-rdzeniowego.Aby potwierdzić, że igła może przejść przez wywiercone otwory, powoli opuść szklaną igłę, korzystając z osi Z urządzenia stereotaktycznego. Następnie pobierz pipetą 1 µL leku do wstrzyknięcia i nanieś go na mały kawałek parafiny. Umieść parafinię na czaszce.Naciągnij lek, obracając pokrętło mikroinjektora i kontrolując pod mikroskopem, czy ciecz przemieszcza się w górę szklanej igły. Usuń folię Parafilm i zresetuj współrzędną zero. Następnie przesuń igłę do wybranych współrzędnych i obniż uchwyt, aż końcówka szklanej igły delikatnie dotknie powierzchni mózgu, a następnie ustaw współrzędną Z na zero.Wprowadź szklaną igłę do miąższu mózgu na pożądaną głębokość. Wstrzyknij lek powoli, z prędkością około jednego nanolitra na sekundę. Po wstrzyknięciu pożądanej objętości pozwól lekowi dyfundować do miąższu przez dwie minuty, a następnie płynnym i powolnym ruchem wyjmij igłę.Na koniec zaklej ranę chirurgiczną i wyjmij zwierzę z urządzenia stereotaktycznego. Umieść zwierzę w klatce z podgrzewaczem w celu wybudzenia z narkozy. Teraz zaprezentujemy wyniki mikrowstrzyknięć.Lizofosfatydylocholinę (lyin) wstrzyknięto do ciałamózgowia, co wywołuje demielinizację szlaków istoty białej, aby zminimalizować uraz mózgu spowodowany igłą szklaną. Wstrzyknięto jedynie 20 litrów lyin. Demielinizacja objawia się brakiem ekspresji podstawowego białka mieliny w szlakach istoty białej; dzięki bardzo precyzyjnemu wstrzyknięciu i zastosowaniu bardzo cienkiej igły zminimalizowano uraz mózgu.Właśnie pokazaliśmy, jak wykonać szklane igły do mikroiniekcji w głębokie struktury mózgu. Podczas przeprowadzania tej procedury ważne jest, aby pamiętać o przygotowaniu całego sprzętu i materiałów do użycia w sali operacyjnej. To wszystko.Dziękujemy za oglądanie i życzymy powodzenia w eksperymentach.

targeting-deep-brain-structures-with-microinjections-for-delivery

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Umieszczanie w głębokich strukturach mózgu mikroiniekcji w celu dostarczenia leków, wektorów wirusowych lub przeszczepów komórek

Kontrola i analiza obwodów neuronalnych in vivo zostałyby ułatwione dzięki technologii dostarczania wirusów i innych odczynników do wybranych trójwymiarowych zestawów obszarów mózgu. Prezentujemy wykonanie zindywidualizowanej macierzy wtryskiwaczy płynowych oraz dostarczanie kodowanych wirusowo sensybilizatorów optycznych, co umożliwia optyczną manipulację złożonymi obwodami mózgowymi.

Skalowalne macierze wtryskiwaczy płynowych do wirusowego targetowania nienaruszonych trójwymiarowych obwodów mózgowych

Źródło: Poland, R. i wsp. Mikroiniekcja mózgu gryzoni w celu zbadania molekularnych substratów umotywowanego zachowania. J. Vis. Exp. (2015)W tym filmie zestaw do mikroiniekcji wypełniony wodą, składający się ze strzykawki i rurki do mikrowstrzykiwaczy, służy do precyzyjnego dostarczania leku. Szczur z wszczepioną kaniulą prowadzącą jest poddawany celowanej mikroiniekcji mózgu, umożliwiającej dokładne podawanie środków terapeutycznych obudzonym zwierzętom przy minimalnym uszkodzeniu tkanek.

Oparte na mikroiniekcjach dostarczanie środka terapeutycznego do obudzonego mózgu gryzonia

Ostatnie ulepszenia w organotypowych preparatach do wycinania mózgu pozwoliły na ich wykorzystanie do zastosowań biotechnologicznych. Plastry organotypowe zachowują lokalne cechy strukturalne biologii in vivo, w tym funkcjonalne połączenia synaptyczne. Tutaj przedstawiamy regioselektywną biolistyczną metodę dostarczania do znakowania i genetycznej manipulacji tymi wycinkami.

