Name: Test tworzenia biofilmu na naczyniu mikromiareczkowym (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-01-30T18:00:00.000+00:00
Duration: 3 min 57 s
Description: Poznaj metodę szybkiego testowania tworzenia biofilmu bakteryjnego i grzybiczego na płytkach mikromiareczkowych z zastosowaniem barwienia krystalicznie fioletowym. Technika umożliwia jakościową i ilościową analizę dynamiki biofilmu.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dziękuję Sherry Kuchmie, Pete'owi Newellowi oraz Robertowi Shanksowi za udostępnienie obrazów przedstawionych na Rysunku 1. Praca ta była wspierana przez grant NIH R01AI083256 przyznany G.A.O.

1. Hodowla biofilmu
<ol>
<li>Hodować kulturę szczepu dzikiego Pseudomonas aeruginosa lub szczepu mutanty przez noc w pożywce bogatej (np. LB)</li>
<li>Rozcieńczyć kulturę nocną w stosunku 1:100 w świeżej pożywce do analiz biofilmu. Standardową pożywką do analiz biofilmu dla P. aeruginosa jest minimalna pożywka M63 uzupełniona o siarczan magnezu, glukozę i kwasy kasamino (patrz Tabela). Jako alternatywną pożywkę promującą tworzenie biofilmu, która stymuluje mniejszy wzrost planktoniczny i prowadzi do powstania bardziej wytrzymałego biofilmu, glukozę i kwasy kasamino można zastąpić argininą jako jedynym źródłem węgla i energii.</li>
<li>Dodać 10 μL rozcieńczenia do każdej studzienki w płytce 96-dołkowej. W przypadku analiz ilościowych zazwyczaj stosujemy 4-8 powtórzeń dla każdej serii badawczej.</li>
<li>Inkubować płytkę mikrotitryczną przez 4-24 h w temperaturze 37°C.</li>
</ol>
2. Barwienie biofilmu
<ol>
<li>Po inkubacji usunąć komórki, odwracając płytkę i wytrzepując ciecz.</li>
<li>Delikatnie zanurzyć płytkę w małym pojemniku z wodą (np. wykorzystując dno pudełka z końcówkami do pipety P100 jako pojemnika). Wytrzepać wodę. Powtórzyć ten proces drugi raz. Krok ten pomaga usunąć nieprzytwierdzone komórki oraz składniki pożywki, które mogłyby zostać zabarwione w kolejnym etapie, co znacząco obniża tło barwienia.</li>
<li>Do każdej studzienki płytki mikrotitracyjnej dodać 125 μL 0,1% roztworu fioletu krystalicznego w wodzie. Podczas przygotowywania roztworu należy używać rękawic i fartucha laboratoryjnego. Zachować ostrożność podczas odważania fioletu krystalicznego, ponieważ proszek jest higroskopijny i łatwo barwi odzież, skórę itp.</li>
<li>Inkubować płytkę mikrotitracyjną w temperaturze pokojowej przez 10-15 min.</li>
<li>Przepłukać płytkę 3-4 razy wodą, zanurzając ją w pojemniku z wodą zgodnie z powyższym opisem, a następnie wytrzepać i energicznie osuszyć na stosie ręczników papierowych, aby całkowicie usunąć z płytki nadmiar komórek i barwnika.</li>
<li>Odwrócić płytkę mikrotitracyjną dnem do góry i pozostawić do wyschnięcia przez kilka godzin lub przez noc.</li>
<li>W przypadku analiz jakościowych można wykonać zdjęcia wyschniętych studzienek.</li>
</ol>
3. Ilościowe oznaczanie biofilmu
<ol>
<li>Do każdego dołka płytki mikrotitracyjnej dodać 125 μL 30% kwasu octowego w wodzie w celu rozpuszczenia CV.</li>
<li>Inkubować płytkę mikrotitracyjną w temperaturze pokojowej przez 10-15 min.</li>
<li>Przenieść 125 μL rozpuszczonego CV do nowej płytki mikrotitracyjnej z płaskim dnem.</li>
<li>Zmierzyć absorbancję w czytniku płytek przy 50 nm, stosując 30% kwas octowy w wodzie jako próbę kontrolną (blank).</li>
</ol>
4. Reprezentatywne wyniki:
<img src="/files/ftp_upload/2437/2437fig1.jpg" alt="Wyniki analizy oczyszczania białek w probówkach i na płytce mikrotitracyjnej; porównanie spektroskopowe." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rycina 1. przedstawia reprezentacyjny wynik testów tworzenia biofilmu przeprowadzonych dla Pseudomonas aeruginosa, Pseudomonas fluorescens i Staphylococcus aureus(A) Widok z boku studzienki z biofilmem P. aeruginosa (8 godz., 37°C). (B) Widok z boku studzienki z biofilmem z P. fluorescens (6 godz., 30°C). (C) Widok z góry biofilmu utworzonego przez S. aureus w mikro płytce do miareczkowania o płaskim dnie (dwie studzienki, 24 godz. 37°C). P. aeruginosa i *P. fluorescens* oba organizmy są ruchliwe i tworzą biofilm na granicy fazy powietrze-ciecz. S. aureus jest nieruchomy i tworzy biofilm na dnie studzienki.

