Name: Przygotowanie kultur neuronalnych z zarodków Drosophila w stadium Midgastrula (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2007-07-04T00:00:00.000+00:00
Duration: 13 min 7 s
Description: Naucz się przygotowywać pierwotne kultury neuronowe z zarodków Drosophila w stadium midgastrula. Ta metoda pozwala badać pobudliwość elektryczną i transmisję synaptyczną w neuronach.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Praca ta była wspierana przez grant NIH NS27501 przyznany DKOD. Dodatkowe wsparcie dla tej pracy pochodziło z grantu HHMI Professor przyznanego DKOD.

I. Zbiór zarodków Drosophila
<ol>
<li>Przygotowanie płytek do zbierania jaj <ol>
<li>Zagotować 200 ml dH2O z 8 g agaru</li>
<li>Schłodzić do 50°C</li>
<li>Dodać 2 ml EtOH i 2 ml kwasu octowego</li>
<li>Wlać do plastikowych naczyń Petri o średnicy 35 mm, dnem do góry</li>
<li>Schłodzić i przechowywać w szczelnym pojemniku w temperaturze 4°C</li>
<li>Pozwala to na przygotowanie około 80 płytek</li>
</ol></li>
<li>Przygotowanie pasty drożdżowej <ol>
<li>Rozpuścić aktywne drożdże piekarnicze marki Fleischmans w wodzie, aby utworzyć pastę</li>
<li>Podgrzewać w mikrofalówce przez 20-30 sekund, aby zabić drożdże (uważając, aby masa nie wykipiała)</li>
<li>Przechowywać w strzykawce 10 cc (bez igły) w temperaturze 4°C przez 2 tygodnie</li>
</ol></li>
<li>Muchy:&nbsp;Imago wykorzystywane do zbierania jaj są zazwyczaj najbardziej produktywne między 3 a 14 dniem po wyjściu z poczwarki, pod warunkiem, że miały dostęp do świeżego pokarmu. Wiele linii mutantów wykazuje obniżoną płodność, co może objawiać się mniejszą liczbą składanych jaj oraz zmianą wieku, w którym są one najbardziej produktywne. Zazwyczaj populacja składająca się z kilkuset osobników dorosłych zapewnia odpowiednią liczbę jaj.</li>
<li>Procedura: Nałożyć cienką warstwę pasty drożdżowej na płytkę do zbierania jaj. Stanowi ona korzystne podłoże do składania jaj. Przenieść dorosłe muchy do czystej butelki do zbierania jaj i przymocować płytkę do wylotu butelki za pomocą taśmy. Nie pozostawiać much w tych butelkach dłużej niż przez 3-4 godziny, ponieważ wilgotność wzrasta, a muchy przyklejają się do pasty i ścianek butelki.</li>
</ol>
II. Dechorionizacja embrionów przy użyciu podchlorynu sodu
<ol>
<li>Przygotować lejek Buchnera połączony z kolbą filtracyjną podłączoną do aspiratora. Włożyć do lejka kawałek papieru Whatman nr 1. Przy włączonej próżni zwilżyć papier sterylną wodą destylowaną.</li>
<li>Przepłukać embriony z płytek zbiorczych na papier filtracyjny, używając strumienia wody z butelki myjącej.</li>
<li>Przepłukać je kilkukrotnie sterylną wodą, wyłączyć aspirator, a następnie dodać objętość lejka 50% roztworu wybielacza. Pozostawić jaja na 5-10 minut. Choriony rozpuszczą się w ciągu 1-2 minut, jednak im dłużej embriony pozostaną w wybielaczu, tym więcej zanieczyszczających drożdży zostanie zniszczonych. Usunąć wszelkie osobniki dorosłe lub larwy, które spłynęły z płytki.</li>
<li>Przepłukać embriony do sterylnej płytki Petriego (NIE do hodowli tkankowej) sterylną wodą destylowaną. Wiele embrionów może przykleić się do dna płytki, jeśli nie została ona wcześniej zwilżona. Kilkukrotnie przepłukać embriony sterylną wodą w tej płytce.</li>