Regioselektywne celowanie biolistyczne w organotypowych wycinkach mózgu przy użyciu zmodyfikowanego pistoletu genowego

Mechanizm leżący u podstaw terapeutycznych efektów operacji Głębokiej Stymulacji Mózgu (DBS) wymaga zbadania. Metody przedstawione w tym manuskrypcie opisują eksperymentalne podejście do badania zdarzeń komórkowych wywoływanych przez DBS poprzez analizę profilu ekspresji genów kandydujących, które mogą ułatwić neurogenezę po operacji DBS.

Analiza zmian ekspresji genów w hipokampie szczura po głębokiej stymulacji mózgu przedniego jądra wzgórza

MikroRNA odgrywają kluczową rolę w mózgu i są potencjalnymi celami do modelowania neurodegeneracji. Jednak zaburzanie poziomów miRNA jest trudne ze względu na krótką długość miRNA i niedostępność tkanki mózgowej. Ten film przedstawia metodę projektowania antagomiru i dostarczania specyficznego dla mózgu przy użyciu neuropeptydu u myszy.

Prosta alternatywa dla wstrzyknięcia stereotaktycznego w celu specyficznego dla mózgu knockdownu miRNA

Obecny protokół opisuje technikę infuzji mikrochirurgicznej u myszy, która skutecznie dostarcza substancje bezpośrednio do mózgu przez tętnicę szyjną wewnętrzną.

Technika infuzji mikrochirurgicznej myszy do celowanego dostarczania substancji do OUN przez tętnicę szyjną wewnętrzną

Celem tego projektu jest opracowanie interaktywnego, specyficznego dla pacjenta procesu modelowania, aby symulować efekty głębokiej stymulacji mózgu w czasie zbliżonym do rzeczywistego i dostarczyć istotnych informacji zwrotnych na temat tego, jak te urządzenia wpływają na aktywność neuronalną w mózgu.

Celowanie w szlaki włókien nerwowych w celu terapii głębokiej stymulacji mózgu przy użyciu interaktywnych, specyficznych dla pacjenta modeli

Ten protokół opisuje zestaw metod do identyfikacji specyficznej dla typu komórki funkcjonalnej łączności sygnałów dalekiego zasięgu z odległych obszarów mózgu za pomocą stymulacji optogenetycznej w wycinkach mózgu ex vivo.

Wewnątrzmózgowe zastrzyki stereotaktyczne in vivo do optogenetycznej stymulacji sygnałów wejściowych dalekiego zasięgu w wycinkach mózgu myszy

Ten protokół określa kroki niezbędne do dostarczenia genu poprzez skoncentrowanie ultradźwięków na otwarciu bariery krew-mózg (BBB), ocenę wynikowej ekspresji genu oraz pomiar aktywności neuromodulacyjnej receptorów chemogenetycznych za pomocą testów histologicznych.

Zogniskowane ultradźwięki indukowane otwieraniem bariery krew-mózg w celu celowania w struktury mózgu i oceny neuromodulacji chemogenetycznej

Elektroporacja organoidów mózgowych naczelnych zapewnia precyzyjne i skuteczne podejście do wprowadzania przejściowych modyfikacji genetycznych do różnych typów progenitorów i neuronów w systemie modelowym zbliżonym do rozwoju (pato)fizjologicznej kory nowej naczelnych. Pozwala to na badanie procesów neurorozwojowych i ewolucyjnych, a także może być stosowane do modelowania chorób.

Ukierunkowana mikroiniekcja i elektroporacja organoidów mózgowych naczelnych w celu modyfikacji genetycznej

Poznaj precyzyjną mikroiniekcję do głębokich struktur mózgu za pomocą szklanych igieł kapilarnych o świetle 50 μm. Ta metoda minimalizuje uszkodzenia mózgu i umożliwia dokładne dostarczanie leków, wektorów wirusowych oraz przeszczepów komórek w modelach gryzoni.

Celowanie w głębokie struktury mózgu za pomocą mikroiniekcji w celu dostarczania leków, wektorów wirusowych lub przeszczepów komórek (Wideo) | JoVE Journal

Celowanie w głębokie struktury mózgu za pomocą mikroiniekcji w celu dostarczania leków, wektorów wirusowych lub przeszczepów komórkowych

Przeglądaj więcej filmów