<ol><li>O'Toole, G. A., Kolter, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Initiation+of+biofilm+formation+in+Pseudomonas+fluorescens+WCS365+proceeds+via+multiple%2C+convergent+signalling+pathways%3A+a+genetic+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Initiation of biofilm formation in Pseudomonas fluorescens WCS365 proceeds via multiple, convergent signalling pathways: a genetic analysis.</a> Mol. Microbiol. 28, 449-461 (1998).</li>
<li>O'Toole, G. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aO%27Toole%2C+GA+%22Methods+in+Enzymology%22">Methods in Enzymology</a>. Doyle, R. J. , Academic Press. San Diego, CA. 91-109 (1999).</li>
<li>Mah, T. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+genetic+basis+for+Pseudomonas+aeruginosa+biofilm+antibiotic+resistance%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">A genetic basis for Pseudomonas aeruginosa biofilm antibiotic resistance.</a> Nature. 426, 306-310 (2003).</li>
<li>Kuchma, S. L., Connolly, J. P., O'Toole, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+three-component+regulatory+system+regulates+biofilm+maturation+and+type+III+secretion+in+Pseudomonas+aeruginosa%5BTitle%5D)+AND+%22J+Bacteriol%22%5BJournal%5D)">A three-component regulatory system regulates biofilm maturation and type III secretion in Pseudomonas aeruginosa.</a> J Bacteriol. 187, 1441-1454 (2005).</li>
<li>Caiazza, N. C., O'Toole, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((SadB+is+required+for+the+transition+from+reversible+to+irreversible+attachment+during+biofilm+formation+by+Pseudomonas+aeruginosa+PA14%5BTitle%5D)+AND+%22J+Bacteriol%22%5BJournal%5D)">SadB is required for the transition from reversible to irreversible attachment during biofilm formation by Pseudomonas aeruginosa PA14.</a> J Bacteriol. 186, 4476-4485 (2004).</li>
<li>Shanks, R. M., Sargent, J. L., Martinez, R. M., Graber, M. L., O'Toole, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Catheter+lock+solutions+influence+staphylococcal+biofilm+formation+on+abiotic+surfaces%5BTitle%5D)+AND+%22Nephrol+Dial+Transplant%22%5BJournal%5D)">Catheter lock solutions influence staphylococcal biofilm formation on abiotic surfaces.</a> Nephrol Dial Transplant. 21, 2247-2255 (2006).</li>
<li>Caiazza, N. C., Merritt, J. H., Brothers, K. M., O'Toole, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inverse+regulation+of+biofilm+formation+and+swarming+motility+by+Pseudomonas+aeruginosa+PA14%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Bacteriol%22%5BJournal%5D)">Inverse regulation of biofilm formation and swarming motility by Pseudomonas aeruginosa PA14.</a> J. Bacteriol. 189, 3603-3612 (2007).</li>
<li>Hinsa, S. M., Espinosa-Urgel, M., Ramos, J. L., O'Toole, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transition+from+reversible+to+irreversible+attachment+during+biofilm+formation+by+Pseudomonas+fluorescens+WCS365+requires+an+ABC+transporter+and+a+large+secreted+protein%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Transition from reversible to irreversible attachment during biofilm formation by Pseudomonas fluorescens WCS365 requires an ABC transporter and a large secreted protein.</a> Mol Microbiol. 49, 905-918 (2003).</li>
<li>Mack, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+transposon+mutants+of+biofilm-producing+Staphylococcus+epidermidis+impaired+in+the+accumulative+phase+of+biofilm+production%3A+genetic+identification+of+a+hexosamine-containing+polysaccharide+intracellular+adhesin%5BTitle%5D)+AND+%22Infect.+Immun%22%5BJournal%5D)">Characterization of transposon mutants of biofilm-producing Staphylococcus epidermidis impaired in the accumulative phase of biofilm production: genetic identification of a hexosamine-containing polysaccharide intracellular adhesin.</a> Infect. Immun. 62, 3244-3253 (1994).</li>
<li>Vidal, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+of+an+Escherichia+coli+K-12+mutant+strain+able+to+form+biofilms+on+inert+surfaces%3A+involvement+of+a+new+ompR+allele+that+increases+curli+expression%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Bacteriol%22%5BJournal%5D)">Isolation of an Escherichia coli K-12 mutant strain able to form biofilms on inert surfaces: involvement of a new ompR allele that increases curli expression.</a> J. Bacteriol. 180, 2442-2449 (1998).</li>
<li>Junker, L. M., Clardy, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-throughput+screens+for+small-molecule+inhibitors+of+Pseudomonas+aeruginosa+biofilm+development%5BTitle%5D)+AND+%22Antimicrob+Agents+Chemother%22%5BJournal%5D)">High-throughput screens for small-molecule inhibitors of Pseudomonas aeruginosa biofilm development.</a> Antimicrob Agents Chemother. 51, 3582-3590 (2007).</li>
</ol>