<li>Obezwzględnić embriony w świetle przechodzącym, aby wyselekcjonować te w stadium środkowej gastruli.</li>
</ol>
III. Przygotowanie kultur pojedynczych embrionów
<ol>
<li>Przygotuj DDM1 (patrz przepisy w sekcji IV)</li>
<li>Tuż przed hodowlą zlej wodę z naczynia z embrionami. Przykryj embriony sterylną pożywką.</li>
<li>Przygotuj 3 płytki Petriego o średnicy 35 mm. Do każdej płytki włóż 4 autoklawowane okrągłe szkiełka nakrywowe. Na każde szkiełko nanieś 5 µl pożywki. Używaj szkiełek nakrywowych Bellco z niską zawartością ołowiu. Bellco Biological Glassware 800-257-7043 Cat #1943-00012 </li>
<li>Wyciągnij cienkie pipety. Stosujemy pipety wyciągane za pomocą urządzenia Narishige PP-83. Dokładne wymiary pipety nie są kluczowe; zazwyczaj wyciągamy je cieńsze niż wymagane, a następnie odłamujemy końcówkę w tym samym polu widzenia co embrion, aby ocenić rozmiar. Należy unikać zbyt dużego otworu, aby nie zassać wszystkich embrionów naraz, ale końcówka nie może być zbyt mała, by zasysanie komórek trwało zbyt długo. Należy dążyć do uzyskania rozmiaru pośredniego. Obejrzyj embriony w świetle przechodzącym i użyj rurki do ssania ustnego podłączonej do pipety, aby usunąć zawartość embrionu. Rozprowadź komórki na przygotowanym szkiełku nakrywającym, delikatnie wypuszczając je jak najbliżej szkiełka. Można obejrzeć szkiełka przy większym powiększeniu i w ten sam sposób dodatkowo rozprowadzić komórki.</li>
<li>Pozostaw komórki nie dłużej niż przez 10 minut. Zalej płytkę pożywką i umieść w inkubatorze w atmosferze 4-5% CO2, jeśli używasz pożywki definiowanej. Temperatura powinna wynosić od 22-24°C. Standardowo stosujemy 23°C i 95% wilgotności. Wilgotność jest istotna, aby uniknąć odparowania. Można użyć standardowego inkubatora do hodowli ssaków umieszczonego w chłodni z temperaturą ustawioną na 23°C.</li>
</ol>
IV. Zdefiniowana pożywka DDM1 do hodowli kultur
<ol>
<li>Przygotowanie DMEM: Do 100 ml pożywki Ham's F12/DME (DMEM) (Irvine Scientific #9052). <ol>
<li>Dodać 0,476 g Hepes (20mM) (Sigma #H-3375). Wymieszać.</li>
<li>Dodać 1,25 ml L-Glutaminy 200 mM (Irvine Scientific #9317). Wymieszać.</li>
<li>Przefiltrować w komorze laminarnej przy użyciu octanowego filtra strzykawkowego 0,2 µm (wymagane są 2 filtry).</li>
<li>Wartość pH wynosi 6,64, a osmolalność Osm 288.</li>
<li>Przygotować alikwoty po 10ml w probówkach wirówkowych 15ml.</li>
<li>Przechowywać w temperaturze 4°C nie dłużej niż przez 2 tygodnie. Uwaga: Zawsze należy używać autoklawowanej wody filtrowanej i przygotowywać roztwory w naczyniach przeznaczonych wyłącznie do pożywek i suplementów. Nigdy nie wprowadzać do pożywki elektrody pH ani mieszadła magnetycznego używanego do innych celów. Aby przygotować DDM1: Dodać wymienione poniżej suplementy do DMEM bezpośrednio przed hodowlą. </li>
</ol></li>
<li>Do 10 ml DMEM dodać:
<ul>
<li>100 µl Transferryny</li>
<li>100 µl Putrescyny</li>
<li>100 µl Selenu</li>
<li>100 µl Progesteronu</li>
<li>50 µl Insuliny</li>
</ul>
</li>
</ol>

<ol><li>Rohrbough, J., O'Dowd, D. K., Baines, R. A., Broadie, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cellular+bases+of+behavioral+plasticity%3A+Establishing+and+modifying+synaptic+circuits+in+the+Drosophila+Genetic+System%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Cellular bases of behavioral plasticity: Establishing and modifying synaptic circuits in the Drosophila Genetic System.</a> J. Neurobiol. 54, 254-271 (2003).</li>
<li>O'Dowd, D. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Voltage-gated+currents+and+firing+properties+of+embryonic+Drosophila+neurons+grown+in+a+chemically+defined+medium%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Voltage-gated currents and firing properties of embryonic Drosophila neurons grown in a chemically defined medium.</a> J. Neurobiol. 27, 113-126 (1995).</li>
<li>Lee, D., O'Dowd, D. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fast+excitatory+synaptic+transmission+mediated+by+nAChR+in+cultured+Drosophila+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Fast excitatory synaptic transmission mediated by nAChR in cultured Drosophila neurons.</a> J. Neurosci. 19, 5311-5321 (1999).</li>
<li>Lee, D., O'Dowd, D. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cyclic-AMP-dependent+plasticity+at+excitatory+cholinergic+synapses+in+Drosophila+neurons%3A+Alterations+in+the+memory+mutant+dunce%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Cyclic-AMP-dependent plasticity at excitatory cholinergic synapses in Drosophila neurons: Alterations in the memory mutant dunce.</a> J. Neurosci. 20, 2104-2111 (2000).</li>
<li>Hodges, D. D., Lee, D., Boswell, K., Preston, C. F., Hall, L. M., O'Dowd, D. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((tipE+regulates+sodium-dependent+repetitive+firing+in+Drosophila+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Cell+Neurosci%22%5BJournal%5D)">tipE regulates sodium-dependent repetitive firing in Drosophila neurons.</a> Mol. Cell Neurosci. 19, 402-416 (2002).</li>
<li>Lee, D., Su, H., Dowd, O., K, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((GABA+receptors+containing+Rdl+subunits+mediate+fast+inhibitory+synaptic+transmission+in+Drosophila+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">GABA receptors containing Rdl subunits mediate fast inhibitory synaptic transmission in Drosophila neurons.</a> J. Neurosci. 23, 4625-4634 (2003).</li>
</ol>

W hodowlach Drosophila przygotowanych z embrionów na etapie środkowej gastruli neurony powstają z prekursorowych neuroblastów, z których wiele dzieli się przed różnicowaniem in vitro. System ten stwarza zatem wyjątkową okazję do badania czynników genetycznych i środowiskowych istotnych we wczesnych fazach rozwoju neuronalnego (Rohrbaugh et al., 2003). Wykazaliśmy, że neurony hodowane w prostej, zdefiniowanej pożywce różnicują się w neurony pobudliwe elektrycznie, które tworzą również funkcjonalne połączenia synaptyczne (...