Nie zgłoszono konfliktów interesów.

Metodę tę można modyfikować w celu zastosowania u szerokiej gamy gatunków drobnoustrojów. Mikroorganizmy ruchliwe zazwyczaj przylegają do ścianek i/lub dna studzienek, podczas gdy mikroorganizmy nieruchliwe zazwyczaj przylegają tylko do dna studzienek. Optymalne warunki tworzenia biofilmu (tj. pożywka wzrostowa, temperatura, czas inkubacji) muszą zostać określone empirycznie dla każdego drobnoustroju. Zaleca się wykonanie wielu powtórzeń (4-8) dla każdego szczepu lub warunku oraz uwzględnienie kontroli pozytywnej, a jeśl...

<table><tbody><tr><td>1 X M63</td><td></td><td></td><td>Przygotować roztwór stokowy 5X M63, rozpuszczając 15 g KH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;, 35 g K&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;HPO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt; oraz 10 g (NH&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;)&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;SO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt; w 1 L wody. Ten roztwór zapasowy d&amp;#8211;Nie wymaga autoklawowania i może być przechowywane w temperaturze pokojowej. Rozcieńczyć roztwór stokowy 5X w stosunku 1:5, autoklawować, schłodzić, a następnie dodać wymagane składniki.</td></tr><tr><td>KH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;</td><td>Fisher Scientific</td><td>P285-500</td><td></td></tr><tr><td>K&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;HPO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;</td><td>Fisher Scientific</td><td>P288-500</td><td></td></tr><tr><td>(NH&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;)&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;SO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A5132</td><td></td></tr><tr><td>Siarczan magnezu</td><td>Fisher Scientific</td><td>M63-500</td><td>Dodać do stężenia końcowego 1 mM. Przygotować roztwór zapasowy 1 M w wodzie i wysterylizować w autoklawie.</td></tr><tr><td>Glukoza</td><td>Fisher Scientific</td><td>D16-3</td><td>Dodać do stężenia końcowego 0,2%. Przygotować roztwór stokowy o stężeniu 20% w wodzie i wysterylizować w autoklawie.</td></tr><tr><td>Aminokwasy kazeinowe</td><td>BD Biosciences</td><td>223050</td><td>Dodać do stężenia końcowego 0,5%. Przygotować roztwór stokowy o stężeniu 20% w wodzie i wysterylizować w autoklawie.</td></tr><tr><td>Arginina</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A5131</td><td>Dodać do stężenia końcowego 0,4%. Przygotować roztwór zapasowy o stężeniu 20% w wodzie i wysterylizować poprzez filtrację. To alternatywne źródło węgla/energii może zastąpić glukozę i kwasy kasamino.</td></tr><tr><td>Płytki mikrotitracyjne</td><td>BD Biosciences</td><td>353911</td><td>Falcon 3911, Microtest III, elastyczne płytki do analiz, 96 dołków, dno w kształcie litery U, nisterylne, bez modyfikacji powierzchniowej dla hodowli tkankowej.</td></tr><tr><td>Przykrywki do płytek mikrotitracyjnych</td><td>BD Biosciences</td><td>353913</td><td>Przykrywki można wykorzystać ponownie po oczyszczeniu ich 95% etanolowym roztworem w wodzie.</td></tr><tr><td>Fiolet krystaliczny</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>229641000</td><td>Przygotować jako 0,1% roztwór w wodzie.</td></tr></tbody></table>

analiza tworzenia biofilmu w płytkach mikrotitrowych

Microtiter Dish Biofilm Formation Assay

Biofilmy są społecznościami mikroorganizmów przytwierdzonymi do powierzchni, które można spotkać w środowiskach medycznych, przemysłowych i naturalnych. W rzeczywistości życie w biofilmie prawdopodobnie stanowi dominujący tryb wzrostu mikroorganizmów w większości środowisk. Dojrzałe biofilmy charakteryzują się kilkoma wyraźnymi cechami. Mikroorganizmy w biofilmach są zazwyczaj otoczone macierzą zewnątrzkomórkową, która zapewnia strukturę i ochronę społeczności. Mikroorganizmy rosnące w biofilmie posiadają również charakterystyczną architekturę, zazwyczaj składającą się z makrokolonii (zawierających tysiące komórek) otoczonych wypełnionymi płynem kanałami. Mikroorganizmy wyhodowane w biofilmach są znane z wysokiej odporności na szereg środków przeciwdrobnoustrojowych, w tym na antybiotyki o znaczeniu klinicznym.
Test w płytkach mikrotitracyjnych jest ważnym narzędziem do badania wczesnych etapów tworzenia się biofilmu; był on stosowany przede wszystkim do badania biofilmów bakteryjnych, choć wykorzystywano go również do badania tworzenia się biofilmów grzybiczych. Ponieważ test ten wykorzystuje statyczne warunki wzrostu okresowego, nie umożliwia on powstania dojrzałych biofilmów, które są typowo kojarzone z systemami przepływowymi. Niemniej jednak, metoda ta okazała się skuteczna w identyfikacji wielu czynników niezbędnych do inicjacji tworzenia biofilmu (np. wici, pili, adhezyn, enzymów zaangażowanych w wiązanie i metabolizm cyclic-di-GMP), a także genów zaangażowanych w produkcję zewnątrzkomórkowych polisacharydów. Co więcej, opublikowane prace wskazują, że biofilmy hodowane w płytkach mikrotitracyjnych wykształcają niektóre właściwości biofilmów dojrzałych, takie jak tolerancja na antybiotyki i oporność na efektory układu odpornościowego.
Ten prosty test w płytce mikrotitracyjnej umożliwia tworzenie się biofilmu na ściankach i/lub dnie płytki. Wysoka przepustowość tego testu sprawia, że jest on użyteczny w badaniach genetycznych, a także w testowaniu tworzenia biofilmu przez wiele szczepów w różnych warunkach wzrostu. Warianty tego testu były stosowane do oceny wczesnego tworzenia biofilmu dla szerokiej gamy drobnoustrojów, w tym między innymi pseudomonad, Vibrio cholerae, Escherichia coli, staphylocci, enterococci, mycobacteria oraz grzybów.
W opisanym tutaj protokole skupimy się na zastosowaniu tego testu do badania tworzenia biofilmu przez organizm modelowy Pseudomonas aeruginosa. W tym badaniu stopień tworzenia biofilmu mierzy się przy użyciu barwnika fioletowego krystalicznego (CV). W literaturze opisano jednak szereg innych barwników kolorymetrycznych i metabolicznych służących do ilościowego oznaczania tworzenia biofilmu w teście z wykorzystaniem płyt mikrotytrujnych. Prostota, niski koszt i elastyczność testu z płytkami mikrotytrujnymi sprawiły, że stał się on kluczowym narzędziem w badaniu biofilmów.