<table><tbody><tr><td>Drosophila melanogaster</td><td>Zwierzę</td><td></td><td></td><td>Muszki owocówki</td></tr><tr><td>Transferryna</td><td>Odczynnik</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T-1147</td><td>Zapas 100x: 10 mg/ml w wodzie. Filtrować przez filtr strzykawkowy 0,2 µm (octan celulozy). Przechowywać w alikwotach 220 µl (do 20 ml DMEM) w temperaturze -20°C.</td></tr><tr><td>Insulina</td><td></td><td>Sigma-Aldrich</td><td>I-6634</td><td>Zapas 200x: 10 mg/ml w 0,05N HCl. Filtrować przez filtr strzykawkowy 0,2 µm (octan celulozy). Przechowywać w alikwotach 120 µl (do 20 ml DMEM) w temperaturze -20°C.</td></tr><tr><td>Putrescyna</td><td></td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P-5780</td><td>Zapas 100x: 10 mM w ddH2O. Filtrować przez filtr strzykawkowy 0,2 µm (octan celulozy). Przechowywać w alikwotach 220 µl (do 20 ml DMEM) w temperaturze -20°C.</td></tr><tr><td>Selen</td><td></td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S-5261</td><td>Zapas 100x: 3 µM w ddH2O. Włożyć 0,0051 g selenu do probówki 15 ml oznaczonej jako A (zapas 3 mM). Dodać 10 ml sterylnej wody. Przenieść 10 µl z probówki A do probówki B zawierającej 10 ml ddH2O (zapas 3 µM). Przefiltrować zawartość probówki B przez filtr strzykawkowy 0,2 µm (octan celulozy). Przechowywać w alikwotach 220 µl (do 20 ml DMEM) w temperaturze -20°C.</td></tr><tr><td>Progesteron</td><td></td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P-6149</td><td>Zapas 100x: 2 µg/ml. 1. Dodać 1 ml 100% EtOH do butelki z 0,001 g progesteronu. 2. Dodać 49 ml ddH2O. 3. Przenieść 1 ml tej mieszaniny do drugiej probówki z 9 ml ddH2O. 4. Filtrować przez filtr strzykawkowy 0,2 µm (octan celulozy). 5. Przechowywać w alikwotach 220 µl (do 20 ml DMEM) w temperaturze -20°C.</td></tr><tr><td>DDM1</td><td>Pożywka</td><td></td><td></td><td>Do 10 ml DMEM dodać z zapasów: 100 µl transferryny, 100 µl putrescyny, 100 µl selenu, 100 µl progesteronu, 50 µl insuliny.</td></tr><tr><td>Szalki Petriego</td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kryszalki</td><td></td><td>Bellco Glass</td><td>1943-00012</td><td>Szkło o niskiej zawartości ołowiu, autoklawowane.</td></tr><tr><td>Filtr papierowy</td><td></td><td>Whatman, GE Healthcare</td><td>#1</td><td></td></tr><tr><td>Strzykawka 10cc</td><td>Narzędzie</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td colspan="5">&lt;p&gt;Hodowle przygotowane w tej pożywce należy utrzymywać w inkubatorze z 5% CO2 w temperaturze około 22-24&amp;#x00B0;C. Stosujemy standardowy inkubator do hodowli tkanek ssaków, umieszczony w pomieszczeniu chłodniczym i ogrzewany do 23&amp;#x00B0;C. Zawsze należy używać autoklawowanej wody filtrowanej i przygotowywać roztwory w naczyniach przeznaczonych wyłącznie do pożywek i suplementów. Nigdy nie wprowadzać do pożywek miernika pH ani mieszadełka magnetycznego używanego do innych celów.&lt;/p&gt;</td></tr></tbody></table>

przygotowanie kultur neuronalnych z zarodków drosophila w stadium środkowej gastruli

Preparation of Neuronal Cultures from Midgastrula Stage Drosophila Embryos

Niniejszy film przedstawia procedurę przygotowania pierwotnych kultur neuronalnych z embrionów Drosophila na etapie środkowej gastruli. Zaprezentowano metody zbierania embrionów oraz ich dechorionizacji przy użyciu wybielacza. Za pomocą szklanej pipety przymocowanej do rurki do ssania ustnego pokazano usuwanie wszystkich komórek z pojedynczych embrionów. Przedstawiono metodę dyspersji komórek z każdego embrionu w małej (5 µl) kropli pożywki na niepowlekanej szklanej lamelce. Widok pod mikroskopem po 1 godzinie od wysiania ilustruje preferowaną gęstość komórek. Większość komórek, które przeżywają w zdefiniowanej pożywce, to neuroblasty, które dzielą się jeden lub więcej razy w kulturze, zanim w ciągu 12-24 godzin zaczną wysuwać wypustki neurytowe. Widok pod mikroskopem pokazuje stopień wzrostu i rozgałęzień neurytów oczekiwany w zdrowej kulturze w 2. dniu in vitro. Kultury są hodowane w prostej, zdefiniowanej pożywce wodorowęglanowej, w inkubatorze z 5% CO2 w temperaturze 22-24°C. Wypustki neurytowe nadal rozwijają się podczas pierwszego tygodnia hodowli, a po nawiązaniu kontaktu z neurytami sąsiednich komórek często tworzą funkcjonalne połączenia synaptyczne. Neurony w tych kulturach wykazują ekspresję napięciozależnych kanałów sodowych, wapniowych i potasowych oraz są elektrycznie pobudliwe. Ten system hodowli jest przydatny do badania molekularnych czynników genetycznych i środowiskowych regulujących różnicowanie neuronów, ich pobudliwość oraz tworzenie i funkcję synaps.