Analiza opisuje szybką metodę pomiaru wczesnego tworzenia się biofilmu przez bakterie i grzyby. Metoda ta wykorzystuje płytkę mikrotitracyjną jako podłoże do tworzenia biofilmu mikrobiologicznego, a sam biofilm jest wizualizowany przy użyciu fioletu krystalicznego. Analiza ta pozwala na jakościowe lub ilościowe oznaczenie wczesnego etapu tworzenia biofilmu.

Analiza tworzenia biofilmu w płytkach mikrotitrowych

Biofilmy to społeczności drobnoustrojów przytwierdzone do powierzchni, które można spotkać w środowiskach medycznych, przemysłowych i naturalnych. W rzeczywistości życie w biofilmie...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest utworzenie i zbadanie biofilmów w płytce mikrotitracyjnej. Osiąga się to poprzez dodanie kultury bakteryjnej do płytki 96-dołkowej. Następnie kulturę inkubuje się w odpowiedniej temperaturze i przez określony czas, w zależności od rodzaju mikroorganizmu, w celu zabarwienia biofilmu.Do każdej studni z bakteriami dodaje się fiolet krystaliczny, a następnie bakterie są przemywane. Na koniec wykonuje się zdjęcia studni i przeprowadza ilościowe określenie liczby bakterii. W rezultacie można uzyskać dane wykazujące akumulację i tworzenie się biofilmów w czasie poprzez pomiar ilości fioletu krystalicznego.Główną zaletą tej metody jest to, że pozwala ona badaczom na szybką ocenę tworzenia biofilmu przez organizmy bakteryjne i grzybowe. Może ona zostać również skonfigurowana do wysokoprzepustowych przesiewów genetycznych lub do identyfikacji nowych związków terapeutycznych hamujących tworzenie biofilmu. Przygotować pięciomililitrową kulturę nocną szczepu Pseudomonas typu dzikiego, aerogen lub szczepu mutantowego.W podłożu LB rozcieńcz 10 µL kultury w jednym ml świeżego, minimalnego podłoża M 63 uzupełnionego o magnez, siarczan, glukozę i kwasy kasino. Następnie za pomocą pipety przenieś 100 µL rozcieńczonej kultury do oddzielnych dołków płytki 96-dołkowej z okrągłym dnem. Inkubuj płytkę w temperaturze 37 °C przez okres od 4 do 24 godzin, aby umożliwić wzrost biofilmu.Po uformowaniu się biofilmów należy wyjąć płytkę z inkubatora i usunąć nadsączki hodowlane poprzez odwrócenie płytki i wytrząśnięcie cieczy. Następnie należy delikatnie zanurzyć płytkę w małej kuwecie z wodą, aby wypłukać wszelkie pozostałe niezwiązane komórki lub składniki pożywki, które mogłyby spowodować barwienie tła. Należy wytrząsnąć wodę, osuszyć płytkę i powtórzyć proces płukania.Po oczyszczeniu płytki należy dodać 125 µL do każdego dołka 0,1% roztworu fioletu krystalicznego. Aby zabarwić komórki, inkubować płytkę w temperaturze pokojowej przez 10 do 15 minut.Następnie wypłucz płytkę trzy lub cztery razy, zgodnie z wcześniejszą demonstracją. Po ostatnim płukaniu energicznie osusz płytkę, przykładając ją do stosu ręczników papierowych w celu usunięcia nadmiaru cieczy, a następnie odwróć płytkę do góry dnem i pozostaw do wyschnięcia na kilka godzin. Gdy płytka wyschnie, dożewki można sfotografować aparatem cyfrowym, aby ocenić jakość biofilmów.Jak pokazano tutaj, bakterie ruchliwe, takie jak Pseudomonas aerogenes po lewej i Pseudomonas fluorescence po prawej, mają tendencję do tworzenia biofilmu w miejscu styku fazy powietrznej i ciekłej podczas jego wzrostu. Z kolei bakterie Staphylococcus aureus, które są nieruchome, tworzą biofilmy na dnie studzienek. Aby przeprowadzić ilościowe oznaczenie biofilmów, należy najpierw dodać 125 µL 30% kwasu octowego do każdej studzienki, w tym do studzienki kontrolnej zawierającej sam kwas octowy, a następnie inkubować płytkę w temperaturze pokojowej przez 10 do 15 minut, aby umożliwić rozpuszczenie fioletu krystalicznego zatrzymanego w biofilmach.Następnie przenieś 125 µL rozpuszczonego barwnika z każdej studni do nowej 96-dołkowej mikropłytki z płaskim dnem. Za pomocą czytnika płytek zmierz absorbancję w każdej studni przy długości fali 550 nm. Stężenie fioletu krystalicznego w każdej studni jest proporcjonalne do liczby komórek w biofilmie.Wykres ten przedstawia ilościowe określenie tworzenia i akumulacji biofilmu przez Pseudomonas fluorescence w czasie podczas inkubacji w temperaturze 37 °C. Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo posiadać dogłębną wiedzę na temat przeprowadzania testu biofilmu na płytce 96-dołkowej, stosowanego w połączeniu z innymi metodami, takimi jak mikroskopia. Może on w znacznym stopniu przyczynić się do zrozumienia procesu tworzenia biofilmu.

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologia i infekcje

Test pokrycia powierzchni płytki mikrotytrowowej bakteriami

Opisujemy prostą, szybką i niezawodną metodę tworzenia biofilmów Candida albicans z wykorzystaniem 96-dołkowych płytek mikrotytacyjnych oraz jej przydatność w badaniu wrażliwości komórek wewnątrz biofilmów na środki przeciwgrzybicze.

Metoda z wykorzystaniem 96-dołkowej płytki mikrotytrującej do monitorowania tworzenia się i badania wrażliwości przeciwgrzybiczej biofilmów Candida albicans

Ten film demonstruje test do badania przesiewowego związków przeciwdrobnoustrojowych, które skutecznie eliminują biofilmy za pomocą płytki kołkowej. Metodologia ta monitoruje stan metaboliczny biofilmu po poddaniu działaniu związków przeciwdrobnoustrojowych, ułatwiając określenie minimalnego stężenia eradykacji biofilmu.

Test biofilmu na płytce kołkowej do badań przesiewowych środków przeciwbakteryjnych

Film pokazuje test przylegania do fazy stałej do oceny tworzenia biofilmu. W płytce wielodołkowej bakterie w pożywce uzupełnionej solą żółciową przylegają do powierzchni stałych, tworząc biofilmy, co potwierdza kolorymetria poprzez barwienie fioletem krystalicznym i obróbkę etanolem.