Niniejszy film demonstruje przygotowanie pierwotnych kultur neuronalnych z embrionów Drosophila w stadium środkowej gastruli. Widoki żywych kultur przedstawiają komórki 1 godzinę po wysianiu oraz zróżnicowane neurony po 2 dniach wzrostu w zdefiniowanym medium opartym na wodorowęglanach. Neurony te są elektrycznie pobudliwe i tworzą połączenia synaptyczne.

Przygotowanie kultur neuronalnych z zarodków Drosophila w stadium środkowej gastruli

Niniejszy materiał wideo przedstawia procedurę otrzymywania pierwotnych kultur neuronalnych z embrionów Drosophila w stadium środkowej gastrulacji. Metody zbierania embrionów ...

Nazywam się Diana Dowd i jestem profesorem w departamencie Biologii Rozwojowej i Komórkowej oraz Anatomii i Neurobiologii na UC Irvine. Dzisiaj zaprezentuję przygotowanie pierwotnych kultur neuronalnych z embrionów drosophila. Procedura ta polega na usunięciu wszystkich komórek z embrionu drosophila w stadium mid-gastrula i umieszczeniu ich w hodowli komórkowej.Kultury te wykorzystujemy do dokładnego zrozumienia, jakie geny i czynniki środowiskowe są istotne dla regulacji pobudliwości elektrycznej oraz przekaźnictwa synaptycznego między neuronami Drosophila. Aby rozpocząć tę procedurę, musimy zebrać embriony Drosophila. W tym celu pobieramy płytki do zbierania jaj i nakładamy na nie niewielką ilość pasty drożdżowej.Jest to korzystne podłoże dla dorosłych much do składania jaj. Umieszczamy te płytki w butelkach zawierających populację dorosłych much, zazwyczaj od stu do 200 osobników. Następnie pozwalamy dorosłym muchom składać jaja przez około dwie do trzech godzin.Następnie wyjmujemy płytki do zbierania jaj; są to embriony, których używamy w procedurze hodowli. Kolejnym krokiem w procedurze jest usuwanie błony chorionowej (dechorionizacja) z embrionów, co w praktyce oznacza usunię

preparation-neuronal-cultures-from-midgastrula-stage-drosophila

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Przygotowanie kultur neuronowych z zarodków Drosophila w stadium środkowego zawiązka

Niniejszy film prezentuje przygotowanie pierwotnych kultur neuronalnych z mózgów poczwarki Drosophila w późnym stadium rozwoju. Obrazy żywych kultur pokazują wypustki neurytów oraz obrazowanie poziomu wapnia z wykorzystaniem Fura-2.

Pierwotne kultury neuronalne z mózgów poczwarki Drosophila w późnym stadium rozwoju

In utero elektroporacja jest cenną metodą transfekcji neuronalnych komórek progenitorowych in vivo. W zależności od rozmieszczenia elektrod oraz momentu rozwojowego przeprowadzenia elektroporacji, można ukierunkować proces na określone podgrupy komórek kory mózgowej. Następnie komórki docelowe można analizować in vivo lub in vitro pod kątem efektów modyfikacji genetycznych.

Elektroporacja in utero z następującą po niej pierwotną hodowlą neuronów w celu badania funkcji genów w podzbiorze neuronów korowych

Przedstawiamy szczegółowy protokół przygotowania pierwotnych komórek wydzielonych z embrionów Drosophila. Zdolność do przeprowadzania skutecznej perturbacji RNAi, wraz z innymi molekularnymi, biochemicznymi i obrazowymi metodami analizy komórek, pozwoli na rozstrzygnięcie wielu kwestii badawczych w pierwotnych komórkach Drosophila.

Podstawowe hodowle komórkowe z embrionów Drosophila w stadium gastruli

Ten film przedstawia metodę hodowli neuronów dopaminergicznych z embrionalnej tkanki mózgowej myszy. Proces ten obejmuje leczenie śródmózgowia enzymem proteolitycznym, odłączenie komórek i wyhodowanie ich na pokrytych polimerem szkiełkach nakrywkowych w pożywce bogatej w składniki odżywcze z antybiotykami dla ich wzrostu i długoterminowej żywotności.

Hodowla i utrzymanie neuronów dopaminergicznych z embrionalnej tkanki mózgowej myszy

Ten film demonstruje protokół do identyfikacji czynników egzogennych, które inicjują reaktywację nerwowych komórek macierzystych mózgu Drosophila ze stanu spoczynku. Świeżo wyklute larwy są preparowane w celu wyizolowania ich mózgów, które są następnie hodowane w pożywce z lub bez hormonu testowego w celu oceny potencjału hormonu do indukowania reaktywacji i proliferacji nerwowych komórek macierzystych.

Analiza reaktywacji nerwowych komórek macierzystych w hodowanych eksplantatach mózgu Drosophila

Wideo pokazuje proces izolacji i hodowli neuronów dopaminowych ze śródmózgowia embrionów myszy. Izolowane brzuszne dno śródmózgowia jest dysocjowane za pomocą enzymów. Powstałe neurony dopaminowe są zbierane i przenoszone do mikrowysp wewnątrz płytek wielodołkowych. Komórki są inkubowane z pożywką neuronów dopaminowych, aby utrzymać komórki w dużej gęstości wewnątrz mikrowysp.

Izolacja i hodowla pierwotnych embrionalnych neuronów dopaminowych śródmózgowia myszy

Źródło: Jeong, S. Wizualizacja wzorca projekcji aksonalnej embrionalnych neuronów ruchowych u Drosophila. J. Vis. Exp. (2017)Ten film pokazuje wizualizację projekcji aksonalnych w zarodkach Drosophila. Znakowanie immunologiczne neuronów ruchowych, precyzyjna sekcja w celu odsłonięcia struktur neuronalnych oraz mikroskopia kontrastowa z różnicową interferencją łącznie ujawniają szczegółową architekturę neuronów, podkreślając wzorce projekcji aksonalnej.

Wizualizacja wzorców projekcji aksonalnej embrionalnych neuronów ruchowych u Drosophila

Komórki S2 Drosophila i hodowane neurony są świetnymi systemami do obrazowania transportu organelli napędzanych motorycznie in vivo. Tutaj opisujemy szczegółowe protokoły hodowli obu typów komórek, ich obrazowania i analizy transportu.

Transport organelli w hodowanych komórkach Drosophila: linia komórkowa S2 i neurony pierwotne.

Przyczyny degeneracji neuronów dopaminergicznych śródmózgowia podczas choroby Parkinsona nie są w pełni zrozumiałe. Systemy hodowli komórkowych stanowią niezbędne narzędzie do badania właściwości neurofizjologicznych tych neuronów. Poniżej przedstawiamy zoptymalizowany protokół, który może być wykorzystany do modelowania neurodegeneracji in vitro.

Izolacja, hodowla i długotrwałe utrzymanie pierwotnych śródmózgowiowych neuronów dopaminergicznych z embrionalnych mózgów gryzoni

Ta praca opisuje standardową metodę immunohistochemiczną do wizualizacji projekcji neuronów ruchowych zarodków Drosophila melanogaster w późnym stadium 16. Wyfiletowany preparat utrwalonych zarodków wybarwionych przeciwciałem FasII stanowi potężne narzędzie do scharakteryzowania genów wymaganych do znajdowania ścieżki aksonów ruchowych i rozpoznawania celów podczas rozwoju neuronalnego.

Wizualizacja wzorca projekcji aksonalnej embrionalnych neuronów ruchowych u Drosophila

Ustalono metodę reaktywacji uśpionych nerwowych komórek macierzystych w hodowanych eksplantatach mózgu Drosophila. Za pomocą tej metody można oddzielić rolę sygnałów ogólnoustrojowych od sygnałów wewnętrznych w tkance w regulacji spoczynku, wejścia i wyjścia nerwowych komórek macierzystych.

Reaktywacja nerwowych komórek macierzystych w hodowanych eksplantatach mózgu Drosophila

Naucz się przygotowywać pierwotne kultury neuronowe z zarodków Drosophila w stadium midgastrula. Ta metoda pozwala badać pobudliwość elektryczną i transmisję synaptyczną w neuronach.

Przygotowanie kultur neuronalnych z zarodków Drosophila w stadium środkowej gastruli

Przeglądaj więcej filmów