Test przylegania do fazy stałej w celu oceny tworzenia się biofilmu

Film prezentuje test dyspersji biofilmu przy użyciu płytki wielodołkowej. Leczenie buforem i glukozą demontuje biofilm, uwalniając bakterie, podczas gdy sole żółciowe wywołują stres, zatrzymując bakterie w ochronnej zewnątrzkomórkowej substancji polimerowej. Wyższa dyspersja z buforem i glukozą potwierdza udany demontaż biofilmu, oszacowany na podstawie pomiaru jednostek tworzących kolonie.

Wykrywanie demontażu biofilmu za pomocą testu dyspersyjnego

Większość infekcji bakteryjnych wytwarza biofilm. Ze względu na środowisko, w którym działają, bakterie związane z biofilmem są często fenotypowo odporne na leki. Nowe cząsteczki przeciwbakteryjne, które zabijają bakterie w biofilmach, mają zatem wysoki priorytet. Opracowujemy test do szybkiego badania przesiewowego pod kątem związków przeciwdrobnoustrojowych, które są skuteczne w zwalczaniu biofilmów.

Celowanie w Staphylococcus aureus związany z biofilmem za pomocą testu wrażliwości na leki opartego na resazurynie

To badanie przedstawia rozwój powtarzalnych metodologii badania inhibitorów biofilmu i ich wpływu na wielokomórkowość Bacillus subtilis.

Metodologie badania biofilmów B. subtilis jako modelu charakteryzującego małocząsteczkowe inhibitory biofilmu

Infekcje biofilmowe wykazują wysoką tolerancję na chemioterapię. Żaden pojedynczy test nie oddaje złożoności biofilmów. Zamiast tego potrzebne są testy uzupełniające. Przedstawiamy platformę przesiewową (opracowaną dla S. aureus), która łączy testy żywotności, biomasy i matrycy biofilmu. Pozwala to na odkrywanie leków przeciwbiofilmowych, w tym ocenę długoterminowych efektów chemioterapeutycznych.

Platforma testów antybiofilmowych dostosowana do eksploracji bibliotek związków naturalnych

Ten protokół umożliwia czytelnikowi analizę powstawania biofilmu wywołanego solą żółciową w patogenach jelitowych przy użyciu wieloaspektowego podejścia do uchwycenia dynamicznej natury biofilmów bakteryjnych poprzez ocenę przylegania, tworzenia matrycy substancji polimerowej zewnątrzkomórkowej i dyspersji.

Tworzenie biofilmu wywołanego solą żółciową w patogenach jelitowych: techniki identyfikacji i kwantyfikacji

Ten protokół przedstawia metodologię wykonywania pomiarów wzrostu biofilmu i biomasy przy użyciu samodzielnie zmontowanych urządzeń do płytek PCR z głębokiej studni do wysokoprzepustowego 96-dołkowego statycznego przesiewania biofilmu z pokrywą potwierdzoną.

Wytwarzanie większej biomasy biofilmu bakteryjnego za pomocą urządzeń do mikropłytek głębinowych PCR-Plate

Protokół oparty na 96-dołkowej płytce mikromiareczkowej przy użyciu testu redukcji 2,3-bis(2-metoksy-4-nitro-5-sulfofenylo)-5-karboksyanilid-2H-tetrazolium (XTT) jest opisany tutaj, w celu zbadania wpływu przeciwciał na biofilmy utworzone przez C. tropicalis. Ten protokół in vitro może być wykorzystany do sprawdzenia wpływu potencjalnych nowych związków przeciwgrzybiczych na aktywność metaboliczną komórek gatunku Candida w biofilmach.

Rozpuszczalny test redukcyjny na bazie tetrazoliu do oceny wpływu przeciwciał na biofilmy Candida tropicalis

Poznaj metodę szybkiego testowania tworzenia biofilmu bakteryjnego i grzybiczego na płytkach mikromiareczkowych z zastosowaniem barwienia krystalicznie fioletowym. Technika umożliwia jakościową i ilościową analizę dynamiki biofilmu.

Analiza tworzenia biofilmu w płytkach mikrotitrowych

Przeglądaj więcej filmów